Name: Modelo estandarizado de fibrilación ventricular y soporte vital cardíaco avanzado en porcino (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2020-01-30T15:30:00.000+00:00
Duration: 5 min 36 s
Description: Aprenda a inducir y tratar la fibrilación ventricular en un modelo porcino estandarizado. Este método mejora la comprensión de las técnicas de reanimación y su aplicabilidad clínica en medicina de emergencias.

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Los autores quieren agradecer a Dagmar Dirvonskis por su excelente apoyo técnico.

Los experimentos de este protocolo fueron aprobados por el Comité Estatal e Institucional de Cuidado de Animales (Landesuntersuchungsamt Rheinland-Pfalz, Coblenza, Alemania; Presidenta: Dra. Silvia Eisch-Wolf; aprobación no. G16-1-042). Los experimentos se llevaron a cabo de acuerdo con las directrices de LA ARRIVE. Siete cerdos macho anestesiados (sus scrofa domestica) con un peso medio de 30 x 2 kg y 12-16 semanas de edad fueron incluidos en el protocolo.
1. Anestesia, intubación y ventilación mecánica13,14
<ol><li>Mantenga a los animales en su entorno normal el mayor tiempo posible para minimizar el estrés. Retener los alimentos 6 h antes del experimento programado para reducir el riesgo de aspiración, pero no rechazar el acceso al agua.</li>
	<li>Cerdos sedados con una inyección combinada de ketamina (4 mg/kg) y azaperona (8 mg/kg) en el cuello o en el músculo glúteo con una aguja (20 G) para inyección intramuscular. Dejar a los animales sin perturbar en sus establos hasta que la sedación llegue (15-20 min). ADVERTENCIA: Los guantes son absolutamente necesarios al manipular animales.</li>
	<li>Transportar a los animales sedados al laboratorio. El tiempo de transporte no debe exceder el tiempo de sedación efectiva (aquí, 30-60 min).</li>
	<li>Supervise la saturación periférica de oxígeno (SpO2) con un sensor recortado a la cola o al oído.</li>
	<li>Desinfectar la piel con un desinfectante alcohólico antes de insertar un catéter de vena periférica (20 G) en una vena del oído. Rocíe el área, limpie 1x, rocíe de nuevo y deje secar el desinfectante.</li>
	<li>Administrar analgesia mediante inyección intravenosa de fentanilo (4 g/kg). Inducir la anestesia con inyección intravenosa de propofol (3 mg/kg)</li>
	<li>Coloque el cerdo en posición supina en una camilla con un colchón de vacío y retírelo con vendas. Aplicar relajante muscular mediante inyección intravenosa de atracurium (0,5 mg/kg)</li>
	<li>Inicie directamente la ventilación no invasiva con una máscara de ventilación para perros (tamaño 2). Los parámetros de ventilación son los siguientes: FiO2 (fracción inspiratoria de oxígeno) a 100%, frecuencia respiratoria a 18-20 respiraciones/min, presión máxima <20 cmH20, PEEP (presión final positiva-espiratoria) a 5 cmH20.</li>
	<li>Mantener la anestesia mediante perfusión continua de fentanilo (0,1-0,2 mg kg-1 h-1) y propofol (8-12 mg kg-1 h-1). Iniciar una perfusión continua de solución electrolito equilibrada (5 mL kg-1 h-1).</li>
	<li>Asegure las vías respiratorias a través de la intubación con un tubo endotraqueal común (ID 6-7) y un introductor. Utilice un laringoscopio común con una hoja Macintosh (tamaño 4). Dos personas son necesarias para este paso.<ol>
<li>Asegúrese de que una persona arregle la lengua afuera con un pedazo de tejido y abra el hocico con la otra mano.<ol>
<li>Asegúrese de que la segunda persona realice una laringoscopia de la laringe porcina. Cuando la epiglotis entre en la vista, mueva el laringoscopio ventralmente. La epiglotis debe levantarse y las cuerdas vocales serán visibles. NOTA: Si la epiglotis no se mueve ventralmente, se pegará al palatino suave y se puede movilizar por la punta del tubo.</li>
		</ol>
</li>
	</ol></li>
	<li>Mueva el tubo con cuidado a través de las cuerdas vocales. NOTA: El punto más estrecho de la tráquea no está en el nivel de las cuerdas vocales, sino que es subglottípico. Si la inserción del tubo no es posible, intente girar el tubo en el sentido de las agujas del reloj o utilice un tubo más pequeño.</li>
	<li>Tire del introductor del tubo. Utilice una jeringa de 10 ml para bloquear el manguito con 10 ml de aire. Controle la presión del manguito con un gestor de manguitos (30 cmH2O).</li>
	<li>Iniciar la ventilación mecánica después de la conexión del tubo con un respirador (PEEP a 5 cmH2O, volumen de marea a 8 ml/kg, FiO2 a 0,4, I:E [inspiración a relación de caducidad] - 1:2, frecuencia respiratoria - variable para lograr un CO2 de marea final de <6 kPa, por lo general 20-30/min). Asegúrese de que la posición del tubo sea correcta mediante la exhalación regular y periódica de dióxido de carbono a través de la capnografía.</li>
	<li>Compruebe la ventilación de doble cara a través de la auscultación. NOTA: En caso de colocación incorrecta del tubo, un estómago lleno de aire forma rápidamente una protuberancia claramente visible a través de la pared abdominal. En este caso, es necesario reemplazar inmediatamente el tubo y la inserción de un tubo gástrico. Si la intubación no tiene éxito, cambie de nuevo a la ventilación de la máscara y pruebe un tubo más pequeño o mejor posicionamiento del hocico.</li>
	<li>Coloque la sonda gástrica en el estómago para evitar el reflujo y los vómitos con dos personas.<ol>
<li>Fijar la lengua afuera con un pedazo de tejido y abrir el hocico con la otra mano.<ol>
<li>Asegúrese de que una segunda persona realice una laringoscopia de la laringe porcina y luego visualice el esófago. Empuje el tubo gástrico dentro del esófago con los fórceps de Un Magill hasta que se drene el líquido gástrico. NOTA: La visualización puede ser difícil. En este caso, levante el tubo con el laringoscopio ventralmente para abrir el esófago.</li>
