Name: In Vivo Imaging and Quantitation of the Host Angiogenic Response in Zebrafish Tumor Xenografts (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2019-08-14T14:00:00.000+00:00
Duration: 11 min 7 s
Description: Aprende a cuantificar la respuesta angiogénica en xenoinjertos tumorales usando larvas de pez cebra transgénico. Este método permite medir con precisión la vascularización en modelos in vivo para investigación oncológica.

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Agradecemos al Sr. Alhad Mahagaonkar por administrar las instalaciones de peces cebra de la Universidad de Auckland y la Unidad de Investigación de Imágenes Biomédicas de la Facultad de Ciencias Médicas de la Universidad de Auckland, por su asistencia en la microscopía confocal de lapso de tiempo. Este trabajo fue apoyado por una subvención del proyecto del Consejo de Investigación Sanitaria de Nueva Zelanda (14/105), una Beca de Proyecto del Fondo Marsden de la Royal Society of New Zealand (UOA1602) y una Beca de Proyecto de la Fundación de Investigación Médica de Auckland (1116012) otorgada a J.W.A.

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</ol>

Los autores no tienen nada que revelar.

El primer paso crítico en el protocolo es la implantación de células tumorales. Es esencial que las células se inyecten en un lugar que permita que el xenoinjerto se implante con éxito en el embrión sin hacer que el embrión sea edematoso. Una inyección demasiado anterior puede permitir que las células se muevan hacia el corazón, bloqueando el torrente sanguíneo y provocando edema, mientras que una inyección demasiado posterior dará lugar a un xenoinjerto mal implantado. Una inyección anterior se evita mejor insertando la...

La angiogénesis es una de las señas de identidadclásicas del cáncer y representa un objetivo de la terapia contra el cáncer 1,2. Para estudiar este proceso, se han creado modelos de xenoinjerto de cáncermediante la implantación de células tumorales de mamíferos en animales como ratones 3. También se ha desarrollado un modelo de xenoinjerto de pez cebra, que implica la implantación de células tumorales en 2 días después de la fertilización (dpi) peces cebra que resulta en el crecimiento rápido de los vasos sanguíneos del pez cebra en el xenoinjerto4.
Este protocolo describe un modelo de xenoinjerto tumoral de embrión de pez cebra in vivo en el que la respuesta angiogénica se puede cuantificar con precisión en todo el xenoinjerto. Este método permite al investigador examinar, in vivo, los mecanismos moleculares que sustentan la respuesta angiogénica tumoral. La traibilidad genética del pez cebra permite interrogar la contribución del huésped, mientras que la selección de diferentes líneas celulares tumorales permite examinar también la contribución tumoral a la angiogénesis5,6,7. Además, como las larvas de pez cebra son permeables a moléculas pequeñas, se pueden utilizar inhibidores de víaespecíficos específicos o se pueden analizar bibliotecas de medicamentos para identificar nuevos inhibidores de la angiogénesis tumoral8,9,10, 11.
El modelo de xenoinjerto de embrión de pez cebra presenta ventajas únicas en comparación con otros modelos de xenoinjerto de mamíferos. Los xenoinjertos de pez cebra son más baratos y fáciles de realizar,se puede examinar un gran número de animales y las imágenes de células vivas permiten un examen detallado del comportamiento celular 4. A diferencia de otros modelos in vivo, que requieren hasta varias semanas para observar un crecimiento significativo de los vasos, se puede observar angiogénesis en xenoinjertos de peces cebra dentro de las 24 horas después de la implantación3,4. Sin embargo, la falta de un sistema inmunitario adaptativo en el pez cebra embrionario, aunque beneficioso para mantener el xenoinjerto, significa que no se puede examinar la respuesta inmune adaptativa y su contribución a la angiogénesis tumoral. Además, la falta de células estromales tumorales, la incapacidad para implantar ortotótopopicamente el tumor y la diferencia en la temperatura de mantenimiento entre el pez cebra y las células de mamíferos son posibles debilidades de este método. Sin embargo, la amenabilidad de este modelo para la toma de imágenes en vivo y la capacidad de cuantificar con precisión la respuesta angiogénica hace que sea excepcionalmente beneficioso para el estudio de los procesos celulares que regulan la angiogénesis tumoral in vivo.

