Name: Establecimiento de la perfusión de circuito cerrado en situ de órganos abdominales inferiores y extremidades traseras en ratones (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2020-08-13T12:30:00.000+00:00
Duration: 5 min 27 s
Description: Aprende a establecer perfusión de circuito cerrado in situ en órganos abdominales inferiores y extremidades traseras de ratones. Este método permite estudiar la liberación de fármacos y las interacciones inmunitarias en tejidos específicos.

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El estudio fue apoyado por la subvención DE NIH CA194058 a DS, Skaggs School of Pharmacy ADR seed grant program (DS); National Natural Science Foundation of China (Grant No 31771093), el Proyecto de Colaboración Internacional de la Provincia de Jilin (No.201180414085GH), los Fondos Fundamentales de Investigación para las Universidades Centrales, el Programa para el Equipo de Investigación Innovadora de Ciencia y Tecnología JLU (2017TD-27, 2019TD-36).

Todos los métodos descritos aquí han sido aprobados por el Comité Institucional de Cuidado y Uso de Animales (IACUC) de la Universidad de Colorado.
1. Precaliente el sistema de perfusión
<ol><li>Preparar el sistema de perfusión antes de la cirugía iniciando un baño de agua circulante de 37oC para todos los componentes con camisa de agua (reservorio perfundido, cámara húmeda y tapa) como se muestra en una configuración personalizada en la Figura 1A. Asegúrese de que el tubo esté limpio y sustitúyalo si es necesario. Para limitar el volumen de perfuto, utilice una trampa de burbujas dentro de una cámara húmeda como el depósito de perfusión (Figura 1B-6).</li>
</ol>2. Cateterismo vascular
<ol><li>Inducir anestesia en un ratón BALB/c de 8-10 semanas de edad utilizando una máquina de anestesia veterinaria isoflurano con 3-5% de isoflurano y caudal de oxígeno a 0,3 L/min. Como alternativa, utilice ketamina/xilazina o cualquier otro tipo de anestesia intraperitoneal. Evaluar la profundidad de la anestesia mediante 2 métodos: toe-pinch y reflejo corneal.</li>
	<li>Prewet una sutura de seda 4-0 con aguja en agua doble destilada.</li>
	<li>Coloque el ratón anestesiado en una posición supina sobre una placa de espuma de poliestireno con la cabeza mirando al cirujano e inmovilice las extremidades delanteras y traseras con cinta adhesiva. Limpie el abdomen con alcohol isopropílico y corte el abdomen a lo largo de la línea media en forma de "T" con tijeras. Deje de sangrar alrededor del borde de la incisión por electrocoagulación (cauterización).</li>
	<li>Empuje el estómago, el yema y el colon hacia el lado derecho del abdomen para revelar la aorta abdominal, la vena cava y las arterias y venas iliacas e iliolumbar comunes.</li>
	<li>Bajo un microscopio de disección, busque y liga la arteria/vena de iliolumbar en el macho, y la arteria/vena ovárica y la arteria/vena de iliolumbar en la hembra utilizando suturas de seda 4-0(Figura 2 líneas amarillas).</li>
	<li>Bajo un microscopio de disección, en bucle dos suturas de seda 4-0 debajo de la aorta abdominal y vena cava inferior (aproximadamente 1 cm por encima de la arteria ilíaca y la vena, 1 mm de separación, Figura 2), y hacer un nudo suelto en la sutura más cercana a los vasos ilíacos (Figura 2, línea punteada blanca). Alternativamente, una sutura de seda 6-0 se puede utilizar para este nudo.</li>
	<li>Bajo un microscopio de disección, alinee y estire horizontalmente tanto la vena cava inferior como la aorta abdominal con porte-aiguille. Utilice un catéter intravenoso blindado de 24 G para perforar la aorta abdominal, presione el botón para retraer el núcleo de la aguja e inserte el catéter unos 5 mm en el recipiente.<ol>