		</ol>
</li>
	</ol></li>
</ol>2. Instrumentación
<ol><li>Utilice vendas para tirar hacia atrás de las patas traseras para alisar los pliegues en el área femoral para la catherización del recipiente.</li>
	<li>Prepare los siguientes materiales: jeringas (5 ml, 10 ml y 50 ml), aguja Seldinger, vainas introductoras (6 Fr, 8 Fr, 8 Fr), cables guía para las vainas, catéter venoso central con tres puertos (7 Fr, 30 cm) con alambre guía, monitor de salida cardiaca(Tabla de materiales)y un catéter (5 Fr, 20 cm).</li>
	<li>Desinfectar el área inguinal (ver paso 1.6). Repita este proceso 2x.</li>
	<li>Llene todos los catéteres con solución salina. Aplique gel de ultrasonido en la sonda de ultrasonido. Cubra la zona inguinal con una cortina fenestada estéril.</li>
	<li>Escanee los vasos femorales derecho con ultrasonido y utilice la técnica doppler para identificar la arteria y la vena15. Visualice la arteria femoral derecha axialmente. Cambie a una vista longitudinal de la arteria girando la sonda 90o.</li>
	<li>Perfore la arteria femoral derecha bajo visualización por ultrasonido con la aguja Seldinger bajo aspiración permanente con la jeringa de 5 ml. NOTA: En nuestra opinión, la técnica de Seldinger guiada por ultrasonido se asocia con una pérdida de sangre y traumatismos tisulares significativamente menores que otros métodos de acceso vascular.</li>
	<li>Confirme la posición deseada de la aguja observando sangre brillante y roja. Desconecte la jeringa e inserte rápidamente el cable guía en la arteria femoral derecha.</li>
	<li>Visualice el eje longitudinal de la vena femoral derecha. Inserte la aguja Seldinger bajo aspiración permanente con la jeringa de 5 ml. Aspirar cualquier sangre venosa no pulsante de color rojo oscuro. NOTA: Si no se puede confirmar visualmente la posición correcta de la aguja en los diferentes vasos, tome muestras de sangre y analice el contenido de gas sanguíneo. Un nivel alto de oxígeno es un buen signo para la sangre arterial, mientras que la baja saturación de oxígeno indica una posición intravenosa.</li>
	<li>Inserte el alambre guía para el catéter venoso central en la vena femoral derecha después de desconectar la jeringa. Retirar la aguja Seldinger.</li>
	<li>Visualice ambos vasos rectos utilizando ultrasonido para controlar la posición correcta del cable. Empuje la vaina del introductor arterial (6 Fr) sobre el alambre guía en la arteria derecha y asegure la posición con la aspiración de sangre. NOTA: Colocar la vaina a través de la piel puede ser difícil. Puede ser útil realizar una pequeña incisión a lo largo del alambre para facilitar una mejor colocación.</li>
	<li>Utilice la técnica de Seldinger para colocar la línea venosa central en la vena femoral derecha. Aspirar todos los puertos y lavarlos con solución salina.</li>
	<li>Realice el mismo procedimiento en el lado inguinal izquierdo para insertar las otras vainas del introductor en la técnica de Seldinger en la arteria femoral izquierda (8 Fr) y la vena femoral (8 Fr).</li>
	<li>Conecte la vaina del introductor arterial derecho y el catéter venoso central con dos sistemas de transductores para la medición de la hemodinámica invasiva. Coloque ambos transductores a nivel del corazón.</li>
	<li>Cambie los tolares de vía de árbol de ambos transductores abiertos a la atmósfera para calibrar el sistema a cero. NOTA: Es necesario evitar cualquier burbuja de aire y manchas de sangre en el sistema para generar valores plausibles.</li>
	<li>Cambie todas las perfusiones para mantener la anestesia desde la vena periférica hasta una línea venosa central. Tome los valores basales (hemodinámica, espirometría y otra salida del monitor cardíaco; ver sección 3) después de una recuperación de 15 minutos.</li>
	<li>Iniciar la fibrilación ventricular (ver sección 4).</li>
</ol>3. Salida cardíaca de contorno de pulso
<ol><li>Inserte el catéter de termodilución transpulmonal en la vaina del introductor arterial derecho. NOTA: En la medicina clínica, los catéteres de termodilución se colocan directamente mediante la técnica de Seldinger. Sin embargo, la colocación a través de una funda de introducción también es factible. En el protocolo propuesto, las vainas se colocan como un acceso vascular estandarizado para una máxima flexibilidad en la instrumentación a lo largo de diferentes experimentos.</li>
	<li>Conecte el catéter con el cable arterial del sistema de monitor cardíaco. Cambie el transductor arterial directamente con el puerto del monitor cardíaco y vuelva a calibrarlo como se describe en el paso 2.14. Conecte la unidad de medición venosa del sistema de monitor cardíaco con la funda del introductor bono izquierdo. NOTA: Es necesario conectar las sondas venosas y arteriales lo más distantes posible; de lo contrario, la medición será perturbada, porque la aplicación de agua fría en el sistema venoso afectará a la medición arterial. Más detalles sobre PiCCO2 se han proporcionado anteriormente16.</li>
	<li>Encienda el sistema de monitor cardíaco. Confirme que se está midiendo un nuevo paciente. Introduzca el tamaño y el peso.</li>
	<li>Cambie la categoría a adultos. Introduzca el nombre del protocolo y el ID. Haga clic en Salir.</li>
	<li>Ajuste el volumen de inyección a 10 ml. NOTA: El volumen de la solución de inyección elegida se puede cambiar en el software. Un volumen más alto hace que los valores medidos sean más válidos. Se eligió un pequeño volumen para este experimento para evitar cualquier efecto de hemodilución.</li>
	<li>Introduzca la presión venosa central.</li>
	<li>Abra la parada de tres vías a la atmósfera.</li>
	<li>Haga clic en Cero para la calibración del sistema. Haga clic en Salir.</li>
	<li>Calibrar la medición de salida cardíaca continua.<ol>
