Name: Detección de inhibidores de la pirofosfatasa ligadas a la membrana Thermotoga maritima (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2019-11-23T15:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 11 s
Description: Aprende un método de cribado para detectar inhibidores de la pirofosfatasa unida a membrana de Thermotoga maritima mediante la reacción azul de molibdeno en placas de 96 pocillos. Este protocolo económico y estable facilita la investigación en bioquímica y farmacología.

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Este trabajo fue apoyado por las subvenciones de la Fundación Jane y Aatos Erkko y la BBSRC (BB/M021610) a Adrian Goldman, la Academia de Finlandia (no 308105) a Keni Vidilaseris, (no 310297) a Henri Xhaard, y (no 265481) a Jari Yli-Kauhaluoma, y los Fondos de Investigación de la Universidad de Helsinki a Gustav Boije af Genns. Los autores agradecen a Bernadette Gehl por su ayuda técnica durante el proyecto.

1. Preparación de proteínas
NOTA: La expresión y purificación de TmPPase se ha descrito en otros lugares13.
<ol><li>Preparar 10 ml de la solución tampón de reactivación que contiene 20 mM 2-(N-morpholino)ácido etanosulfónico (MES) pH 6,5, 3,5% (v/v) glicerol, ditiothreitol de 2 mM (TDT) y 0,05% de dodecil maltoside (DDM).</li>
	<li>Preparar 10 ml de la mezcla de reacción que contiene 200 mM Tris-Cl pH 8.0, 8.0 mM MgCl2, 333 mM KCl, y 67 mM NaCl. NOTA: Se requiere Mg2+ para quelar el pirofosfato ya que el sustrato de mPPase, K+ es necesario para aumentar la actividad enzimática ya que TmPPase es un mPPase dependiente del potasio, y Na+ es necesario para la actividad enzimática durante la translocación de iones de sodio por TmPPase.</li>
	<li>Preparar liposomas de 30 mg/ml para la reactivación enzimática.<ol>
<li>Añadir 10 mL de 20 mM Tris-HCl pH 8.0 con 1 mM de TDT a 0,3 g de L-a-fosfatidilcolina de soja a 10 mL de 20 mM Tris-HCl pH 8.0 con 1 mM de TDT.</li>
		<li>Ponga el liposoma en hielo, y sonicar con 1 segundo intervalo de pulso durante 1 minuto, haga una pausa durante 1 minuto y repita hasta que la solución se vuelva transparente de color amarillo.</li>
		<li>Alícuota los liposomas, congelar en nitrógeno líquido y almacenar a -80 oC hasta que se utilice.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Reactivar la enzima.<ol>
<li>Mezclar 40 sl de la solución de liposomas con 22,5 s de 20% dDM.</li>
		<li>Calentar la mezcla a 55 oC durante 15 minutos y dejar que se enfríe a temperatura ambiente.</li>
		<li>Añadir 36,5 l de la solución tampón de reactivación, mezclar y añadir 1 l de proteína concentrada (13 mg/ml) para realizar una concentración total de 0,13 mg/ml. NOTA: Las proteínas generalmente se congelan en alícuotas de 10 l después de la purificación y se descongelan sobre hielo antes de su uso.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Tomar 20 s de la enzima reactivada y añadir a 1.480 s de la mezcla de reacción, luego mezclar suavemente. NOTA: La adición de la enzima reactivada a la mezcla de reacción debe realizarse justo antes de su uso.</li>
</ol>2. Preparación de compuestos
<ol><li>Disolver los compuestos en dimetil sulfóxido (DMSO) para hacer soluciones de stock de 25 a 100 mM en 50-200 l, en función de la disponibilidad de los compuestos. NOTA: Todos los compuestos utilizados aquí(Figura 2A)se han publicado previamente9. Si la solubilidad compuesta es baja, la concentración de stock se puede ajustar en consecuencia.</li>
	<li>Preparar tres concentraciones diferentes de cada compuesto en agua. NOTA: Las concentraciones finales en la mezcla de reacción serán 1, 5 y 50 micromolares o 1, 5 y 20 micromolares para compuestos solubles y ahorradormente solubles, respectivamente.<ol>
<li>Diluir la solución en stock con agua a 1 ml en microtubos para dar 2 m, 10 m y 100 m para compuestos solubles, o, alternativamente, 2 m, 10 m y 40 m para compuestos escasamente solubles.</li>
		<li>Vortex la solución compuesta al instante después de la dilución de la solución de stock para una mezcla adecuada.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Compruebe la agregación compuesta utilizando un nefélmetro. NOTA: Esto se estudió como triplicados en tres concentraciones (1 M, 5 m y 20 m) y se normalizó al espacio en blanco en una placa de 96 pocillos.<ol>