<li>Repita el mismo procedimiento con la vena cava inferior y ate nudos de ambas suturas alrededor de los vasos cateterizados. NOTA: La aguja puede perforar fácilmente a través del vaso sanguíneo; por lo tanto, mantener los vasos estirados y la aguja paralela con el recipiente. Retirar el núcleo de la aguja tan pronto como la aguja penetre aproximadamente 1 mm en el recipiente. La aorta abdominal está debajo de la vena cava inferior y mucho más delgada y elástica debido a estar envuelta en el tejido conectivo. Por lo tanto, la aorta puede "aferrarse" al catéter, y por lo tanto debe ser cateterizada antes de la vena cava para reducir la probabilidad de que el catéter se salga.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Aplicar pegamento instantáneo para inmovilizar los catéteres a la espina erédica, reemplazar los órganos abdominales y terminar la cirugía mientras se mantiene la anestesia. NOTA: Los órganos que no se pueden reemplazar por completo en la cavidad abdominal deberán humedecer periódicamente con un medio de perfusión durante el proceso de perfusión.</li>
</ol>3. Configure el sistema de perfusión
<ol><li>Transfiera el ratón a la cámara húmeda con camisa de agua precalentada a 37 oC en una almohadilla de silicio e inmovilice las alas del catéter a la almohadilla con agujas de 19 G.</li>
	<li>Llene el extremo del catéter arterial (entrada) con el tampón de perfusión precalentado (solución de lactato de Ringer complementada con 5% de BSA), y luego conecte el extremo del catéter con el tubo de perfusión de entrada utilizando un conector atornillado(Figura 1B,flecha roja). NOTA: Sujete el conector con fórceps hemostáticos e inmovilice el tubo con cinta adhesiva para evitar mover los catéteres.</li>
	<li>Ajuste el caudal peristáltico a 0,6 ml/min y mantenga la salida de perfusión(Figura 1B,flecha azul) abierta durante 5-10 min para lavar la sangre a través del catéter venoso. Habrá algunos coágulos en el catéter de salida; eliminar los coágulos con tampón perfuma antes de cerrar el circuito de perfusión.</li>
	<li>Conecte el extremo del catéter venoso con el tubo de salida utilizando un conector atornillado para cerrar el circuito (Figura 1B). En este punto, realizar la eutanasia de gasCO2 y verificar por punción torácica o cualquier otro método.</li>
	<li>Cubra la cámara húmeda con la tapa caliente. Compruebe el nivel de perfusión periódicamente y agregue más si es necesario. La perfusión se puede realizar durante un máximo de 2 horas. NOTA: Se necesitarán 5 ml de perfusate para configurar el sistema de perfusión cerrado. Si no hay fugas o edema, el volumen de perfusato disminuirá en menos de 1 ml y no se necesitará un tampón adicional. Para evitar el edema inducido por el trombo circulante periférico, el tampón de perfusión que contiene 0,002% de heparina se puede utilizar en los primeros 10 minutos de perfusión, pero debe cambiarse a tampón sin heparina para evitar la fuga en el borde de las incisiones.</li>
	<li>Si es necesario, añada un reactivo de elección en el depósito de perfusión o en el puerto de inyección en cualquier momento(Figura 1B-5). Por ejemplo, se pueden añadir 10 ml de Hoechst33342 de 10 mg/ml de Hoechst33342 en el perfuso para manchar los núcleos celulares 2 h antes del final de la perfusión, o 50 ml de 1 mg/mllight 649-lectina para manchar las células enhelials vasculares 30 min antes del final de la perfusión. NOTA: Si intenta manchar la médula ósea con la solución de Hoechst, los ratones necesitarán ser pre-inyectados 30 minutos antes de la cirugía.</li>
	<li>Después de la perfusión con reactivos fluorescentes, lave con tampón de perfusión durante otros 10 minutos para minimizar la fluorescencia de fondo.</li>
</ol>4. Análisis de órganos perfundidos
<ol><li>Recoger órganos como testículos, próstata, vejiga, fémur, músculo y piel (por ejemplo, pies). Ex impuestos un pedazo de órgano de aproximadamente 1 mm3 y aplanar entre dos diapositivas de vidrio.<ol>