<table><tbody><tr><td>Cilindro de aire</td><td>BOC</td><td>011G</td><td>Xenotrasplante</td></tr><tr><td>Células B16-F1</td><td>ATCC</td><td></td><td>Cultivo celular</td></tr><tr><td>BD Matrigel Libre de LDEV (mezcla de matriz extracelular)</td><td>Corning</td><td>356235</td><td>Xenotrasplante</td></tr><tr><td>Capilares de vidrio de borosilicato</td><td>Warner Instruments</td><td>G100T-4</td><td>OD = 1,00 mm, ID = 0,78 mm, Longitud = 10 cm</td></tr><tr><td>Célula de inyección plato de cultivo de 35 mm de diámetro</td><td>Thermofisher NZ NUN153066</td><td></td><td>Cría de peces</td></tr><tr><td>Plato de cultivo celular de 100 mm de diámetro</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>CLS430167-500EA</td><td>Cría de peces</td></tr><tr><td>Matraz de cultivo celular de 75 cm2</td><td>In Vitro Technologies</td><td>COR430641</td><td>Cultivo celular</td></tr><tr><td>CellTracker Green</td><td>Invitrogen</td><td>C2925</td><td>Etiquetado de células, concentración de existencias (10 mM en DMSO), concentración de trabajo (0,2 &mu; M en medios sin suero)</td></tr><tr><td>Dimetilsulfóxido</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>D8418</td><td>Tratamiento farmacológico, Marcaje celular</td></tr><tr><td>E3 Medio (60x en 2 L de agua) 34,8 g NaCl 1,6 g KCl 5,8 g CaCl2&middot; 2H2O 9,78 g MgCl2&middot; 6H2O ajustar a pH 7.2 con NaOH</td><td>En casa [1]</td><td></td><td>Cría de peces</td></tr><tr><td>Etil-3-aminobenzoato metanosulfonato (Tricaína)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>E10521</td><td>Xenotrasplante, Imagen</td></tr><tr><td>Punta de filtro 1,000 &mu; L</td><td>VWR</td><td>732-1491</td><td>Se utiliza durante varios pasos</td></tr><tr><td>Punta de filtro 200 &mu; L</td><td>VWR</td><td>732-1489</td><td>Se utiliza durante varios pasos</td></tr><tr><td>Punta de filtro 10 &mu; L</td><td>VWR</td><td>732-1487</td><td>Se utiliza en varios pasos</td></tr><tr><td>Microscopio de fluorescencia</td><td>Leica</td><td>MZ16FA</td><td>Preparación de embriones</td></tr><tr><td>FBS (origen NZ)</td><td>Thermofisher Scientific</td><td>10091148</td><td>Guantes de cultivo celular</td></tr><tr><td></td><td>Cualquier marca</td><td></td> comercial <td>Se utiliza durante varios pasos</td></tr><tr><td>Hemotómetro Cámara de recuento de células Neubauer</td><td>HawksleyVet</td> <td>mejoradoAC1000</td><td>Xenotrasplante</td></tr><tr><td>Heraeus Multifuge X3R Centrífuga</td><td>Thermofisher Scientific</td><td>75004500</td><td>Cultivo celular, Marcaje celular</td></tr><tr><td>Hoechst 33342</td><td>Thermofisher Scientific</td><td>62249</td><td>Etiquetado celular, Concentración de stock (1 mg/ml en DMSO), concentración de trabajo (6 &mu; g/ml en medios sin suero)</td></tr><tr><td>Bajo punto de fusión, Agarosa ultrapura Thermofisher</td><td>Scientific</td><td>16520050</td><td>Imaging</td></tr><tr><td>Metilcelulosa</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>9004 