<li>Dispensar 75 l de la mezcla de reacción en cada poca utilizando una pipeta multicanal.</li>
		<li>Añadir 75 l de cada compuesto (para el espacio en blanco, utilizar 75 l de agua en su lugar) y mezclar pipeteando hacia arriba y hacia abajo 5o.</li>
		<li>Mida cada pocómetro a 300 V utilizando un nefélmetro de microplaca.</li>
	</ol>
</li>
</ol>3. Reactivos para la preparación del ensayo
<ol><li>Prepare la solución de arsénito-citrato.<ol>
<li>Pesar 5 g de arsenita sódica y 5 g de citrato de trisódico dihidrato. ADVERTENCIA: El arsénito de sodio es tóxico, por lo tanto, utilice el equipo de protección adecuado y manipule con especial cuidado. Como precaución, no manipule antes de que se hayan leído y comprendido todas las precauciones de seguridad necesarias. Manipular sólo en una campana de humos con el fin de no inhalar polvo / vapores del compuesto o su(s) solución(es). Si se inhala, muévase al aire fresco y obtenga atención médica. Use gafas de seguridad químicas adecuadas, guantes de protección y ropa para evitar la ingestión y el contacto con los ojos y la piel. En caso de ingestión, llame inmediatamente a un centro de toxicología o a un médico/médico. Si se pone en la piel o en los ojos, lavar con abundante agua y obtener atención médica.</li>
		<li>Disolver en 100 ml de agua.</li>
		<li>Añadir 5 ml de ácido acético glacial, mezclar y añadir agua a 250 ml.</li>
		<li>Conservar a temperatura ambiente protegido de la luz. NOTA: La solución es estable durante más de un año.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Preparar la solución A y la solución B.<ol>
<li>Para la solución A, añadir 10 ml de hielo frío 0,5 M HCl a 0,3 g de ácido ascórbico. Disolver el ácido ascórbico por vórtice.</li>
		<li>Para la solución B, añadir 1 ml de agua helada a 70 mg de tetrahidrato de heptamoybdato de amonio y vórtice para disolver. NOTA: Almacene ambas soluciones en hielo hasta su uso. Para la consistencia del resultado del ensayo, ambas soluciones se pueden almacenar en hielo durante un máximo de una semana.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Preparar el estándar de fosfato (Pi) con una concentración de 0 m, 62,5 m, 250 m y 500 m para la calibración.<ol>
<li>Añadir 0 sL, 25 l, 50 sl y 100 ml de 5 mM Na2HPO4 dihidrato a cuatro microtubos que contengan 370 ml de la mezcla de reacción.</li>
		<li>Cubra hasta 1 ml con agua.</li>
	</ol>
</li>
</ol>4. Ensayo de actividad para una placa de 96 pocillos
NOTA: Consulte la Figura 1 para ver el flujo de trabajo esquemático del ensayo.
<ol><li>Añadir 1 ml de solución B a 10 ml de solución A, mezclar por vórtice y almacenar la solución en hielo. NOTA: Esta solución debe ser transparente y amarilla. Mantenga la solución A + B sobre hielo durante al menos 30 minutos antes de su uso. Sin embargo, utilice la solución dentro de 3 h, ya que irá mal después del almacenamiento a largo plazo.</li>
	<li>Añadir 40 ml de 0 m, 62,5 m, 250 m y 500 m de pi estándar a las tiras de tubo en triplicado utilizando una pipeta multicanal. NOTA: La mezcla de reacción sin Pi añadido se utilizará como blanco.</li>
	<li>Añadir 25 l de solución compuesta a las tiras de tubo utilizando una pipeta multicanal. NOTA: Cada compuesto tiene tres concentraciones diferentes en triplicado que es suficiente para la estimación inicial de la concentración inhibitoria media máxima (IC50). Para una determinación más precisa de IC50, se pueden utilizar ocho concentraciones compuestas diferentes. Para la enzima desinhibida, la solución compuesta se sustituye por la misma cantidad de agua. Como controles positivos se utilizaron 2,5 m, 25 m y 250 m de sal sódica de imidodifosfato (IDP).</li>
	<li>Añadir 15 l de mezcla de solución de mPPase a las tiras de tubo (excepto a los tubos que contienen el estándar Pi) utilizando una pipeta multicanal.</li>
	<li>Sellar las tiras de tubo con una lámina de sellado adhesiva. Corte la hoja de sellado para separar cada tira de tubo.</li>
