Name: Establecer un modelo porcino de infarto de infarto post-miocardio insuficiencia cardíaca para el tratamiento de células madre (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2020-05-25T14:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 24 s
Description: Aprende a establecer un modelo porcino de insuficiencia cardíaca mediante oclusión de la arteria circunfleja y marcapasos rápido. Evalúa la seguridad y eficacia de la inyección intramiocárdica de células madre para terapias regenerativas cardíacas.

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Los autores reconocen a Alfreda y Kung Tak Chung por su excelente apoyo técnico durante los experimentos con animales.

Todos los experimentos con animales se realizaron de acuerdo con la Guía para el Cuidado y Uso de Animales de Laboratorio publicada por los Institutos Nacionales de Salud de los Estados Unidos y los reglamentos de la Universidad de Hong Kong, y el protocolo fue aprobado por el Comité para el Uso de Animales Vivos en La Enseñanza y la Investigación (CULTAR) en la Universidad de Hong Kong.
NOTA: Para este estudio se utilizaron cerdos de granja hembra de 35-40 kg (9-12 meses de edad). El diagrama de flujo de este experimento se muestra en la Figura 1.
1. Procedimientos quirúrgicos
<ol><li>Anestesia y preparación del animal<ol>
<li>Ayunar los animales durante 12 h y sujetos a la privación de agua durante 4 horas antes del experimento.</li>
		<li>Anestesiar a los cerdos a través de una inyección intramuscular de teja+zolezepam (2-7 mg/kg) y xilazina (0,5-1 mg/kg) preparada en 20 ml de solución salina normal. Monitoree los reflejos palpebrales del animal hasta que estén ausentes.</li>
		<li>Retire el pelo del cerdo y esterilizar la piel en el cuello y la ingle para las secciones 1.3-1.5. Desinfectar el área de operación 3x con 70% de etanol y betadina.</li>
		<li>Coloque un tubo endotraqueal de 7 mm en la tráquea porcina y coloque una aguja venosa de 22 G en la vena del oído.</li>
		<li>Mueva el cerdo a la mesa de operaciones y colóquelo en una posición supina. Conecte el tubo endotraqueal al respirador y ventile mecánicamente (relación de tiempo inspiratorio/espiratorio 1:2) al animal con isoflurano (1,5%-2,0% inhalación) y oxígeno (0,5-1,5 L/min inhalación).</li>
		<li>Supervise el electrocardiograma superficial y la presión arterial, y controle continuamente la frecuencia cardíaca, el ritmo cardíaco y la presión arterial a través de sistemas de registro electrofisiología.</li>
	</ol></li>
	<li>Ecocardiografía<ol>
<li>Mueva el cerdo a la posición del decúbito lateral izquierdo y fije en la mesa.</li>
		<li>Coloque la sonda en la región pericárdica y realice ecocardiografía en serie, incluyendo imágenes en modo 2D y M, utilizando un sistema ecocardiográfico de alta resolución y un transductor de 3-9 MHz al inicio, antes del trasplante celular y 8 semanas después del trasplante celular (Figura complementaria 1).</li>
		<li>Analizar todas las imágenes obtenidas utilizando software comercial. Calcule la dimensión diastólica final (LVEDD), la dimensión sistólica final de LV (LVESD), el volumen diastólico final de LV (LVEDV), el volumen sistólico final lv (LVESV), la fracción de eyección del LV (LVEF) y el espesor de la pared después de obtener imágenes ecocardiográficas estándar de la vista de eje largo parasternal. NOTA: Todos los análisis fuera de línea fueron realizados por otro operador independiente utilizando una estación de trabajo informática. La variabilidad de las mediciones entre diferentes observadores fue del 4% sobre la base de 20 imágenes aleatorias repetidas. Todas las mediciones ecocardiográficas se realizaron de acuerdo con las recomendaciones de la Sociedad Americana de Ecocardiografía.</li>
	</ol></li>
	<li>Implantación del marcapasos<ol>
<li>Mueva el cerdo a la posición supina y fije las extremidades del cerdo en la mesa con correas.</li>
		<li>Localice la arteria carótida derecha y la vena yugular en el triángulo carótido (detrás del esternocleidomastoideo y rodeado por el estehioides, el músculo diestrico y el omohyoid) y aísle la arteria carótida derecha y la vena yugular con fórceps hemostáticos en condiciones estériles (Figura suplementaria 2). Ligar el extremo distal de la arteria carótida derecha y la vena yugular. Coser los dos músculos con 2-0 Vicryl. 