67 5</td><td>Xenotrasplante</td></tr><tr><td>Azul de metileno</td><td>sigma-Aldrich</td><td>M9140</td><td>Microcargador de cría</td></tr><tr><td>de peces 0.5-20 &mu; Punta de pipeta en L para la carga de microcapilares</td><td>Eppendorf</td><td>5242956003</td><td>Xenotransplantation</td></tr><tr><td>Micropipetas</td><td>Cualquier marca</td><td></td> comercial <td>Se utiliza durante varios pasos</td></tr><tr><td>Extractor de micropipetas P 87</td><td>Sutter Instruments</td><td></td><td>Xenotransplantation Incubadora</td></tr> de <tr><td>jaula para microscopio</td><td>Okolab</td><td></td><td>Imágenes time-lapse</td></tr><tr><td>Microondas</td><td>Cualquier marca comercial</td><td></td><td>Imagen</td></tr><tr><td>Aceite mineral</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>M3516</td><td>Xenotrasplante</td></tr><tr><td>Medios Esenciales Mínimos (MEM) - alpha</td><td>Thermofisher Scientfic 12561056</td><td></td><td>Cultivo</td></tr><tr><td>Celular MPPI-2 Inyector de Presión</td><td>Instrumentación</td><td></td> Científica Aplicada <td>Xenotrasplante</td></tr><tr><td>Micromanipulador Narishige</td><td>Grupo</td><td></td> <td>NarishigeXenotrasplante</td></tr><tr><td>Nikon D Eclipse C1 Microscopio confocal</td><td>Nikon</td><td></td><td>Imaging</td></tr><tr><td>N-feniltiourea (PTU)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P7629</td><td>Cría de peces</td></tr><tr><td>PBS</td><td>Gibco</td><td>10010023</td><td>Cultivo celular</td></tr><tr><td>Penicilina Estreptomicina</td><td>Life Technologies</td><td>15140122</td><td>Cultivo celular</td></tr><tr><td>S1 llenadora de pipetas</td><td>Thermoscientific</td><td>9501</td><td>Cultivo celular</td></tr><tr><td>Stripette serológico 10 mL</td><td>Corning</td><td>4488</td><td>Cultivo celular</td></tr><tr><td>Stripette serológico 25 mL</td><td>Corning</td><td>4489</td><td>Cultivo celular</td></tr><tr><td>Stripette serológico 5</td><td>mL Corning</td><td>4485</td><td>Cultivo celular</td></tr><tr><td>Stripette serológico 2 mL</td><td>Corning</td><td>4486</td><td>Cultivo celular</td></tr><tr><td>Aguja Terumo 22 g</td><td>Amtech</td><td>SH 182</td><td>Cría de peces</td></tr><tr><td>Incubadora de cultivo de tejidos</td><td>Thermofisher Scientfic</td><td>HeraCell 150i</td><td>Cultivo celular</td></tr><tr><td>Tivozanib (AV951)</td><td>AVEO Pharmaceuticals</td><td>Tratamiento farmacológico</td>Pipeta de transferencia 3 mL Mediray RL200C Cría de peces Tripsina/EDTA (0,25%)Life Technologies T4049 Pinzas <td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr> de <tr><td></td><td></td><td></td><td>cultivo celular</td></tr><tr><td></td><td>Fine Science Tools</td><td>11295-10</td><td>Cría de peces</td></tr><tr><td>Volocity Software (v6.3)</td><td>Improvision/Perkin Elmer</td><td></td><td>Análisis de imágenes</td></tr></tbody></table>