<li>Haga clic en TD (termodilución). Preparar una solución salina fisiológica con una temperatura de 4 oC en una jeringa de 10 ml. Haga clic en Inicio.</li>
		<li>Inyectar 10 ml de solución salina fría rápida y constantemente en la unidad de medición venosa. Espere hasta que se complete la medición y el sistema solicite una repetición.</li>
		<li>Repita el paso anterior hasta que se completen tres mediciones. El sistema calculará la media de todos los parámetros. Haga clic en Salir. NOTA: Las mediciones comenzarán inmediatamente después de que se haya completado la calibración. Aunque las mediciones de salida cardíaca durante la RCP no se realizan regularmente, los resultados plausibles han sido capaces de afirmarse después de una calibración adecuada17,18.</li>
	</ol>
</li>
</ol>4. Fibrilación ventricular y reanimación mecánica
<ol><li>Coloque los electrodos de parche del desfibrilador en la posición anterior-posterior en el torso. El electrodo posterior debe colocarse en el hemitórax izquierdo central. NOTA: Utilice una maquinilla de afeitar para eliminar el exceso de cabello y suciedad para facilitar una conducción óptima.</li>
	<li>Conecte los electrodos a un desfibrilador y establezca un ECG.</li>
	<li>Inmovilizar al cerdo dentro del colchón de vacío. Desinflar el colchón para evitar movimientos no deseados durante la RCP. Controlde la fijación de las extremidades.</li>
	<li>Coloque el dispositivo de compresión torácica (aquí, LUCAS-2) alrededor del pecho y debajo del colchón de vacío de acuerdo con las recomendaciones del fabricante. Ajuste la almohadilla de presión al tercio inferior del esternón en posición mediana.</li>
	<li>Encienda el dispositivo de compresión torácica (botón de encendido) y baje la almohadilla de presión al nivel de la piel. Establezca la frecuencia de compresión en 100/min, si no se define de otro modo en el protocolo. Pulse el botón Pausa para preparar el dispositivo de compresión para las compresiones torácicas.</li>
	<li>Inserte un catéter de fibrilación/ritmo en la vena femoral izquierda a través de la vaina i.v.</li>
	<li>Infle el manguito del catéter con 1-2 ml de aire. Empuje lentamente el brazalete inflado aún más hasta que se coloque junto a la aurícula derecha (generalmente alrededor de una distancia de 50 cm).</li>
	<li>Conecte los electrodos del catéter a un osciloscopio/generador de funciones adecuado. Ajuste los parámetros de fibrilación a los valores deseados (aquí, una corriente de 13,8 V con frecuencias entre 50-200 Hz).</li>
	<li>Encienda el generador y supervise los cambios de ECG. Mueva el catéter lentamente hacia adelante hasta que se detecten arritmias en el ECG. ADVERTENCIA: Evite que los electrodos separados al final del catéter toquen la piel humana o entre sí para evitar cortocircuitos y situaciones potencialmente mortales.</li>
	<li>Variar cuidadosamente la posición del catéter hasta que se pueda detectar la fibrilación ventricular. NOTA: Puede ser difícil inducir la fibrilación de inmediato. Si se alcanza una posición en la que se pueden ver efectos de ECG, cambiar la frecuencia o encender y apagar repetidamente el generador a veces puede ser útil.</li>
	<li>Una vez confirmada la fibrilación ventricular, apague el generador, desinflate el balón y retire el catéter de fibrilación. Mantenga la fibrilación con o sin ventilación durante el tiempo que sea necesario.</li>
	<li>Inicie las compresiones mecánicas del pecho pulsando el botón Reproducir del dispositivo de compresión. Para interrumpir las compresiones torácicas, pulse el botón Pausa del dispositivo de compresión.</li>
	<li>Analice los patrones de ECG. Si la fibrilación ventricular persiste, prepare la desfibrilación.<ol>
<li>Entra en el modo Manual en el menú del desfibrilador. Ajuste la energía a 200 J bifásico.</li>
		<li>Pulse el botón Cargar. Espere hasta que la señal acústica se encienda para indicar un valor de choque preparado. Inicie la descarga eléctrica. ADVERTENCIA: Solo los usuarios experimentados deben manejar desfibriladores y catéteres de fibrilación. No se deben iniciar golpes si hay alguna indicación de materiales defectuosos o desgastados. El inicio de una descarga eléctrica siempre debe ser anunciado claramente audible para cada persona en la habitación, y la persona que lanza la desfibrilación es responsable de asegurarse de que nadie está tocando el animal o camilla antes de liberar el choque. NOTA: Aquí se utilizó el protocolo de reanimación basado en directrices (es decir, 2 min de compresiones torácicas, evaluación de ECG, shock, 2 min de compresiones torácicas, administración de adrenalina, etc.). Para más información, consulte las directrices4.</li>
	</ol></li>
	<li>En caso de retorno de la circulación espontánea (ROSC), detenga las compresiones torácicas, continúe la ventilación y aplique la monitorización durante el tiempo que sea necesario. NOTA: La administración de medicamentos anestésicos puede o no interrumpirse durante la RCP, dependiendo del protocolo. Si se interrumpe la sedación, la perfusión debe reiniciarse tras la ROSC confirmada.</li>
	<li>Se recomienda un enfoque dirigido a objetivos para la orientación de la administración de líquidos y catecolaminas, así como los ajustes respiratorios y de ventilación estandarizados para prevenir el deterioro cardiorrespiratorio en la fase ROSC que conduce a la falla experimental.</li>
</ol>5. Fin del experimento y la eutanasia (en el caso del ROSC)
<ol><li>Inyectar 0,5 mg de fentanilo en la línea venosa central. Espere 5 min. Inyectar 200 mg de propofol en la línea venosa central.</li>
	<li>Eutanasia al animal con una inyección de cloruro de potasio de 40 mmol.</li>
	<li>Realice la extracción/fijación de órganos o análisis según sea necesario.</li>
</ol>