</li>
		<li>Canular la vena yugular derecha con una angiocath e insertar un marcapasos que conduce al ventrículo derecho bajo la guía de rayos X (Figura 2).</li>
		<li>Aísle el esternocleidomastoideo y el músculo de la escala anterior utilizando fórceps. Implantar un marcapasos entre los dos músculos y coser los dos músculos con 2-0 de seda. Conecte el marcapasos al plomo.</li>
		<li>Reprogramar el marcapasos para hacer una copia de seguridad del modo VVI (35 bpm) mediante un generador de marcapasos después del trasplante.</li>
		<li>Aplicar un ritmo ventricular rápido (150 latidos/min) para inducir la IC por un generador de marcapasos 4 semanas después de la inducción de MI. A continuación, vuelva a colocar el marcapasos en modo VVI de copia de seguridad a las 8 semanas.</li>
	</ol></li>
	<li>Análisis de bucle de volumen de presión invasivo NOTA: Realice una evaluación hemodinámica invasiva al inicio, antes del trasplante celular y 8 semanas después del trasplante celular para evaluar los cambios en la función del VL.<ol>
<li>Aislar la arteria femoral derecha y la vena femoral en el triángulo femoral (rodeado por el ligamento inguinal, el músculo sartorius y el músculo aductor longus) (Figura suplementaria 2).</li>
		<li>Cannula la arteria femoral derecha con una angiocath y coloca un cable guía en la arteria a través de la angiocath. Retire la angiocato y cúmule una vaina 9F en la arteria bajo la guía del alambre guía. Retire el cable guía.</li>
		<li>Cannular la vena femoral derecha con una vaina 12F como se describe en el paso 1.4.2. Inserte un catéter de globo de la vaina 12F colocada en la vena cava inferior (IVC) bajo guía de rayos X.</li>
		<li>Calibre un catéter de volumen de presión (PV) de 7 fr en solución salina isotónica con un procesador de señal fotovoltaica.</li>
		<li>Inserte el catéter fotovoltaico en el ápice del LV desde la vaina 9F colocada bajo la guía de rayos X. Suspenda la ventilación y mida el derivado de presión positiva máxima ventricular izquierda (+dP/dt), la presión sistólica final (ESP) y las presiones diastólicas finales (EDP) con el procesador de señal fotovoltaica.</li>
		<li>Mida la relación presión-volumen sistólica final (ESPVR) por el procesador de señal fotovoltaica durante la oclusión del CIV.</li>
		<li>Reinicie la ventilación cuando finalice el procedimiento.</li>
	</ol></li>
	<li>Inducción de MI<ol>
<li>Administrar por vía intravenosa amiodarona (5 mg/kg por vía intravenosa durante 1 h) y lidocaína (1,5 mg/kg de bolo intravenoso) al animal antes de la inducción de MI para prevenir arritmias ventriculares.</li>
		<li>Cannula la arteria carótida derecha con una vaina 8F como se menciona en el paso 1.4.3.</li>
		<li>Realice la angiografía coronaria a través de un catéter guía 6F JR4 sobre el alambre a través de la vaina colocada guiada por el equipo de fluoroscopia estándar del brazo C.</li>
		<li>Ocluir la arteria coronaria circunfleja izquierda (LCX) distal a la primera rama marginal obtusa con angioplastia coronaria transluminal percutánea (PTCA) dilatación inflación del catéter del globo de dilatación bajo la guía de rayos X (Figura 2).</li>
		<li>Inyectar 1 ml de microesferas de esponja de 700 m mezcladas con 3 ml de solución salina preparadas en una jeringa de 10 ml a través del catéter de globo para bloquear el LCX, luego desinflar el globo y realizar una angiografía para confirmar la oclusión.</li>
		<li>Repita el procedimiento de inyección para lograr un bloqueo completo y exitoso.</li>
		<li>Controla la frecuencia cardíaca y el ritmo cardíacos de los animales para detectar arritmias cardíacas. Si ocurrió una fibrilación ventricular, utilice un desfibrilador bifásico externo para restablecer un ritmo sinusal usando 150-300 choques J.</li>
	</ol></li>
	<li>Inyección de células madre<ol>
<li>Asigne aleatoriamente todos los animales con notable deterioro de la función cardíaca (LVEF < 40% a las 8 semanas después de la inducción de MI) a dos grupos diferentes: uno que recibirá administración intramiocardio de 2 x 108 células madre mesenquimales derivadas de células madre inducidas por humanos (hiPSC-MSC), y el otro que no recibirá hiPSC-MSC.</li>