in vivo imaging and quantitation of the host angiogenic response in zebrafish tumor xenografts

In Vivo Imaging and Quantitation of the Host Angiogenic Response in Zebrafish Tumor Xenografts

La angiogénesis tumoral es un objetivo clave de la terapia contra el cáncer y este método ha sido desarrollado para proporcionar un nuevo modelo para estudiar este proceso in vivo. Un xenoinjerto de pez cebra se crea implantando células tumorales de mamíferos en el espacio perivitelina de dos embriones de pez cebra de post-fertilización de días, seguido de medir la extensión de la respuesta angiogénica observada en un punto final experimental de hasta dos días postimplantación. La ventaja clave de este método es la capacidad de cuantificar con precisión la respuesta angiogénica del huésped de pez cebra al injerto. Esto permite un examen detallado de los mecanismos moleculares, así como de la contribución del huésped contra el tumor a la respuesta angiogénica. Los embriones xenoinjerados pueden ser sometidos a una variedad de tratamientos, como la incubación con posibles fármacos anti-angiogénesis, con el fin de investigar estrategias para inhibir la angiogénesis tumoral. La respuesta angiogénica también puede ser imagen en vivo con el fin de examinar procesos celulares más dinámicos. La técnica experimental relativamente poco exigente, los costos de mantenimiento baratos del pez cebra y la breve línea de tiempo experimental hacen que este modelo sea especialmente útil para el desarrollo de estrategias para manipular la angiogénesis tumoral.

Mediante la toma de imágenes de un xenoinjerto individual a 6, 24 y 48 hpi, la respuesta angiogénica en diferentes puntos de tiempo se puede calcular como se muestra en la Figura 1A-C. La respuesta angiogénica más grande se observa entre 24-48 h después de la implantación, con los niveles máximos de vascularización del injerto observados alrededor de 2 dpi (Figura1A-C). Una película de lapso de t...

El objetivo de este método es generar un modelo in vivo de angiogénesis tumoral mediante células tumorales de mamíferos xenografting en un embrión de pez cebra que tiene vasos sanguíneos marcados fluorescentemente. Mediante la toma de imágenes del xenoinjerto y los vasos asociados, se puede obtener una medición cuantitativa de la respuesta angiogénica.

Tumor angiogenesis is a key target of anti-cancer therapy and this method has been developed to provide a new model to study this process in vivo. A ...