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<li>Ziebart, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Low+tidal+volume+pressure+support+versus+controlled+ventilation+in+early+experimental+sepsis+in+pigs%5BTitle%5D)+AND+%22Respiratory+Research%22%5BJournal%5D)">Low tidal volume pressure support versus controlled ventilation in early experimental sepsis in pigs.</a> Respiratory Research. 15, 101(2014).</li>
<li>Tan, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Duration+of+cardiac+arrest+requires+different+ventilation+volumes+during+cardiopulmonary+resuscitation+in+a+pig+model%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Clinical+Monitoring+and+Computing%22%5BJournal%5D)">Duration of cardiac arrest requires different ventilation volumes during cardiopulmonary resuscitation in a pig model.</a> Journal of Clinical Monitoring and Computing. , (2019).</li>
<li>Kill, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mechanical+ventilation+during+cardiopulmonary+resuscitation+with+intermittent+positive-pressure+ventilation%2C+bilevel+ventilation%2C+or+chest+compression+synchronized+ventilation+in+a+pig+model%5BTitle%5D)+AND+%22Critical+Care+Medicine%22%5BJournal%5D)">Mechanical ventilation during cardiopulmonary resuscitation with intermittent positive-pressure ventilation, bilevel ventilation, or chest compression synchronized ventilation in a pig model.</a> Critical Care Medicine. 42 (2), e89-e95 (2014).</li>
<li>Speer, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mechanical+Ventilation+During+Resuscitation%3A+How+Manual+Chest+Compressions+Affect+a+Ventilator%27s+Function%5BTitle%5D)+AND+%22Advances+in+Therapy%22%5BJournal%5D)">Mechanical Ventilation During Resuscitation: How Manual Chest Compressions Affect a Ventilator's Function.</a> Advances in Therapy. 34 (10), 2333-2344 (2017).</li>
<li>Kill, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chest+Compression+Synchronized+Ventilation+versus+Intermitted+Positive+Pressure+Ventilation+during+Cardiopulmonary+Resuscitation+in+a+Pig+Model%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+ONE%22%5BJournal%5D)">Chest Compression Synchronized Ventilation versus Intermitted Positive Pressure Ventilation during Cardiopulmonary Resuscitation in a Pig Model.</a> PLoS ONE. 10 (5), e0127759(2015).</li>
<li>Newell, C., Grier, S., Soar, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Airway+and+ventilation+management+during+cardiopulmonary+resuscitation+and+after+successful+resuscitation%5BTitle%5D)+AND+%22Critical+Care%22%5BJournal%5D)">Airway and ventilation management during cardiopulmonary resuscitation and after successful resuscitation.</a> Critical Care. 22 (1), 190(2018).</li>
</ol>