<li>Estudio bajo microscopio confocal fluorescente invertido utilizando filtros de excitación y emisión DAPI/Cy5 (láseres de excitación: DAPI, 405 nm; Cy5,640 nm). Utilice al menos un objetivo de ampliación de 200x con una apertura numérica de 0,45.</li>
		<li>Alternativamente, fijar los órganos con 4% de solución de formaldehído para 24 h y realizar la tinción de hematoxilina-eosina19.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Para crear una ventana ósea para la observación intacta de la médula ósea, inmovilice ambos extremos del fémur o la tibia y raspe el hueso cortical con el borde lateral de una aguja de 19 G para exponer el periosteum; tener cuidado de mantener una fina capa de hueso residual. Coloque el hueso en un resbalón de cubierta con la ventana orientada al vidrio y la imagen con microscopio confocal fluorescente invertido utilizando los canales DAPI y Cy5 como se describió anteriormente. Las células y la red vascular en la cavidad de la médula ósea se pueden observar fácilmente.</li>
</ol>

<ol><li>Ghaidan, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ten+year+follow-up+of+lung+transplantations+using+initially+rejected+donor+lungs+after+reconditioning+using+ex+vivo+lung+perfusion%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Cardiothoracic+Surgery%22%5BJournal%5D)">Ten year follow-up of lung transplantations using initially rejected donor lungs after reconditioning using ex vivo lung perfusion.</a> Journal of Cardiothoracic Surgery. 14 (1), 125(2019).</li>
<li>Kabagambe, S. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Combined+Ex+vivo+Hypothermic+and+Normothermic+Perfusion+for+Assessment+of+High-risk+Deceased+Donor+Human+Kidneys+for+Transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">Combined Ex vivo Hypothermic and Normothermic Perfusion for Assessment of High-risk Deceased Donor Human Kidneys for Transplantation.</a> Transplantation. 103 (2), 392-400 (2019).</li>
<li>Knaak, J. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Technique+of+subnormothermic+ex+vivo+liver+perfusion+for+the+storage%2C+assessment%2C+and+repair+of+marginal+liver+grafts%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Technique of subnormothermic ex vivo liver perfusion for the storage, assessment, and repair of marginal liver grafts.</a> Journal of Visualized Experiments. (90), e51419(2014).</li>
<li>Hems, R., Ross, B. D., Berry, M. N., Krebs, H. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Gluconeogenesis+in+the+perfused+rat+liver%5BTitle%5D)+AND+%22Biochemical+Journal%22%5BJournal%5D)">Gluconeogenesis in the perfused rat liver.</a> Biochemical Journal. 101 (2), 284-292 (1966).</li>
<li>Nielsen, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Vasopressin+increases+water+permeability+of+kidney+collecting+duct+by+inducing+translocation+of+aquaporin-CD+water+channels+to+plasma+membrane%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Sciences+of+the+United+States+of+America%22%5BJournal%5D)">Vasopressin increases water permeability of kidney collecting duct by inducing translocation of aquaporin-CD water channels to plasma membrane.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 92 (4), 1013-1017 (1995).</li>
<li>Sutherland, F. J., Hearse, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+isolated+blood+and+perfusion+fluid+perfused+heart%5BTitle%5D)+AND+%22Pharmacological+Research%22%5BJournal%5D)">The isolated blood and perfusion fluid perfused heart.</a> Pharmacological Research. 41 (6), 613-627 (2000).</li>