Este protocolo describe cómo se pueden utilizar las larvas transgénicas de peces cebra para proporcionar un ensayo cuantitativo in vivo de la vascularización del xenoinjerto tumoral. La principal ventaja de esta técnica sobre las técnicas anteriores es que permite al investigador cuantificar con precisión los cambios en los niveles de vascularización del xenoinjerto. El paso clave es asegurar que las células tumorales se inyectan correctamente en larvas de pez cebra para que los pasos posteriores de diagnóstico por imágenes y cuantificación no se vean comprometidos.Después de cultivar y etiquetar células B16-F1 con tinte fluorescente, comience a preparar embriones para la implantación. Llene un plato de 35 milímetros con una solución de 2% metilcelulosa en E3 a una cuarta parte del volumen del plato. Con una pipeta de transferencia, coloque aproximadamente 50 embriones transgénicos previamente preparados en la metilcelulosa mientras minimiza el volumen de la solución E3 transferida.Usando una punta de pipeta microcapillar, organizar los embriones de modo que todos estén orientados verticalmente con la cabeza hacia arriba, colas hacia abajo, y el embrión con su lado izquierdo hacia arriba. Agregue 50%ECM a un pellet de célula B16-F1 previamente preparado para producir una mezcla de células a ECM en una proporción de dos a uno. Mezclar bien pipeteando y revolviendo, y almacenar la mezcla en hielo.Utilice una pipeta microcapillar para tomar hasta tres a 10 microlitros de células. Inserte cuidadosamente la punta de la pipeta en una aguja de microinyección previamente preparada y luego expulse la mezcla de matriz B16-F1 en el extremo de la aguja. Inserte la aguja en el soporte de la aguja e incline en un ángulo de 45 grados con respecto al plato.Use pinzas para romper la punta de la aguja para hacer un agujero lo suficientemente grande como para que las células sean expulsadas de la aguja sin apretar las células. Encienda el cilindro de aire presurizado conectado al aparato de inyección y, a continuación, encienda momentáneamente el inyector en modo continuo durante no más de un segundo para empujar las células a la punta de la aguja. Apunte la aguja hacia el saco de yema de un embrión, y empújela a través del saco de yema en una dirección ventral hasta que la punta de la aguja haya emergido del saco de la yema y esté empujando la epidermis embrionaria en el lado ventral del embrión, sólo posterior al corazón.Empuje cuidadosamente y ligeramente la punta de la aguja hacia adelante hasta que haya creado un pequeño espacio entre la epidermis y la membrana del saco de yema. Pulse el inyector para expulsar parte de la mezcla celular en este espacio de perivitellina. Observe cuidadosamente el tamaño, la forma y la ubicación del xenoinjerto a medida que se está implantando, y ajuste el número de pulso y la posición de la aguja en consecuencia para asegurar un xenoinjerto correctamente implantado.Repita los pulsos hasta que se hayan inyectado entre 500 y 800 células en el espacio de la perivitellina, creando una protuberancia visible que se extiende al menos la mitad del camino a lo largo de la parte inferior del saco de yema. Retire la aguja del embrión. Después de inyectar todos los embriones, utilice una punta de pipeta microcapilar para empujar todos los embriones juntos para que puedan ser pipetados con la menor metilcelulosa posible.Transfiera los embriones a un plato de recuperación que contenga E3 con PTU y azul de metileno. A continuación, pipetee suavemente E3 alrededor de los embriones para lavarlos, y luego incubar a 34 grados centígrados. A continuación, imagine embriones anestesiados utilizando un microscopio confocal.Utilice un canal láser adecuado para que las células tumorales determinen un volumen a tomar imágenes, lo que permite al menos una o dos secciones ópticas a ambos lados del injerto. Utilice intervalos de sección que estén separados por unos cinco micrómetros para crear una pila Z. Utilice imágenes de dos canales para tomar imágenes tanto de los vasos sanguíneos como del xenoinjerto tumoral.Imagen del xenoinjerto tumoral y los vasos sanguíneos de una larva, y repita estos pasos para cada larva a tomar imágenes. Para comenzar con la cuantificación de la respuesta angiogénica al xenoinjerto de pez cebra, transfiera los archivos de imagen confocal de pila Z creados previamente de un xenoinjerto tumoral a una nueva carpeta en el software de análisis de imágenes 3D. Para crear el protocolo de volumen tumoral para medir el volumen de xenoinjerto tumoral, vaya a la pestaña Medición en el menú superior de la ventana y, a continuación, desde la lista de protocolos que aparece, arrastre el protocolo denominado Buscar objetos al espacio que se titula Arrastrar tareas aquí para realizar mediciones.Después de asegurarse de que este protocolo está configurado para medir objetos en el canal tumoral, arrastre los protocolos denominados Clip To ROIs y Make ROI From Population desde la lista de protocolos hasta el espacio Drag Tasks Here To Make Measurements, asegurándose de que estos dos comandos se aplican a los objetos identificados por Buscar objetos. Antes de calibrar la configuración de este protocolo, vaya al menú desplegable situado encima de la etiqueta Modo en la