El dispositivo LUCAS-2 fue proporcionado incondicionalmente por Stryker/Physio-Control, Redmond, WA, EE. UU. para fines de investigación experimental. Ningún autor informa de conflictos de intereses.

Algunos de los principales problemas técnicos relacionados con la anestesia en un modelo porcino han sido descritos previamente por nuestro grupo13,14. Estos incluyen la evitación estricta del estrés y el dolor innecesario para los animales, posibles problemas anatómicos durante el manejo de las vías respiratorias, y requisitos específicos del personal19.
Además, los beneficios del cateterismo guiado por ultraso...

El paro cardíaco y la reanimación cardiopulmonar (RCP) se encuentran regularmente en emergencias médicas en las salas de hospitales, así como en los escenarios de los proveedores de emergencias preclínicas1,2. Si bien ha habido grandes esfuerzos para caracterizar el tratamiento óptimo para esta situación3,4,5,6, directrices internacionales y recomendaciones de expertos (por ejemplo, ERC e ILCOR) generalmente se basan en evidencia de bajo grado debido a la falta de ensayos aleatorios prospectivos3,4,5,7,8,9. Esto se debe en parte a las obvias reservas éticas con respecto a los protocolos de reanimación aleatorizados en los ensayos en humanos10. Sin embargo, esto también puede apuntar hacia la falta de estricta adherencia al protocolo cuando se enfrenta a una situación potencialmente mortal y estresante11,12. El protocolo presentado en este informe tiene por objeto proporcionar un modelo de reanimación estandarizado en un entorno clínico realista, que genere datos valiosos y prospectivos, siendo lo más válido y preciso posible sin necesidad de seres humanos. Se adhiere a las pautas comunes de reanimación, se puede aplicar fácilmente y permite a las investigaciones examinar y caracterizar diversos aspectos e intervenciones en un entorno crítico pero controlado. Esto conducirá a 1) una mejor comprensión de los mecanismos patológicos subyacentes a la paro cardíaco y la fibrilación ventricular y 2) evidencia de mayor calidad con el fin de optimizar las opciones de tratamiento y aumentar las tasas de supervivencia.