	<li>Pre-incubar las muestras durante 5 min a 71oC. Coloque las muestras en el bloque de calentamiento con un intervalo de 20 s entre cada tira para minimizar el consumo de tiempo durante los pasos posteriores.</li>
	<li>Para cada tira, abra el sellado adhesivo. Añadir 10 ml de pirofosfato sódico de 2 mM dibásico utilizando una pipeta multicanal y mezclar pipeteando hacia arriba y hacia abajo durante 5o. Vuelva a sellar la tira del tubo con el mismo sellado. NOTA: Este paso podría ser inicialmente difícil de lograr en 20 s; sin embargo, será más fácil después de algunos ensayos.</li>
	<li>Incubar a 71oC durante 5 min.</li>
	<li>Coloque las muestras en el aparato de refrigeración con un intervalo de 20 s entre cada tira. Dejar que se enfríen durante 10 minutos, pero centrifugar cada tira brevemente después de 5 minutos de enfriamiento, para decantar gotas de agua debajo de la hoja de sellado, luego ponerla de nuevo en el aparato de enfriamiento y quitar el sellado. NOTA: El aparato de refrigeración se puede hacer simplemente colocando una placa PCR de 96 pocillos en una placa de poliestireno Petri (tamaño 150 mm x 15 mm) llena de agua y congelada durante al menos 1 h. El aparato debe extraerse del congelador unos 5 minutos antes del comienzo del ensayo. No saque el aparato de refrigeración justo antes de la refrigeración de la muestra, ya que congelará la mezcla de reacción y obstaculizará el desarrollo del color.</li>
	<li>Después de 10 minutos de enfriamiento, añadir 60 sl de solución A + B, mezclar pipeteando hacia arriba y hacia abajo durante 5o y mantener las tiras de tubo en el aparato de refrigeración durante 10 minutos.</li>
	<li>Añadir 90 l de la solución de arsénito-citrato y mantener a temperatura ambiente durante al menos 30 minutos para producir un color azul estable. ADVERTENCIA: Debido a su toxicidad, todas las soluciones que contienen arsenito sódico deben tratarse con especial cuidado en todo momento. Por lo tanto, la adición de solución de arsénito-citrato debe hacerse en una campana de humo.</li>
	<li>Dispensar 180 ml de cada mezcla de reacción en una microplaca de poliestireno transparente de 96 pocillos.</li>
	<li>Mida la absorbancia de cada pocal a 860 nm utilizando un espectrofotómetro de microplacas.</li>
</ol>5. Análisis de resultados
<ol><li>Promedio de los triplicados de cada muestra y los estándares Pi. A continuación, reste con el espacio en blanco para eliminar la señal de fondo.</li>
	<li>Haga una curva de calibración trazando los valores de absorbancia (A860)con respecto a la cantidad de estándar Pi (nmol) y realice una regresión lineal para obtener la función de línea de tendencia utilizando la siguiente fórmula: <img alt="Equation 1" src="/files/ftp_upload/60619/60619equ01a.jpg">
</li>
	<li>Calcule la cantidad de fosfato (nmol) liberada de la reacción enzimática basándose en la fórmula de regresión lineal anterior.</li>
	<li>Calcule la actividad específica utilizando la siguiente fórmula: <img alt="Equation 2" src="/files/ftp_upload/60619/60619equ02a.jpg"> donde nPi es la cantidad de fosfato liberada de la reacción (nmol), t es el tiempo de reacción (min), y mTmPPase es la cantidad de la TmPPase pura utilizada en el ensayo (mg).</li>
	<li>Calcule el porcentaje de actividad para cada concentración de inhibidores utilizando la siguiente fórmula: <img alt="Equation 3" src="/files/ftp_upload/60619/60619equ03a.jpg"> donde SAiis la actividad específica de una muestra con inhibidor y SAun es la actividad específica de la muestra desinhibida.</li>
	<li>Calcule el logIC50 (estimación) y el IC50 (estimación) con un ajuste de regresión no lineal de la curva dosis-respuesta de cuatro parámetros utilizando la siguiente fórmula: <img alt="Equation 4" src="/files/ftp_upload/60619/60619equ04a.jpg"> donde X es el registro de concentración (M), Y es actividad (%), Top e Bottom son mesetas en la misma unidad que Y (100% y 0%, respectivamente), logIC50 tiene las mismas unidades de tronco que X, y HillSlope - factor de pendiente o pendiente de la colina, que es sin unidad. NOTA: El software(Tabla de materiales)se utiliza para el montaje. Utilice la concentración de 0,01 m (en lugar de 0,00 m) para la muestra sin inhibidor, ya que el laritmo de cero no está definido.</li>
</ol>