		<li>Preparar los hiPSC-MSC en 2 ml de solución salina normal para trasplante intramiocardio. Antes del trasplante intramiocardio hiPSC-MSCs, repita los pasos de anestesia y preparación animal mencionados en la sección 1.1, esta vez esterilizando 10 cm alrededor de la zona del latido del ápice. Realizar la toracotomía izquierda en el espacio intercostal 4-5 con un retractor. Realice la pericardiotomía para exponer la pared lateral infarto. NOTA: La longitud de la incisión fue de 10-12 cm.</li>
		<li>
Utilice 5-8 inyecciones intramiocardio (0,3 ml por inyección) alrededor de la zona infarto para administrar el medio de cultivo(Tabla de materiales) a un grupo de animales o 2 x 108 hiPSC-MSC al otro grupo ( Figura3). Evite cuidadosamente cualquier daño a las arterias coronarias para reducir el riesgo de hemorragia.
</li>
		<li>Cierra el espacio intercostal con alambre de hierro y cierra la capa muscular con seda 2-0. Coser el tejido subcutáneo y la piel con 2-0 vicril.</li>
	</ol></li>
	<li>Estimulación eléctrica programada intracardiaca<ol>
<li>Realizar estimulación eléctrica programada utilizando un estimulador programable para evaluar la inducibilidad de la taquiarritmia ventricular (V) después de la terapia de trasplante celular.</li>
		<li>Inserte un catéter electrofisiológico 6F en el ápice ventricular derecho a través de la vena femoral antes de sacrificar todos los animales.</li>
		<li>Visualice las grabaciones intracardiacas con los cables de electrocardiograma de superficie I, II y III en el sistema de grabación electrofisiológica a una velocidad de 200 mm/s. Proporcione un ancho de pulso de 2 ms a 2 veces el umbral diastólico usando un estimulador.</li>
		<li>Entregar un tren de ritmo de ocho estímulos (S1) en dos longitudes de ciclo de accionamiento (200 ms y 300 ms), seguido de uno (S2) o dos (S2 y S3) estímulos adicionales prematuros.</li>
		<li>Acortar secuencialmente los intervalos de acoplamiento hasta que se induzca un período refractario o arritmia eficaz ventricular. Tenga en cuenta la presencia de VT sostenido inducible (>10 s).</li>
	</ol></li>
</ol>2. Protocolo postoperatorio
<ol><li>Medicina postoperatoria<ol>
<li>Realizar terapias farmacológicas convencionales para la IC. En resumen, administrar por vía oral metoprolol succinato (25 mg) y ramipril (2,5 mg) a todos los animales diariamente.</li>
		<li>Administrar intramuscularmente enrofloxacino (5 mg/kg) y buprenorfina (0,01 mg/kg) a todos los animales diariamente durante 1 semana después de la cirugía para prevenir la infección y aliviar el dolor.</li>
		<li>Para minimizar el rechazo inmunológico, administrar por vía oral un esteroide (40 mg/día por vía oral) y ciclosporina (200 mg/día por vía oral) a todos los animales desde 3 días antes del trasplante celular hasta 8 semanas después.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Evaluación del tamaño del infarto<ol>
<li>Eutanasiar a los animales mediante una sobredosis de dorminal (pentobarbital sódico, 100 mg/kg, IV) al final del experimento.</li>
		<li>Abre el pecho y recoge el corazón. Enjuague el corazón en un 0,9% de solución salina.</li>
		<li>Muestras de tejido LV de sección en serie con un bisturí a 1 cm de espesor en la dirección transversal del VI.</li>
		<li>Seleccione partes de las rebanadas que contienen el miocardio infarto para medir el espesor de la pared y el área de infarto.</li>
		<li>Capture la imagen de estas rebanadas y analice cuantitativamente el grosor de la pared y el área de infarto utilizando un software de análisis de imágenes comerciales.</li>
		<li>Fijar el tejido en 10% de formalina a 4 oC durante un mes. Incrustar el tejido dentro, adyacente y remoto a los sitios de infarto (1 cm2 piezas) en parafina. Secise en rodajas de 5 m utilizando un microtomo para el examen histológico.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Supervivencia celular<ol>
<li>Detectar el injerto de las células trasplantadas mediante tinción inmunohistoquímica con antígeno nuclear antihumano (HNA) según el protocolo proporcionado por el fabricante.</li>
		<li>Capture la imagen en tres secciones diferentes en cinco campos aleatorios en cada animal y analice cuantitativamente las células positivas en la zona peri-infarto. NOTA: El sistema de captura de imágenes y el software de análisis de imágenes se utilizaron para capturar y analizar las imágenes de las secciones del corazón.</li>
	</ol>
</li>
</ol>