<table><tbody><tr><td>1 M- Cloruro de calio-L&ouml; sung 7,46% 20ml</td><td>Fresenius, Kabi Deutschland GmbH</td><td></td><td>cloruro de potasio</td></tr><tr><td>Arterenol 1mg/ml 25 ml</td><td>Sanofi- Aventis, Seutschland GmbH</td><td></td><td>norepinefrina</td></tr><tr><td>Atracurio Hikma 50mg/5ml</td><td>Hikma Pharma GmbH, Martinsried</td><td></td><td>atracurio</td></tr><tr><td>BD Discardit II Spritze 2,5,10,20 ml</td><td>Becton Dickinson S.A. Carretera Mequinenza Fraga, España</td><td></td><td>jeringa</td></tr><tr><td>BD Luer Connecta</td><td>Becton Dickinson Infusion Therapy AB Helsingborg, Schweden</td><td></td><td>Llave de paso de 3 vías</td></tr><tr><td>BD Microlance 3 20 G</td><td>Becton Dickinson S.A. Carretera Mequinenza Fraga, España</td><td></td><td>cánula</td></tr><tr><td>CorPatch Easy Electrodes</td><td>CorPuls, Kaufering, Alemania</td><td></td><td>electrodos desfibriladores</td></tr><tr><td>Corpuls 3</td><td>Corpuls, Kaufering, Alemania</td><td></td><td>desfibrilador</td></tr><tr><td>Datex Ohmeda S5</td><td>GE Healthcare Finland Oy, Helsinki, Finlandia</td><td></td><td>monitor hemodinámico</td></tr><tr><td>Engstr&ouml; m Carestation</td><td>GE Heathcare, Madison USA</td><td></td><td>ventilador</td></tr><tr><td>Fentanilo-Janssen 0,05 mg/ml</td><td>Janssen-Cilag GmbH, Neuss</td><td></td><td>fentanilo</td></tr><tr><td>F&uuml; hrungsstab, Durchmesser 4.3</td><td>R&uuml; </td><td></td><td>sch introductor de tubo endotraqueal</td></tr><tr><td>Incetomat-line 150 cm</td><td>Fresenius, Kabi Deutschland GmbH</td><td></td><td>perfusorlina</td></tr><tr><td>Ketamin-Hameln 50mg/ml</td><td>Hameln Pharmaceuticals GmbH</td><td></td><td></td></tr><tr><td>laringoscopio</td> de ketamina <td>R&uuml; </td><td></td><td>laringoscopio</td>sch</tr><tr><td>logicath 7 Fr 3 lúmenes 30cm lang</td><td>Smith- Medical Deutschland GmbH</td><td></td><td>catéter venoso central</td></tr><tr><td>LUCAS-2</td><td>Physio-Control/Stryker, Redmond, WA, USA</td><td></td><td>dispositivo de compresión torácica</td></tr><tr><td>Masimo Radical 7 Masimo</td><td>Corporation Irvine, Ca 92618 USA</td><td></td><td>saturación de oxígeno periférico</td></tr><tr><td>Neofox Sensor de oxígeno fibra de 300 micras</td><td>Ocean óptica Largo, FL EE. UU</td><td></td><td>. mediciones ultrarrápidas de pO2</td></tr><tr><td>&Ouml; ls&auml; ure reinst Ph. Eur NF C18H34O2 M0282,47g/mol Dichte 0,9</td><td>Applichem GmbH Darmstadt, Alemania ácido</td><td></td><td>oleico</td></tr><tr><td>Jeringa perfusora original 50ml Luer Lock</td><td>B.Braun Melsungen AG, Alemania</td><td></td><td>perfusoringa</td></tr><tr><td>Osypka pace, 110 cm</td><td>Osypka Medical GmbH, Rheinfelden-Herten, Alemania</td><td></td><td>Catéter de marcapasos/fibrilación</td></tr><tr><td>PA-Katheter Swan Ganz 7,5 Fr 110cm</td><td>Edwards Lifesciences LLC, Irvine CA, EE.UU.</td><td></td><td>PAC</td></tr><tr><td>Juego de introductores de vaina percutánea 8,5 y 9 Fr, 10 cm con válvula de hemostasia/puerto lateral integrado</td><td>Arrow international inc. Reading, PA, EE. UU</td><td></td>. <td>Vaina introductora</td></tr><tr><td>Perfusor FM Braun</td><td>B.Braun Melsungen AG, Alemania</td><td></td><td>bomba de jeringa</td></tr><tr><td>Propofol 2% 20mg/ml (matraces de 50ml)</td><td>Fresenius, Kabi Deutschland GmbH</td><td></td><td>propofol</td></tr><tr><td>Radifocus Introducer II, 5-8 Fr</td><td>Terumo Corporation Tokio, Japón</td><td></td><td>funda introductora</td></tr><tr><td>R&uuml; schelit Super Safety Clear >ID 6/ 6,5 /7,0 mm</td><td>Teleflex Medical Sdn. Bhd, Malasia</td><td></td><td>tubo endotraqueal</td></tr><tr><td>Seldinger Nadel mit Fixierfl&uuml; gel</td><td>Smith- Medical Deutschland GmbH</td><td></td><td>cánula seldinger</td></tr><tr><td>Sonosite Micromaxx Ultrasoundsystem</td><td>Sonosite Bothell, WA, USA</td><td></td><td></td></tr><tr><td>ultrasound Stainless Macintosh Gr&ouml; &szlig; e 4</td><td>Welsch Allyn69604</td><td></td><td>cuchilla para laringoscopio</td></tr><tr><td>Stresnil 40mg/ml</td><td>Lilly Deutschland GmbH, Abteilung Elanco Animal Health</td><td></td><td>azaperona</td></tr><tr><td>Vasofix Safety 22G-16G</td><td>B.Braun Melsungen AG, Alemania</td><td></td><td>catéter venoso</td></tr><tr><td>Voltcraft Modelo 8202</td><td>Voltcraft, Hirschau, Alemania</td><td></td><td>osciloscopio/generador de funciones</td></tr></tbody></table>

modelo estandarizado de fibrilación ventricular y soporte vital cardíaco avanzado en porcino

Standardized Model of Ventricular Fibrillation and Advanced Cardiac Life Support in Swine

La reanimación cardiopulmonar después de un paro cardíaco, independientemente de su origen, es una emergencia médica regularmente encontrada en hospitales, así como en entornos preclínicos. Los ensayos aleatorios prospectivos en sujetos humanos son difíciles de diseñar y éticamente ambiguos, lo que resulta en la falta de terapias basadas en la evidencia. El modelo presentado en este informe representa una de las causas más comunes de paros cardíacos, la fibrilación ventricular, en un entorno estandarizado en un modelo animal grande. Esto permite observaciones reproducibles y diversas intervenciones terapéuticas en condiciones clínicamente precisas, facilitando así la generación de mejores pruebas y, finalmente, el potencial para un mejor tratamiento médico.

Se indujo un paro cardíaco en siete cerdos. Se logró el retorno de la circulación espontánea después de la RCP en cuatro cerdos (57%) con una media de 3 x 1 desfibrilaciones bifásicas. Los cerdos sanos y adecuadamente anestesiados deben permanecer en posición supina sin temblar y signos de agitación durante todo el experimento. Las presiones arteriales medias no deben caer por debajo de 50 mmHg antes del inicio de la fibrilación18. Para obtener resultados óptimos, ...