<ol><li>Terstappen, G. C., Reggiani, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+silico+research+in+drug+discovery%5BTitle%5D)+AND+%22Trends+in+Pharmacological+Sciences%22%5BJournal%5D)">In silico research in drug discovery.</a> Trends in Pharmacological Sciences. 22 (1), 23-26 (2001).</li>
<li>Rask-Andersen, M., Almen, M. S., Schioth, H. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Trends+in+the+exploitation+of+novel+drug+targets%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Reviews+Drug+Discovery%22%5BJournal%5D)">Trends in the exploitation of novel drug targets.</a> Nature Reviews Drug Discovery. 10 (8), 579-590 (2011).</li>
<li>Shah, N. R., Vidilaseris, K., Xhaard, H., Goldman, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Integral+membrane+pyrophosphatases%3A+a+novel+drug+target+for+human+pathogens%5BTitle%5D)+AND+%22AIMS+Biophysics%22%5BJournal%5D)">Integral membrane pyrophosphatases: a novel drug target for human pathogens.</a> AIMS Biophysics. 3 (1), 171-194 (2016).</li>
<li>Baykov, A. A., Malinen, A. M., Luoto, H. H., Lahti, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pyrophosphate-Fueled+Na%2B+and+H%2B+Transport+in+Prokaryotes%5BTitle%5D)+AND+%22Microbiology+and+Molecular+Biology+Reviews%22%5BJournal%5D)">Pyrophosphate-Fueled Na+ and H+ Transport in Prokaryotes.</a> Microbiology and Molecular Biology Reviews. 77 (2), 267-276 (2013).</li>
<li>Serrano, A., Perez-Castineira, J. R., Baltscheffsky, M., Baltscheffsky, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((H%2B-PPases%3A+yesterday%2C+today+and+tomorrow%5BTitle%5D)+AND+%22IUBMB+Life%22%5BJournal%5D)">H+-PPases: yesterday, today and tomorrow.</a> IUBMB Life. 59 (2), 76-83 (2007).</li>
<li>Liu, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+vacuolar-H%2B-pyrophosphatase+%28TgVP1%29+is+required+for+microneme+secretion%2C+host+cell+invasion%2C+and+extracellular+survival+of+Toxoplasma+gondii%5BTitle%5D)+AND+%22Molecular+Microbiology%22%5BJournal%5D)">A vacuolar-H+-pyrophosphatase (TgVP1) is required for microneme secretion, host cell invasion, and extracellular survival of Toxoplasma gondii.</a> Molecular Microbiology. 93 (4), 698-712 (2014).</li>
<li>Lemercier, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+pyrophosphatase+regulating+polyphosphate+metabolism+in+acidocalcisomes+is+essential+for+Trypanosoma+brucei+virulence+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Biological+Chemistry%22%5BJournal%5D)">A pyrophosphatase regulating polyphosphate metabolism in acidocalcisomes is essential for Trypanosoma brucei virulence in mice.</a> Journal of Biological Chemistry. 279 (5), 3420-3425 (2004).</li>
<li>Belogurov, G. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Membrane-bound+pyrophosphatase+of+Thermotoga+maritima+requires+sodium+for+activity%5BTitle%5D)+AND+%22Biochemistry%22%5BJournal%5D)">Membrane-bound pyrophosphatase of Thermotoga maritima requires sodium for activity.</a> Biochemistry. 44 (6), 2088-2096 (2005).</li>
<li>Vidilaseris, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Asymmetry+in+catalysis+by+Thermotoga+maritima+membrane-bound+pyrophosphatase+demonstrated+by+a+nonphosphorus+allosteric+inhibitor%5BTitle%5D)+AND+%22Science+Advances%22%5BJournal%5D)">Asymmetry in catalysis by Thermotoga maritima membrane-bound pyrophosphatase demonstrated by a nonphosphorus allosteric inhibitor.</a> Science Advances. 5 (5), (2019).</li>
<li>Lin, S. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Crystal+structure+of+a+membrane-embedded+H%2B-translocating+pyrophosphatase%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Crystal structure of a membrane-embedded H+-translocating pyrophosphatase.</a> Nature. 484 (7394), 399-403 (2012).</li>
<li>Fiske, C. H., Subbarow, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+colorimetric+determination+of+phosphorus%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Biological+Chemistry%22%5BJournal%5D)">The colorimetric determination of phosphorus.</a> Journal of Biological Chemistry. 66 (2), 375-400 (1925).</li>
<li>Nagul, E. A., McKelvie, I. D., Worsfold, P., Kolev, S. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+molybdenum+blue+reaction+for+the+determination+of+orthophosphate+revisited%3A+Opening+the+black+box%5BTitle%5D)+AND+%22Analytica+Chimica+Acta%22%5BJournal%5D)">The molybdenum blue reaction for the determination of orthophosphate revisited: Opening the black box.</a> Analytica Chimica Acta. 890, 60-82 (2015).</li>
<li>Kellosalo, J., Kajander, T., Palmgren, M. G., Lopez-Marques, R. L., Goldman, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Heterologous+expression+and+purification+of+membrane-bound+pyrophosphatases%5BTitle%5D)+AND+%22Protein+Expression+and+Purification%22%5BJournal%5D)">Heterologous expression and purification of membrane-bound pyrophosphatases.</a> Protein Expression and Purification. 79 (1), 25-34 (2011).</li>
<li>Vidilaseris, K., Kellosalo, J., Goldman, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+high-throughput+method+for+orthophosphate+determination+of+thermostable+membrane-bound+pyrophosphatase+activity%5BTitle%5D)+AND+%22Analytical+Methods%22%5BJournal%5D)">A high-throughput method for orthophosphate determination of thermostable membrane-bound pyrophosphatase activity.</a> Analytical Methods. 10 (6), 646-651 (2018).</li>
<li>He, Z. Q., Honeycutt, C. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+modified+molybdenum+blue+method+for+orthophosphate+determination+suitable+for+investigating+enzymatic+hydrolysis+of+organic+phosphates%5BTitle%5D)+AND+%22Communications+in+Soil+Science+and+Plant+Analysis%22%5BJournal%5D)">A modified molybdenum blue method for orthophosphate determination suitable for investigating enzymatic hydrolysis of organic phosphates.</a> Communications in Soil Science and Plant Analysis. 36 (9-10), 1373-1383 (2005).</li>
<li>Martin, B., Pallen, C. J., Wang, J. H., Graves, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Use+of+fluorinated+tyrosine+phosphates+to+probe+the+substrate+specificity+of+the+low+molecular+weight+phosphatase+activity+of+calcineurin%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Biological+Chemistry%22%5BJournal%5D)">Use of fluorinated tyrosine phosphates to probe the substrate specificity of the low molecular weight phosphatase activity of calcineurin.</a> Journal of Biological Chemistry. 260 (28), 14932-14937 (1985).</li>
<li>Strauss, J., Wilkinson, C., Vidilaseris, K., Harborne, S. P. D., Goldman, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+simple+strategy+to+determine+the+dependence+of+membrane-bound+pyrophosphatases+on+K%2B+as+a+cofactor%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+in+Enzymology%22%5BJournal%5D)">A simple strategy to determine the dependence of membrane-bound pyrophosphatases on K+ as a cofactor.</a> Methods in Enzymology. 607, 131-156 (2018).</li>
</ol>