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</ol>

Los autores no tienen nada que revelar.

Los modelos animales estándar son de suma importancia para entender la fisiopatología y los mecanismos de las enfermedades y probar nuevas terapias. Nuestro protocolo establece un modelo porcino de HF inducido por el bloqueo de la arteria circunfleja izquierda y el ritmo rápido. Ocho semanas después de la inducción de MI, los animales desarrollaron un deterioro significativo de la FEVI, LVEDD, LVESD, +dP/dt y ESPVR. Este protocolo también prueba el método de administración de la terapia con células madre para la regenera...

Las enfermedades cardiovasculares, la enfermedad de las arterias coronarias (CAD) en particular, siguen siendo la principal causa de morbilidad y mortalidad en Hong Kong y en todo el mundo1. En Hong Kong, se proyectó un aumento del 26% entre 2012 y 2017 del número de pacientes con CAD tratados en el marco de la Autoridad Hospitalaria2. Entre todos los CAT, el infarto agudo de miocardio (MI) es una de las principales causas de muerte y complicaciones posteriores, como la insuficiencia cardíaca (HF). Estos contribuyen a cargas médicas, sociales y financieras significativas. En pacientes con MI, la terapia trombolítica o la intervención coronaria percutánea primaria (PCI) es una terapia eficaz para preservar la vida, pero estas terapias solo pueden reducir la pérdida de cardiomiocitos (CM) durante la E. Los tratamientos disponibles son incapaces de reponer la pérdida permanente de CM, lo que conduce a fibrosis cardíaca, remodelación miocárdica, arritmia cardíaca y, finalmente, insuficiencia cardíaca. La tasa de mortalidad a 1 año después de mima es de alrededor del 7% con más del 20% de los pacientes que desarrollan IC3. En pacientes con IC en etapa terminal, el trasplante de corazón es la única terapia efectiva disponible, pero está limitada por la escasez de órganos disponibles. Las terapias novedosas son necesarias para revertir el desarrollo de la IC post-MI. Como resultado, la terapia basada en células se considera un enfoque atractivo para reparar los CM deteriorados y mejorar la función ventricular izquierda (LV) en la IC después de la MI. Nuestros estudios previos encontraron que el trasplante de células madre es beneficioso para la mejora de la función cardíaca después del trasplante intramiocardio directo en modelos animales pequeños de MI4,,5. Por lo tanto, se necesitan protocolos estandarizados preclínicos de LCA para animales grandes para probar aún más la eficacia y seguridad del trasplante de células madre antes del uso clínico.
En las últimas décadas se ha visto el uso generalizado de cerdos en la investigación cardiovascular para la terapia con células madre. Los cerdos HF son un modelo prometedor de investigación traslacional debido a su similitud con los seres humanos en términos de tamaño cardíaco, peso, ritmo, función y anatomía de la arteria coronaria. Además, los modelos de IC porcino pueden imitar a los pacientes con IC post-MI en términos de metabolismo de CM, propiedades electrofisiológicas y cambios neuroendocrinos en condiciones isquémicas6. El protocolo presentado aquí utiliza un modelo de HF de cerdo estandarizado, empleando una oclusión de globo coronario de pecho cerrado de la arteria circunflex izquierda (LCX) seguida de un ritmo rápido inducido por la implantación del marcapasos. El estudio también optimiza la vía de administración intramiocardial de células madre para el tratamiento de la IC post-MI. El propósito es producir un modelo animal porcino de infarto crónico de miocardio que se puede utilizar para desarrollar tratamientos que sean clínicamente relevantes para pacientes con CAD grave.