La reanimación cardiopulmonar y la desfibrilación son las únicas opciones terapéuticas eficaces durante el paro cardíaco causado por la fibrilación ventricular. Este modelo presenta un régimen estandarizado para inducir, evaluar y tratar este estado fisiológico en un modelo porcino, proporcionando así un enfoque clínico con diversas oportunidades para la recopilación y análisis de datos.

Modelo estandarizado de fibrilación ventricular y soporte vital cardíaco avanzado en porcino

Cardiopulmonary resuscitation after cardiac arrest, independent of its origin, is a regularly encountered medical emergency in hospitals as well as ...

Estandarizar un modelo de reanimación en animales con una fisiología cardiopulmonar comparable a los seres humanos ayuda en el estudio y la comprensión de nuevas opciones de terapia para, en última instancia, mejorar los resultados de los pacientes. Para una correcta aplicación del modelo y las interpretaciones adecuadas de los resultados, se recomienda encarecidamente la experiencia en medicina de emergencia y el cuidado intensivo de pacientes en estado crítico. La principal ventaja de este procedimiento es la mejor aplicabilidad sensacional de resultados positivos y en un entorno experimental adicional desafiante.La demostración inicial de la configuración experimental puede ayudar significativamente ya que la colocación del electrodo y la almohadilla de compresión son cruciales para una ejecución exitosa y a menudo se describen únicamente a través de texto solo. Este protocolo proporciona información más detallada sobre el mecanismo de reanimación para proveedores de cuidados críticos e intensivos en entornos prehospitalarios y clínicos. Después de la colocación del catéter de termodilución trans-pulmonal en el cerdo sedado, experimental, coloque un electrodo de parche de desfibrilador anterior en el torso y un electrodo posterior en el hemitórax izquierdo central.Conecte los electrodos a un desfibrilador para establecer ECG e inmovilizar al cerdo dentro de un colchón de vacío. Desinflar el colchón para evitar movimientos no deseados durante la RCP y asegurar las extremidades. Coloque un dispositivo de compresión torácica alrededor del pecho y debajo del colchón de vacío de acuerdo con las recomendaciones del fabricante y ajuste la almohadilla de presión al tercio inferior del estern en posición mediana.Para un posicionamiento óptimo del dispositivo de compresión torácica, es posible que el animal tenga que ser desplazado hacia el lado dentro del colchón desinflado. Cuando el dispositivo esté en su lugar, encienda el dispositivo y baje la almohadilla de presión a la piel. Pulse pausa para preparar el dispositivo para las compresiones torácias e inserte un catéter de fibrilación dentro de la vena femoral izquierda a través de la vaina intravenosa.Infle el brazalete del catéter con uno o dos mililitros de aire y empuje lentamente el manguito inflado unos 50 centímetros hasta que se coloque junto a la aurícula derecha. Conecte los electrodos del catéter a un generador de funciones de osciloscopio adecuado y ajuste los parámetros de fibrilación a los valores experimentales adecuados. A continuación, encienda el generador mientras monitorea los cambios de ECG, moviendo el catéter lentamente hacia adelante hasta que se puedan detectar arritmias en el ECG.Varíe cuidadosamente la posición del catéter hasta que se pueda detectar la fibrilación ventricular. Una vez confirmada la fibrilación ventricular, apague el generador y desinfle y retire el catéter de fibrilación. A continuación, pulse play en el dispositivo de compresión para iniciar las compresiones mecánicas del pecho.Para interrumpir las compresiones torácias, pulse el botón de pausa del dispositivo de compresión. Analice los patrones de ECG. Si la fibrilación ventricular persiste, entre en el modo manual en el menú del desfibrilador y ajuste la energía a 200 julios por fase.Pulse el botón de carga y espere hasta que se encienda la señal acústica para indicar un valor de choque preparado antes de iniciar la descarga eléctrica. En el caso del retorno de la circulación espontánea, detenga las compresiones torácias, continúe con la ventilación y aplique la monitorización de forma extensiva y durante el tiempo que sea necesario. Se puede asumir un paro cardíaco inducido por catéter de pacing si las lecturas del ECG muestran fibrilación ventricular y la línea arterial no mide ninguna salida cardíaca o variaciones de presión.Una vez iniciadas las compresiones torácias, la generación suficiente de la producción cardíaca se indica con una presión arterial media de 30 a 50 mililitros de mercurio y, si se adhiere a las pautas de reanimación, la administración de un miligramo de adrenalina da lugar a un aumento sustancial de la presión arterial en un minuto. El retorno de la circulación espontánea se confirma por un aumento dramático en las mediciones espiratorias de dióxido de carbono y un ritmo cardíaco organizado en el ECG en la salida cardíaca respectiva observada por la medición arterial. La hipercapnia y una disminución del índice de Horovitz se observan comúnmente después del retorno de la circulación espontánea y un restablecimiento de la ventilación mecánica controlada conduce a la recompensa y a afecciones respiratorias estables.La falta de filtración o desalojamiento del dispositivo de compresión torácica durante el experimento pone en peligro los resultados. Por lo tanto, se debe tener cuidado para evitar el reposicionamiento. Con este procedimiento, se puede realizar una evaluación estandarizada de la salida cardíaca y la relación ventilación-perfusión durante la reanimación para caracterizar los efectos ampliamente cardiopulmonares.Los modelos estandarizados de reanimación tienen que identificar nuevas técnicas de ventilación durante la RCP, lo que podría ayudar a mejorar el resultado del paciente. Al intentar protocolos que utilizan desfibrilación y osciloscopios, la experiencia adecuada y la precaución son primordiales para prevenir situaciones y lesiones potencialmente mortales.