Los autores no tienen nada que revelar.

Aquí informamos de un protocolo detallado para el cribado simple de inhibidores de la pirofosfatasa ligada a la membrana de T. maritima en un formato de placa de 96 pozos basado en Vidilaseris et al.14. Este protocolo es barato y se basa en ácido 12-fosfomolíbódico, que se forma a partir de ortofosfato y molibdato en condiciones ácidas y reducido a especies de fosfomolibdeno con un color azul distintivo12. Este método es preferido sobre otros protocolos, como el en...

Aproximadamente el 25% del total de proteínas celulares son proteínas de membrana y alrededor del 60% de ellas son dianas de fármacos1,2. Uno de los fármacos potenciales se dirige a3, pirofosfatasas ligadas a la membrana (mPPases), son las enzimas dimericas que bombean protones y/o iones de sodio a través de la membrana por hidrólisis de pirofosfato en dos ortofosfatos4. mPPases se pueden encontrar en varios organismos5 tales como bacterias, arqueas, plantas, y parásitos protistas, con la excepción de los seres humanos y animales4. En los parásitos protistas, por ejemplo Plasmodium falciparum, Toxoplasma gondii y Trypanosoma brucei,las mPPases son esenciales para la virulencia del parásito6 y el nocaut de esta expresión en los parásitos conducen a la falla en el mantenimiento del pH intracelular tras la exposición al pH básico externo7. Debido a su importancia y falta de proteína homóloga presente en los vertebrados, las mPPases pueden considerarse como posibles dianas farmacológicas para enfermedades protistales3.
El cribado in vitro de inhibidores de mPPase en este trabajo se basa en un sistema modelo TmPPase. TmPPase es un mPPase dependiente del bombeo de iones de sodio y iones de potasio de T. maritima y tiene su actividad óptima a 71oC8. Los beneficios de esta enzima son, por ejemplo, su facilidad en la producción y purificación, una buena estabilidad térmica y una alta actividad específica. TmPPase muestra tanto una alta similitud además de la conservación completa de la posición como la identidad de todos los residuos catalíticos al protista mPPases3,9 y a la estructura resuelta de Vigna radiata10 mPPase. Las estructuras disponibles de TmPPase en diferentes conformaciones también son útiles para el experimento de diseño de fármacos basado en estructuras (como cribado virtual y diseño de novo).
Aquí informamos de un protocolo detallado para el cribado de inhibidores de TmPPase en un formato de placa de pozo 96 (Figura 1). El protocolo se basa en el método colorimétrico de la reacción azul de molibdeno, que fue desarrollado por primera vez por Fiske y Subbarow11. Este método implica la formación de ácido 12-fosfomolíbdico a partir de ortofosfato y molibdato en condiciones ácidas, que luego se reduce para dar especies características de fosfomolibdeno de color azul12.