<table><tbody><tr><td>Amiodarona</td><td>Mylan</td><td>-</td><td>-</td></tr><tr><td>Máquinas anestésicas y respirador</td><td>Drager</td><td>Fabius plus XL-Angiocath</td><td></td></tr> <tr><td></td><td>Becton Dickinson</td><td></td><td></td></tr> <tr><td>381147-Anti-antígeno nuclear humano</td><td>abcam</td><td>ab19118-Axio</td><td></td></tr> <tr><td>Plus sistema de captura de imágenes</td><td>Zeiss</td><td>Axioskop 2 PLUS</td><td>Axioskop 2 plus</td></tr><tr><td>4.5 software</td><td>Zeiss</td><td>-</td><td>-</td></tr><tr><td>Baytril</td><td></td> Bayer-enrofloxacin <td></td><td></td></tr><tr><td>Betadine</td><td>Mundipharma</td><td>-</td><td>-</td></tr><tr><td>CardioLab Electrophysiology Recording Systems</td><td>GE Healthcare</td><td>G220f-Culture</td><td></td></tr> <tr><td>media</td><td>MesenCult</td><td>05420-Cyclosporine</td><td></td></tr> <tr><td></td><td>Novartis</td><td>-</td><td>-</td></tr><tr><td>Desfibrilador</td><td>GE Healthcare</td><td>CardioServ-Dorminal</td><td></td></tr> <tr><td></td><td>TEVA-</td><td></td><td>-</td></tr><tr><td>Sistema ecocardiográfico</td><td>GE Vingmed</td><td>Vivid i-EchoPac</td><td></td></tr> <tr><td>software</td><td>GE Vingmed</td><td>-</td><td>-</td></tr><tr><td>Catéter electrofisiológico</td><td>Cordis Corp</td><td>-</td><td>-</td></tr><tr><td>Microesfera Embozene</td><td>Boston Scientific</td><td>17020-S1</td><td>700 &mu; m</td></tr><tr><td>Tubo endotraqueal</td><td>Vet Care VCPET70PCW</td><td></td><td>tamaño 7</td></tr><tr><td>Etanol</td><td>Productos químicos de VWR</td><td>20821.33-Formalina</td><td></td></tr> <tr><td></td><td>Sigma</td><td>HT501320</td><td>10%</td></tr><tr><td>Balón IVC Catéter de dilatación</td><td>Boston Scientific 3917112041</td><td>catéter</td><td></td></tr><tr><td>guía Mustang JR4</td><td>Cordis Corp</td><td>67208200</td><td>6F</td></tr><tr><td>Lidocaína</td><td>Quala</td><td>-</td><td>-</td></tr><tr><td>Mersilk</td><td>Ethicon</td><td>W584</td><td>2-0</td></tr><tr><td>Succinato de metoprolol</td><td>Wockhardt</td><td>-</td><td>-</td></tr><tr><td>Microtomo</td><td>Leica</td><td></td> <td>RM2125RT-Mobile</td></tr> <tr><td>equipo de fluoroscopia de brazo C</td> GE <td>Healthcare</td><td>OEC 9900</td><td></td></tr> <tr><td>Elite-Pacemaker</td><td>St Jude Medical</td><td>PM1272</td><td>Assurity Marcapasos</td></tr> <tr><td>de resonancia magnéticaGenerador de marcapasos</td><td>St Jude Medical</td><td>Merlln modelo 3330-Catéter</td><td></td></tr> <tr><td>de presión-volumen</td><td>CD Leycom</td><td>CA-71103-PL</td><td>7F</td></tr><tr><td>Presión&ndash; procesador de señal de volumen</td><td>CD Leycom</td><td>SIGMA-M-Estimulador</td><td></td></tr> <tr><td>programable</td><td>Medtronic Inc</td><td>5328-PTCA</td><td></td></tr> <tr><td>Balón de dilatación Catéter</td><td>Boston Scientific</td><td>H7493919120250</td><td>MAVERICK sobre el cable</td></tr><tr><td>Ramipril</td><td>TEVA-</td><td></td><td>-</td></tr><tr><td>Introductor de vaina</td><td>Cordis Corp</td><td>504608X</td><td>8F, 9F, 12F</td></tr><tr><td>Esteroide</td><td>Frente a la artritis</td><td>-</td><td>-</td></tr><tr><td>Temgesic</td> Nindivior-buprenorfina <td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Aguja venosa permanente</td><td>TERUMO</td><td>SR+OX2225C</td><td>22G</td></tr><tr><td>Vicryl</td><td>Ethicon</td><td>VCP320H</td><td>2-0</td></tr><tr><td>Xylazine</td><td>Alfasan International B.V.</td><td>-</td><td>-</td></tr><tr><td>Zoletil</td><td>Virbac New Zealand</td><td></td> <td>Limited-tiletamina + zolezepam</td></tr></tbody></table>

establecer un modelo porcino de infarto de infarto post-miocardio insuficiencia cardíaca para el tratamiento de células madre

Establishing a Swine Model of Post-myocardial Infarction Heart Failure for Stem Cell Treatment