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Research

Investigación

JoVE Journal

Medicine

Medicina

Este protocolo describe el modelo porcino infarto de miocardio (IM) con un 90 min a tórax cerrado oclusión coronaria con balón de la arteria descendente anterior izquierda (LAD), seguido de reperfusión. Por otra parte, el protocolo para varios parámetros de resultado, como la función cardiaca, hemodinámica, la resistencia microvascular, y el tamaño del infarto, también se presentan.

Infarto de miocardio y la evaluación de resultados funcionales en los cerdos

Este artículo describe un modelo de rata de fibrilación ventricular inducida eléctricamente y reanimación mediante compresión torácica, ventilación y administración de descargas eléctricas que simula un episodio de paro cardíaco repentino y reanimación cardiopulmonar convencional. El modelo permite recopilar información sobre la fisiopatología del paro cardíaco y explorar nuevas estrategias de reanimación.

Un modelo de rata de la fibrilación ventricular y Reanimación por Convencional cerrado pecho Técnica

Aquí demostramos un protocolo para estandarizar los procedimientos de muestreo de un modelo establecido de porcino de infarto agudo de miocardio con el fin de aumentar su valor traslacional en la comprensión de la fisiopatología de la isquemia/reperfusión miocárdica y para probar a nuevos fármacos candidatos.

Mejora de un modelo de infarto de miocardio porcino pecho cerrado por normalización del tejido y procedimientos de muestreo de sangre

Aquí, presentamos un protocolo para producir cardiomiopatía Taquicardia-inducida en los cerdos. Este modelo representa una manera potente para el estudio de la hemodinámica de la insuficiencia cardíaca crónica progresiva y los efectos del tratamiento aplicado.

Cardiomiopatía Taquicardia-inducida como un modelo de insuficiencia cardíaca crónica en porcino

Aquí, presentamos un protocolo de demostración de un modelo de shock hemorrágico en el cerdo que utiliza Oclusión aórtica como puente a la atención definitiva en trauma. Este modelo tiene aplicación en las pruebas de una amplia gama de estrategias terapéuticas quirúrgicas y farmacológicas.

Completa y parcial obstrucción aórtica para el tratamiento del choque hemorrágico en cerdos

Describimos un modelo de pericarditis estéril en minicerdos para estudiar la miopatía auricular y la fibrilación auricular (FA). Presentamos técnicas quirúrgicas y anestésicas, estrategias de acceso vascular y un protocolo para estudiar la inducibilidad de la FA.

Pericarditis estéril en minicerdos de Aachener como modelo para la miopatía auricular y la fibrilación auricular

Los modelos animales de infarto de miocardio (IM) que emulan el proceso natural de la enfermedad en humanos son cruciales para comprender los mecanismos fisiopatológicos y probar la seguridad y eficacia de las nuevas terapias emergentes. Aquí, describimos un modelo porcino MI creado mediante el despliegue de una bobina de embolización percutánea.

Infarto de miocardio por despliegue de bobina de embolización percutánea en un modelo porcino

Este protocolo presenta un modelo de fibrilación ventricular a largo plazo en corazones de rata inducida por estimulación continua con corriente alterna de bajo voltaje. Este modelo tiene una alta tasa de éxito, es estable, confiable y reproducible, tiene un bajo impacto en la función cardíaca y solo causa una lesión miocárdica leve.

Un modelo de fibrilación ventricular a largo plazo en corazones de rata aislados

Este protocolo demuestra el uso de un desfibrilador cardioversor implantable (DCI) para inducir de forma fiable arritmias ventriculares, realizar cardioversión interna y obtener registros de ECG intracardíacos en un modelo porcina.

Modelo de paro cardíaco porcino usando un desfibrilador implantable

Modelos de animales grandes tienen buenos valores de traslación en el examen de fisiología y farmacología de la asfixia neonatal. Utilizando los lechones recién nacidos, desarrollamos un protocolo experimental para simular asfixia neonatal que tiene ventajas de estudiar la hemodinámica sistémica y regional, el transporte de oxígeno a las vías bioquímicas y patológicas y correlaciones.

Un modelo porcino de la asfixia neonatal

Aprenda a inducir y tratar la fibrilación ventricular en un modelo porcino estandarizado. Este método mejora la comprensión de las técnicas de reanimación y su aplicabilidad clínica en medicina de emergencias.

Modelo estandarizado de fibrilación ventricular y soporte vital cardíaco avanzado en porcino

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