<table><tbody><tr><td>Lámina de sellado adhesiva</td><td>Thermo Scientific</td><td>AB0558</td><td></td></tr><tr><td>Heptamolibdato de amonio tetrahidratado</td><td>Merck</td><td>F1412481 636</td><td></td></tr><tr><td>Ácido ascórbico</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>95212-250G</td><td></td></tr><tr><td>BioLite 96Well Multidish</td><td>Thermo Scientific 130188</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Dimetilsulfóxido (DMSO)</td><td>Merck</td><td>1167431000</td><td></td></tr><tr><td>Tiras de tubo de PCR de 8 pocillos de 0,2 ml sin tapones (120)</td><td>Nippon genetics</td><td>FG-028</td><td></td></tr><tr><td>Dodecil maltósido (DDM)</td><td>Melford</td><td>B2010-100G</td><td></td></tr><tr><td>Etanol</td><td>Merck</td><td>1009901001</td><td></td></tr><tr><td>Ácido acético glacial</td><td>Merck 1000631011</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Ácido clorhídrico</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>258148-500ML</td><td></td></tr><tr><td>Imidodifosfato sódico sal</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>I0631-1G</td><td></td></tr><tr><td>L-&alpha;-fosfatidilcolina de lecitina de soja</td><td>Sigma</td><td>429415-100GM</td><td></td></tr><tr><td>Cloruro de magnesio</td><td>Sigma-Aldrich 8147330500</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Multiplaca Placas de PCR de 96 pocillos</td><td>Bio-Rad</td><td>MLL9651</td><td></td></tr><tr><td>MultiSkan</td><td>Go Thermo Scientific</td><td>10680879</td><td></td></tr><tr><td>Nepheloskan Ascent (Tipo 750)</td><td>Labsystems</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Placa de Petri de poliestireno (tamaño 150 mm x 15 mm)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P5981-100EA</td><td></td></tr><tr><td>Cloruro de potasio</td><td>Merck</td><td>104936</td><td></td></tr><tr><td>Prisma 6 software</td><td>GraphPad</td><td></td><td></td></tr><tr><td>QBT2 Bloque calefactor</td><td>Grant Instruments</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Meta-arsenito de sodio</td><td>Fisher Chemical</td><td></td><td></td>12897692</tr><tr><td>Fosfato de sodio dibásico (Pi)</td><td>Sigma</td><td>S0876-1KG</td><td></td></tr><tr><td>Pirofosfato de sodio dibásico</td><td>Fluka</td><td>71501-100G</td><td></td></tr><tr><td>Citrato trisódico dihidratado</td><td>Fluka</td><td>71404-1KG</td><td></td></tr></tbody></table>

detección de inhibidores de la pirofosfatasa ligadas a la membrana thermotoga maritima

Screening for Thermotoga maritima Membrane-Bound Pyrophosphatase Inhibitors

Las pirofosfasiasas ligadas a la membrana (mPPases) son enzimas dimericas que se producen en bacterias, arqueas, plantas y parásitos protistas. Estas proteínas clan el pirofosfato en dos moléculas de ortofosfato, que se combina con el bombeo de protones y/o iones de sodio a través de la membrana. Dado que no se producen proteínas homólogas en animales y humanos, los mPPases son buenos candidatos en el diseño de posibles objetivos farmacológicos. Aquí presentamos un protocolo detallado para detectar inhibidores de mPPase utilizando la reacción azul de molibdeno en un sistema de placa de pozo 96. Utilizamos mPPase de la bacteria termofílica Thermotoga maritima (TmPPase) como enzima modelo. Este protocolo es simple y económico, produciendo un resultado consistente y robusto. La medición de la absorbancia tarda sólo una hora en completar el protocolo de ensayo de actividad desde el inicio del ensayo hasta la medición de absorción. Dado que el color azul producido en este ensayo es estable durante un largo período de tiempo, los ensayos posteriores se pueden realizar inmediatamente después del lote anterior, y la absorbancia se puede medir más tarde para todos los lotes a la vez. El inconveniente de este protocolo es que se hace manualmente y por lo tanto puede ser agotador, así como requerir buenas habilidades de pipeteo y mantenimiento del tiempo. Además, la solución de arsénito-citrato utilizada en este ensayo contiene arsnito sódico, que es tóxico y debe tratarse con las precauciones necesarias.