Aunque se han logrado avances en el tratamiento de la insuficiencia cardíaca (HF) después del infarto de miocardio (MI), la IC después de la MI sigue siendo una de las principales causas de mortalidad y morbilidad en todo el mundo. Las terapias basadas en células para la reparación cardíaca y la mejora de la función ventricular izquierda después de la MI han atraído una atención considerable. En consecuencia, la seguridad y eficacia de estos trasplantes de células debe probarse en un modelo animal grande preclínico de IC antes del uso clínico. Los cerdos son ampliamente utilizados para la investigación de enfermedades cardiovasculares debido a su similitud con los seres humanos en términos de tamaño del corazón y anatomía coronaria. Por lo tanto, buscamos presentar un protocolo eficaz para el establecimiento de un modelo de IC crónica porcina utilizando la oclusión del balón coronario de pecho cerrado de la arteria circunfleja izquierda (LCX), seguido de un ritmo ventricular rápido inducido con la implantación del marcapasos. Ocho semanas más tarde, las células madre fueron administradas por inyección intramiocardio en el área de peri-infarto. A continuación, se evaluó el tamaño del infarto, la supervivencia celular y la función ventricular izquierda (incluyendo ecocardiografía, parámetros hemodinámicos y electrofisiología). Este estudio ayuda a establecer un modelo estable de HF animal grande preclínico para el tratamiento de células madre.

Mortalidad En este estudio se utilizaron un total de 24 cerdos. Tres de ellos murieron durante la inducción de MI debido a la VT sostenida. Un animal murió en la cirugía a corazón abierto para la inyección celular debido al sangrado de la herida. Dos animales murieron a causa de una infección grave. Dos animales fueron excluidos debido a una ligera reducción de EF (reducción de la FEVI &gt; 40% de la línea de base). Como resultado, 16 animales completaron todo el proto...

Buscamos establecer un modelo porcino de insuficiencia cardíaca inducida por la obstrucción de la arteria circunfleja izquierda y un ritmo rápido para probar el efecto y la seguridad de la administración intramiocardial de células madre para terapias basadas en células.

Establecer un modelo porcino de infarto de infarto post-miocardio insuficiencia cardíaca para el tratamiento de células madre

Although advances have been achieved in the treatment of heart failure (HF) following myocardial infarction (MI), HF following MI remains one of the major ...