parte superior izquierda de la ventana y seleccione la vista Enfoque extendido. Anule la selección de los canales no tumorales en el panel del extremo derecho haciendo clic en el círculo negro debajo de cada encabezado del canal para que solo se pueda ver el canal tumoral.A continuación, utilice la herramienta Mano alzada en la parte superior de la ventana para dibujar una región de interés, o ROI, alrededor de todo el volumen del tumor. En el panel debajo de la imagen, seleccione la etiqueta Resumen y, a continuación, establezca la opción Mostrar para mostrar la población dos. Para calibrar, en la tarea Buscar objetos, haga clic en el asterisco para abrir la ventana de configuración.Ajuste el umbral utilizando la intensidad y determine el umbral inferior hasta que solo se seleccionen las células tumorales y no la fluorescencia de fondo. Determine el tamaño mínimo del objeto para que solo se miden las celdas intactas, a diferencia de los elementos más pequeños de los desechos de celda, estableciendo el tamaño mínimo del objeto como 100 micrómetros cúbicos. Guarde este protocolo como Volumen de tumor haciendo clic en la pestaña Mediciones del menú superior y haciendo clic en Guardar protocolo.Utilice los mismos ajustes para medir todos los xenoinjertos. Para medir el volumen de los vasos sanguíneos asociados al xenoinjerto, cree un nuevo protocolo yendo al menú superior y luego haciendo clic en la pestaña Dimensiones y luego en Protocolo claro. Arrastre las tareas Buscar objetos y Recortar a ROI al espacio que se titula Arrastrar tareas aquí para realizar mediciones para este protocolo.Asegúrese de que el primer comando está configurado para medir objetos en el canal del vaso sanguíneo y que el siguiente comando está configurado para aplicarse a los objetos identificados por el primer comando. A continuación, anule la selección de los canales que no son vasos en el panel del extremo derecho para que solo se puedan ver los vasos sanguíneos. Determine la configuración del protocolo de volumen de recipiente de una manera similar a la del protocolo de volumen tumoral descrito anteriormente y guarde este protocolo como volumen de recipiente.Borre el protocolo y dibuje un ROI alrededor del xenoinjerto, teniendo cuidado de no incluir ninguna autofluorescencia no tumoral. Para medir la suma del volumen de los objetos del canal tumoral dentro de este ROI, haga clic en la pestaña Dimensiones, seleccione el comando Restaurar protocolo, elija el protocolo Volumen de tumor y haga clic en Restaurar. Con el nuevo ROI realizado por el protocolo Tumor Volume, haga clic en la pestaña Dimensiones y seleccione el comando Restaurar protocolo, elija el protocolo De volume de la embarcación y haga clic en la fila de suma para calcular el volumen total de objetos en el canal del buque dentro de este ROI.Divida el volumen del vaso por el volumen del tumor y multiplique la respuesta por 100 para obtener un valor porcentual de la vascularización del injerto. Mediante la toma de imágenes de un xenoinjerto individual a las seis, 24 y 48 horas después de la implantación, se puede calcular la respuesta angiogénica en diferentes puntos de tiempo, con la mayor respuesta angiogénica entre 24 y 48 horas después de la implantación y los niveles máximos de vascularización del injerto observados alrededor de 48 horas. Las imágenes de lapso de tiempo confocales de un xenoinjerto B16-F1 implantados en un embrión de pez cebra después de la fertilización de dos días muestran que los vasos sanguíneos etiquetados por GFP crecen a través del xenoinjerto, formando una red de torsión con vasos de tamaño irregular y morfología típicos de la red vascular anormal observada en tumores de mamíferos.Los xenoinjertos incubados en el inhibidor VEGFR muestran una gran reducción del vaso en comparación con los xenoinjertos de control incubados en DMSO. En los embriones de control, hubo una red vascular expansiva que se extendió por toda la región del xenoinjerto, la respuesta angiogénica típica observada después de la implantación de células B16-F1. Cuando se cuantifica, la respuesta angiogénica muestra una clara reducción de la vascularización del injerto en los xenoinjertos tratados con inhibidores VEGFR en comparación con los controles.El canal tumoral muestra una masa de células B16-F1 etiquetadas fluorescentemente debajo del saco de yema, que muestra autofluorescencia. Por lo tanto, un ROI debe ser cuidadosamente dibujado alrededor del xenoinjerto, teniendo cuidado de no incluir ninguna de las autofluorescencias del saco de yema. El protocolo tumoral identificó todas las celdas B16-F1 en el ROI, midió su volumen y recortó el ROI a su volumen.El protocolo de volumen de recipientes tumorales en este nuevo ROI recortado permitió la identificación de todos los recipientes asociados con la masa de células B16-F1 y midió su volumen. Los valores de los protocolos Volumen tumoral y Volumen de vasos tumorales se pueden utilizar para dar una medida de la vascularización del injerto. La capacidad de contabilidad genética y la permeabilidad del pez cebra permiten la investigación de vías de alta señalización en la angiogénesis tumoral, y también puede actuar como una plataforma de cribado para identificar compuestos anti-angiogénicos.