En este protocolo, se probaron ocho compuestos (1-8)(Figura 2A)junto con IDP, un inhibidor común de las pirofosfalasas, como un control positivo. Cada compuesto se probó a tres concentraciones diferentes (1 M, 5 m y 20 m) en triplicado. El flujo de trabajo del cribado se muestra en la Figura 1,a partir de la preparación de muestras y reactivos hasta la medición de absorbancia a 860 nm.
Al final de este protocolo, tras la adición de la...

Aquí presentamos un método de cribado para inhibidores de la pirofosfatasa ligada a la membrana (de Thermotoga maritima)basado en la reacción azul de molibdeno en un formato de placa de 96 pocillos.

Detección de inhibidores de la pirofosfatasa ligadas a la membrana Thermotoga maritima

Membrane-bound pyrophosphatases (mPPases) are dimeric enzymes that occur in bacteria, archaea, plants, and protist parasites. These proteins cleave ...

Nuestro protocolo funciona como una herramienta para encontrar compuestos que inhibe la desactividad de la pirofosfatasa ligada a la membrana. Y estos inhibidores se pueden utilizar en el tratamiento de varias enfermedades parasitarias. Este protocolo es barato y simple produciendo color estable durante mucho tiempo sin mostrar ninguna interferencia en presencia de alta concentración de fosfolípidos necesaria para la reactivación de enzimas.Preparar 10 mililitros de la solución tampón de reactivación, que contiene 20 milimolar M-E-S a PH 6.5, 3.5% de volumen por volumen de glicerol, dos mililitrolares D-T-T y 0.05%D-D-M. Preparar 10 mililitros del mezclador de reacción, que contiene 200 tris de milimolar clorhidrato a ocho PH. Cloruro de magnesio de ocho milimolares, cloruro de potasio 333 milimolar y cloruro de sodio 67 milimolar.Preparar 30 miligramos por mililitro liposomas para la reactivación de enzimas. En primer lugar, añadir 10 mililitros de 20 milimolar de clorhidrato de tris a PH ocho, con un D-T-T mililar a 0,3 gramos de alfa fosfatidilcolina L de soja. Ponga el liposoma en hielo y sonicar con un segundo post-intervalos durante un minuto.Haga una pausa durante un minuto y repita hasta que la solución se vuelva amarilla transparente. Aliquot los liposomas en 100 microlitros, congelar el nitrógeno líquido y almacenar a 80 grados Celsius negativos hasta que se utilice. Para reactivar la enzima, descongele la solución liposoma a temperatura ambiente.Mezclar 40 microlitros de la solución liposoma con 22,5 microlitros de 20%D-D-M. Mantener la mezcla a 55 grados centígrados durante 15 minutos. Y dejar que se enfríe a temperatura ambiente.A continuación, agregue 36,5 microlitros de la solución de búfer de reactivación. Mezcle y agregue un microlitro de proteína concentrada para hacer una concentración total de 0,13 miligramos por mililitro. A continuación, transfiera 20 microlitros de la enzima reactivada a 1480 microlitros de la mezcla de reacción.Mezclar suavemente y usar inmediatamente. En primer lugar, disolver los compuestos en D-M-S-O para hacer soluciones de stock de 50 milimolar en 200 microlitros. Para compuestos solubles, diluya la solución de stock con agua a un mililitro en microtubos, para dar dos, 10 y 100 micromolares.Para cada dilución, vórtice la solución compuesta para una mezcla adecuada. Después de eso, compruebe si hay divergación de compuestos, y utilizando una pipeta multicanal, dispensar 75 microlitros de la mezcla de reacción en cada pozo en una placa de 96 pozos. Agregue 75 microlitros de cada compuesto y agua como control en triplicado, y mezcle pipeteando hacia arriba y hacia abajo cinco veces.Mida cada pocóter a 300 voltios utilizando un neflómetro de microplaca. Para preparar la solución de citrato de arsenita, pesa cinco gramos de arsenita sódica y cinco gramos de citrato de trisódico dihidrato, disuelve ambos compuestos en 100 mililitros de agua. A continuación, añadir cinco mililitros de ácido acético glacial.Mezclar y añadir agua a 250 mililitros, almacenar a temperatura ambiente protegido de la luz. A continuación, preparar la solución A añadiendo 10 mililitros de hielo frío 0,5 ácido clorhídrico molar a 0,3 gramos de ácido ascórbico Disolver el ácido ascórbico por vórtice. Prepare la solución B añadiendo un mililitro de agua helada a 70 miligramos de tetrahidrato de amonio tetrataomolybdate, y vórtice para disolver.Almacene la solución A y B sobre hielo. Para preparar el estándar de fosfato con una concentración de cero, 62,5, 250 y 500 micromolares para calibración. Agregue cero microlitros, 12,5 microlitros, 50 microlitros y 100 microlitros de 5 fosfato disódico milimio dihidrato a cuatro