Este modelo de insuficiencia cardíaca porcina, inducido por la obstrucción de la arteria circunfleja izquierda y el ritmo rápido, se puede utilizar para evaluar los efectos de la inyección directa de células madre intramiocardiales en la regeneración cardíaca. Nuestro modelo de insuficiencia cardíaca de colonia porcina es bastante estable. El nuevo tamaño de infarto de este modelo es de alrededor del 16% del infarto de inyección de ventrículo izquierdo y ventrículo izquierdo reducido en al menos un 40% desde el inicio.Con el cerdo experimental fijado en la posición supina, localice la arteria carótida derecha y la vena mala rórica en el triángulo carótido, y utilice fórceps hemostáticos y técnica aséptica para aislar la arteria carótida derecha y la vena yugular. Ligar el extremo distal de la arteria carótida derecha y la vena malaíta y usar una angiocata para cannular la vena malaíta derecha. Después de insertar un plomo marcapasos en el ventrículo derecho bajo guía de rayos X, utilice fórceps para aislar los músculos esternocleidomastoideos y de escala anterior y conectar el marcapasos al plomo.Luego implanta un marcapasos entre los dos músculos. A continuación, cierre los dos músculos con 2-0 de seda. Para evaluar los cambios en la función del ventrículo izquierdo, aísle la arteria femoral derecha y la vena femoral en el triángulo femoral y calcule la arteria femoral derecha con una angiocat.Coloque un cable guía en la vena femoral a través de la angiocath y extraiga la angiocata. Cannula una vaina francesa de 12 en la vena femoral bajo la guía del cable guía y retire el cable guía. Cannula la arteria femoral derecha con una vaina francesa nueve como se acaba de demostrar.E inserte un catéter de globo a través de la vaina francesa 12 en la vena cava interior bajo guía de rayos X. Calibre un catéter de volumen de presión francés de siete versiones francesas en solución salina isotónica con un procesador de señal de volumen de presión e inserte el catéter en el ápice del ventrículo izquierdo a través de la nueve fundas francesas bajo guía de rayos X. Suspenda la ventilación y utilice el procesador de señal de volumen de presión para medir el derivado de presión máxima y negativa del ventrículo izquierdo, y la presión sistólica y las presiones diastólicas finales.A continuación, reinicie la ventilación. Para la inducción de infarto de miocardio, administre cinco miligramos por kilogramo de amiodarona y 1,5 miligramos por kilogramo de bolo de lidocaína por vía intravenosa durante una hora para prevenir arritmias ventriculares antes de calcular la arteria carótida correcta con una vaina francesa ocho como se ha demostrado. Realice la angiografía coronaria a través de una funda de seis franceses sobre el alambre guíando el catéter guía a través de la vaina colocada guiada por la fluoroscopia estándar del brazo C.Ocluir a la arteria coronaria del circunflejo izquierdo distal a la primera rama marginal obtusa con inflación percutánea del catéter de dilatación de la dilatación de la angioplastia transluminal bajo guía por rayos X. Cargue un mililitro de microesferas de esponja de 700 micrómetros mezclados con siete mililitros de iohexol en una jeringa de 10 mililitros e inyecte la mezcla a través del catéter de globo para bloquear la arteria coronaria circunfleja izquierda. Luego desinfla el globo y realiza una angiografía para confirmar la oclusión.Ocho semanas después de la carga de inducción por infarto dos veces 10 a la octava célula madre pluripotente inducida por el hombre células madre derivadas de células madre en dos mililitros de solución salina normal en una jeringa de cinco mililitros y esterilizar 10 centímetros alrededor de la zona de latido del ápice del animal experimental anestesiado. Utilice un retractor para realizar una toracotomía izquierda en el espacio intercostal de cuatro o cinco y realizar una pericardiotomía para exponer la pared lateral infarto. Cuando las áreas infartos visibles, realizar de cinco a ocho inyecciones intra miocárdica de aproximadamente 300 microlitros de células por inyección antes de cerrar el espacio intercostal con alambre de hierro y cerrar la capa muscular con 2-0 suturas de seda y los tejidos subcutáneos y capas de piel con 2-0 suturas de vicril.Para evaluar la inducibilidad de la taquiarritmia ventricular después del tratamiento celular, inserte un catéter electrofisiológico francés en el ápice ventricular derecho a través de la vena femoral y muestre las grabaciones intracardiacas con el electrocardiograma de superficie leas I, II y III en el sistema de registro electrofisiológico a una velocidad de 200 milímetros por segundo. Utilice un estimulador para entregar un ancho de pulso de dos milisegundos a dos veces el umbral diastólico y entregar un tren de ritmo de ocho estímulos a uno de 200 milisegundos y una longitud de ciclo de conducción de 300 milisegundos seguido de uno o dos estímulos adicionales prematuros. Luego acortó secuencialmente los intervalos de acoplamiento hasta que se induce el período refractario efectivo ventricular de arritmia, teniendo en cuenta la presencia de una taquiarritmia ventricular sostenida inducible.En este experimento representativo, el examen ecocardiográfico en serie mostró que la fracción de eyección del ventrículo izquierdo disminuyó significativamente desde el inicio, mientras que la dimensión diastólica final del ventrículo izquierdo y la dimensión sistólica final aumentaron significativamente a las ocho semanas después de la inducción del infarto de miocardio. Por el contrario, la fracción de eyección del ventrículo izquierdo aumentó significativamente y la dimensión sistólica final disminuyó notablemente en el grupo de trasplante celular ocho semanas después de la administración. La relación del volumen de presión sistólica final y derivado de la presión negativa disminuyó significativamente desde el inicio a las ocho semanas después de la inducción del infarto de miocardio, mientras que la administración intramiocardial de células madre mesenquimales dio lugar a un aumento de estas funciones.La medición del espesor de la pared del infarto del ventrículo izquierdo en secciones de cinco a siete centímetros de espesor de cada animal reveló un porcentaje de infarto de ventrículo izquierdo de aproximadamente 16%No hubo supervivencia celular alrededor del lugar de inyección en el área del infarto ocho semanas después del trasplante. Pero un pequeño número de las células madre inyectadas sobrevivientes eran visibles en el área de periinfarto. Los incidentes de taquiarritmias ventriculares sostenidas inducibles podrían aumentar fácilmente en animales con insuficiencia cardíaca.Cabe destacar que el trasplante de células madre no modificó significativamente el sustrato miocárdico subyacente para reducir la susceptibilidad a la taquiarritmia ventricular. Como la obstrucción de la arteria coronaria circunfleja izquierda puede inducir arritmia. Asegúrese de controlar el ECG y utilizar inmediatamente el desfibrilador bifásico externo para restablecer los senos para los senos para restablecer los senos paranasales según sea necesario.Este método proporciona un modelo animal grande estable y reproducible clínicamente relevante de insuficiencia cardíaca para probar la eficacia de las terapias basadas en células madre.

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Research

Investigación

JoVE Journal

Medicine

Medicina

Un método de transferencia génica para el tratamiento de la insuficiencia cardíaca isquémica se describe usando un modelo porcino de infarto de miocardio. Nuestro método simple y reproducible que nos permite evaluar fácilmente la eficacia de la transferencia de genes diferentes con una forma muy sencilla y reproducible.