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Research

Investigación

JoVE Journal

Cancer Research

Investigación del cáncer

Este video describe un método de microinyección para la administración de células de cáncer de mama en el espacio perivitelino de embriones transgénicos de pez cebra. Después de la incubación, visualizamos el embrión bajo un microscopio fluorescente para observar la invasión, diseminación y metástasis de las células cancerosas.

zPDX-Análisis de invasividad: investigación del comportamiento invasivo de células de cáncer metastásico en xenoinjertos de embriones de pez cebra

Este video describe el ensayo de xenoinjerto de pez cebra para evaluar la formación de tumores in vivo y estudiar el efecto de los agentes terapéuticos.

Ensayo de xenoinjerto de pez cebra: un método para evaluar la eficacia anticancerígena de las terapias sobre la tumorigénesis en el pez cebra in vivo

Este método utiliza embriones de pez cebra para probar de manera eficiente la capacidad invasiva de células de cáncer vascular. células de cáncer fluorescentes se inyectan en el seno precardiaco o saco vitelino de embriones en desarrollo. células de cáncer de invasión vascular y la extravasación se evalúa a través de microscopía de fluorescencia de la región de la cola 24 a 96 horas más tarde.

Prueba de la capacidad vascular invasiva de células cancerosas en el pez cebra (<em&gt; Danio rerio</em&gt;)

A continuación, describimos los modelos de pez cebra de xenoinjerto utilizando dos sitios de inyección diferentes, es decir, espacio perivitelino y el conducto de Cuvier, para investigar el comportamiento invasivo y para evaluar el potencial intravasación y la extravasación de células de cáncer de mama humano, respectivamente.

El comportamiento invasivo de las células del cáncer de mama humano en embriones de pez cebra

El trasplante de células cancerosas es una herramienta importante para la identificación de mecanismos de cáncer y respuestas terapéuticas. Las técnicas actuales dependen de animales inmuno-incompetentes. En este artículo, describimos un método para trasplantar células tumorales de pez cebra en embriones inmune-competentes para el análisis a largo plazo del comportamiento de las células tumorales y las respuestas in vivo a los fármacos.

Transplante de Tumores cerebrales pediátricos de Zebrafish en huéspedes inmune-competentes para el estudio a largo plazo del comportamiento de la célula de tumor y de la respuesta de la droga

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Aquí, proporcionamos un protocolo paso a paso, con consejos para generar xenoinjertos y directrices para el análisis del comportamiento tumoral, la inmunofluorescencia de montaje completo y la cuantificación de imágenes confocales.

Generación de Xenoinjertos Larvales de Pez Cebra y Análisis de Comportamiento Tumoral

Los modelos preclínicos tienen como objetivo avanzar en el conocimiento de la biología del cáncer y predecir la eficacia del tratamiento. Este artículo describe la generación de xenoinjertos derivados de pacientes a base de pez cebra (zPDX) con fragmentos de tejido tumoral. Las zPDX se trataron con quimioterapia, cuyo efecto terapéutico se evaluó en términos de apoptosis celular del tejido trasplantado.

Establecimiento de xenoinjertos derivados de pacientes con pez cebra de cáncer de páncreas para pruebas de quimiosensibilidad

Describimos un protocolo para el xenotrasplante en la yema de embriones transparentes de pez cebra que se optimiza mediante un método de estadificación simple y rápido. Los análisis posteriores a la inyección incluyen la supervivencia y la evaluación de la carga de enfermedad de las células xenotrasplantadas mediante citometría de flujo.

Un método sencillo, rápido y eficaz para el análisis de xenotrasplantes tumorales en embriones transparentes de pez cebra

Aprende a cuantificar la respuesta angiogénica en xenoinjertos tumorales usando larvas de pez cebra transgénico. Este método permite medir con precisión la vascularización en modelos in vivo para investigación oncológica.

In Vivo Imaging and Quantitation of the Host Angiogenic Response in Zebrafish Tumor Xenografts

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