microtubos que contienen 370 microlitros de la mezcla de reacción.Re cubra hasta un mililitro con agua. Ahora agregue un mililitro de solución B a 10 mililitros de solución A, mezcle a mano y almacene la solución en hielo. Usando una pipeta multicanal, agregue 40 microlitros de cero, 62.5, 250 y 500 micromolares de fosfato estándar a los scripts de tubo en triplicado.A continuación, añada 25 microlitros de solución compuesta y 15 microlitros de la mezcla de solución M-P-P-A de cada tubo. Excepto los tubos que contienen fosfato estándar. Selle las tiras de tubo con una lámina de sellado adhesiva.Corte la hoja de sellado para separar cada tira de tubo. A continuación, preinscinda la muestra durante cinco minutos a 71 grados centígrados. Coloque la muestra en el bloque calefactor con intervalos de 20 segundos entre cada tira.Para cada tira, abra el sellado adhesivo. Usando una pipeta multicanal, agregue 100 microlitros de dos dibásicas de pirofosfato sódico molar. Y mezcle en pipeteando arriba y abajo durante cinco veces.Selle la tira de tubo de nuevo con el mismo sellado. Incubar de nuevo a 71 grados centígrados durante cinco minutos. Después de eso, coloque las muestras en el aparato de enfriamiento con un intervalo de 20 segundos entre cada tira.Dejar enfriar durante cinco minutos y luego centrifugar cada tira brevemente para decantar las gotas de agua debajo de la hoja de sellado. Vuelva a colocar la tira en el aparato de refrigeración, retire el sellado y déjelos enfriar durante otros cinco minutos. A continuación, agregue 60 microlitros de la solución A y B, mezcle pipeteando hacia arriba y hacia abajo durante cinco veces, y mantenga las tiras de tubo en el aparato de enfriamiento durante 10 minutos más.En una campana de humo, agregue 90 microlitros de la solución de citrato de arsenita y manténgalo a temperatura ambiente durante al menos 30 minutos. Para producir un color azul estable. Dispensar 180 microlitros de cada mezcla de reacción en una microplaca de poliestireno transparente de 96 pocillos.Utilice un espectrofotómetro de microplacas para medir la absorbancia de cada pozo a 860 nanómetros. En este protocolo, ocho compuestos fueron probados junto con I-D-P, un inhibidor común de la pirofasfatasa como un control positivo. Después de la adición de la solución A y B, y citrato de arsenita, un color azul en 30 minutos de incubación a temperatura ambiente.Las tres concentraciones de compuestos no inhibidores, mostraron la misma intensidad de color azul. Así como E-1 a E-3 sin ningún inhibidor. La gráfica de la actividad enzimática contra la concentración de cada compuesto probado, muestra que el compuesto con actividad de inhibición formó un ajuste de curva no lineal.La gráfica de I-D-P como control positivo, muestra claramente una disminución en la actividad a concentraciones más altas. La curva de inhibición para los compuestos uno, cinco, seis, siete y ocho. Muestra concentraciones inhibitoras medias a 1,7 micromolares, 21,4 micromolares, 58,8 micromolares, 239,0 micromolares y superiores a 500 micromolares, respectivamente.Recuerde prepararse, la solución M-P-P-A. Justo antes del comienzo del ensayo.

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Research

Investigación

JoVE Journal

Biochemistry

Bioquímica

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Un método de screening para la evolución dirigida de enzimas termoestables bacteriolítica

Fuente: Vidilaseris, K., et al. Detección de inhibidores de la pirofosfatasa unidos a la membrana de Thermotoga maritima . J. Vis. Exp. (2019)Este video muestra un ensayo colorimétrico para detectar inhibidores de la pirofosfatasa bacteriana unida a la membrana (mPPasa) mediante la cuantificación de la liberación de ortofosfato. El método permite la identificación de compuestos que inhiben la mPPasa de Thermotoga maritima, un posible objetivo farmacológico antimicrobiano.

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Este trabajo presenta un método de cribado de alto rendimiento utilizando un sistema universal de cribado genético de enzimas que teóricamente puede aplicarse a más de 200 enzimas. En este caso, el sistema de cribado único identifica tres enzimas diferentes (lipasa, celulasa y fosfatasa alcalina) simplemente cambiando el sustrato utilizado (acetato de p-nitrofenilo, p-nitrofenil-β-D-celobiósido y fosfato de fenilo).

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Detección de inhibidores de la pirofosfatasa ligadas a la membrana Thermotoga maritima

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