Transferencia génica para la insuficiencia cardiaca isquémica en un modelo preclínico

Este protocolo describe el modelo porcino infarto de miocardio (IM) con un 90 min a tórax cerrado oclusión coronaria con balón de la arteria descendente anterior izquierda (LAD), seguido de reperfusión. Por otra parte, el protocolo para varios parámetros de resultado, como la función cardiaca, hemodinámica, la resistencia microvascular, y el tamaño del infarto, también se presentan.

Infarto de miocardio y la evaluación de resultados funcionales en los cerdos

Implantación de un biograft para tratar el infarto de miocardio inducido por ligadura de LAD en un modelo de roedor ha requerido convencionalmente dos cirugías a corazón abierto. Con el fin de reducir la mortalidad y proporcionar las condiciones óptimas para la fijación de biomatrices sólidos gelatinosos y asociados con las células, se han desarrollado procedimientos mínimamente invasivos.

Terapia basada en células de la insuficiencia cardiaca en rata: Doble toracotomía para infarto de miocardio y epicardio implantación de células y Biomatrix

Presentamos tres protocolos nuevos y más eficientes para la diferenciación de células madre pluripotentes inducidos por el hombre en cardiomiocitos, células endoteliales, y células del músculo liso y un método de entrega que permite mejorar el injerto de las células transplantadas mediante la combinación de la inyección de células con la entrega de citoquinas parche mediada.

Pluripotentes células madre derivadas de células cardiacas para la reparación del miocardio

Este protocolo presenta un modelo animal grande quirúrgico de la isquemia crónica, de un solo vaso que resulta en anormalidades regionales pero no crea infarto, conocido como miocardio hibernating. Tras establecimiento de isquemia crónica, los animales son tratados con bomba LIMA-muchacho de la arteria coronaria cirugía de bypass para revascularize el tejido isquémico.

Modelo quirúrgico porcina de isquemia cardíaca crónica tratada por cirugía de Bypass aortocoronario de bomba

Aquí presentamos un protocolo para la inducción de la criocauterización ventricular izquierdo seguido de la implantación de un parche de músculo cardiaco, derivado de los cardiomiocitos células iPS humanas en un modelo del conejillo de Indias.

Implantación de parches hiPSC derivado de músculo cardiaco después de lesión del miocardio en un modelo del conejillo de Indias

Este protocolo tiene como objetivo trasplantar un parche bioimpreso 3D en el epicardio de ratones infartos modelando insuficiencia cardíaca. Incluye detalles sobre la anestesia, la abertura quirúrgica del pecho, la ligadura permanente de la arteria coronaria descendente anterior izquierda (LAD) y la aplicación de un parche bioimpreso en la zona infarta del corazón.

Trasplante de un parche bioimpreso 3D en un modelo murino de infarto de miocardio

El objetivo general del estudio actual es presentar las técnicas de inducción del infarto de miocardio (MI) y la insuficiencia cardíaca de infarto post-miocárdico (post-MI HF) en minipigs Göttingen de pecho cerrado y la caracterización del modelo HF post-MI en minipigs de Gotinga en comparación con los cerdos Landrace.

Insuficiencia cardíaca de infarto post-miocárdico en el modelo de oclusión coronaria/reperfusión coronaria de pecho cerrado en Göttingen Minipigs y Cerdos Landrace

La terapia génica miocárdica para la cardiopatía isquémica es muy prometedora para futuras terapias. Aquí, presentamos un modelo animal grande para evaluar la eficacia de la terapia génica en el corazón isquémico.

Modelo animal grande para evaluar la eficacia de la terapia génica en el corazón isquémico

La administración de células guiadas por ultrasonido alrededor del sitio del infarto de miocardio en ratones es una forma segura, efectiva y conveniente de trasplante de células.

Implantación de cardiomiocitos derivados de células madre pluripotentes inducida por ultrasonido en ratones con infartado de miocardio

El presente protocolo describe tres métodos de administración de agentes terapéuticos cardioactivos en un modelo porcino. Las hembras de cerdo criollo recibieron tratamiento mediante: (1) toracotomía e inyección transepicárdica, (2) inyección transendocárdica basada en catéter o (3) infusión intravenosa a través de una minibomba osmótica de la vena yugular.

Administración de terapias cardioactivas en un modelo de infarto de miocardio porcino

Aprende a establecer un modelo porcino de insuficiencia cardíaca mediante oclusión de la arteria circunfleja y marcapasos rápido. Evalúa la seguridad y eficacia de la inyección intramiocárdica de células madre para terapias regenerativas cardíacas.

Establecer un modelo porcino de infarto de infarto post-miocardio insuficiencia cardíaca para el tratamiento de células madre

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