<li>Schreiter, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+ex+vivo+perfusion+system+emulating+in+vivo+conditions+in+noncirrhotic+and+cirrhotic+human+liver%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Pharmacology+and+Experimental+Therapeutics%22%5BJournal%5D)">An ex vivo perfusion system emulating in vivo conditions in noncirrhotic and cirrhotic human liver.</a> Journal of Pharmacology and Experimental Therapeutics. 342 (3), 730-741 (2012).</li>
<li>Sevick, E. M., Jain, R. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Viscous+resistance+to+blood+flow+in+solid+tumors%3A+effect+of+hematocrit+on+intratumor+blood+viscosity%5BTitle%5D)+AND+%22Cancer+Research%22%5BJournal%5D)">Viscous resistance to blood flow in solid tumors: effect of hematocrit on intratumor blood viscosity.</a> Cancer Research. 49 (13), 3513-3519 (1989).</li>
<li>Duyverman, A. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+isolated+tumor+perfusion+model+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Protocols%22%5BJournal%5D)">An isolated tumor perfusion model in mice.</a> Nature Protocols. 7 (4), 749-755 (2012).</li>
<li>Sears, H. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ex+vivo+perfusion+of+a+tumor-containing+colon+with+monoclonal+antibody%5BTitle%5D)+AND+%22J+Surg+Res%22%5BJournal%5D)">Ex vivo perfusion of a tumor-containing colon with monoclonal antibody.</a> J Surg Res. 31 (2), 145-150 (1981).</li>
<li>Duda, D. G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Malignant+cells+facilitate+lung+metastasis+by+bringing+their+own+soil%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Sciences+of+the+United+States+of+America%22%5BJournal%5D)">Malignant cells facilitate lung metastasis by bringing their own soil.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 107 (50), 21677-21682 (2010).</li>
<li>Kristjansen, P. E., Boucher, Y., Jain, R. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dexamethasone+reduces+the+interstitial+fluid+pressure+in+a+human+colon+adenocarcinoma+xenograft%5BTitle%5D)+AND+%22Cancer+Research%22%5BJournal%5D)">Dexamethasone reduces the interstitial fluid pressure in a human colon adenocarcinoma xenograft.</a> Cancer Research. 53 (20), 4764-4766 (1993).</li>
<li>Sevick, E. M., Jain, R. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Geometric+resistance+to+blood+flow+in+solid+tumors+perfused+ex+vivo%3A+effects+of+tumor+size+and+perfusion+pressure%5BTitle%5D)+AND+%22Cancer+Research%22%5BJournal%5D)">Geometric resistance to blood flow in solid tumors perfused ex vivo: effects of tumor size and perfusion pressure.</a> Cancer Research. 49 (13), 3506-3512 (1989).</li>
<li>Zhang, W. T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ex+vivo+Maintenance+of+Primary+Human+Multiple+Myeloma+Cells+through+the+Optimization+of+the+Osteoblastic+Niche%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Ex vivo Maintenance of Primary Human Multiple Myeloma Cells through the Optimization of the Osteoblastic Niche.</a> PLoS One. 10 (5), (2015).</li>
<li>Di Buduo, C. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Modular+flow+chamber+for+engineering+bone+marrow+architecture+and+function%5BTitle%5D)+AND+%22Biomaterials%22%5BJournal%5D)">Modular flow chamber for engineering bone marrow architecture and function.</a> Biomaterials. 146, 60-71 (2017).</li>
<li>Lokerse, W. J. M., Eggermont, A. M. M., Grull, H., Koning, G. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+and+evaluation+of+an+isolated+limb+infusion+model+for+investigation+of+drug+delivery+kinetics+to+solid+tumors+by+thermosensitive+liposomes+and+hyperthermia%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Controlled+Release%22%5BJournal%5D)">Development and evaluation of an isolated limb infusion model for investigation of drug delivery kinetics to solid tumors by thermosensitive liposomes and hyperthermia.</a> Journal of Controlled Release. 270, 282-289 (2018).</li>
<li>Tietjen, G. T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Nanoparticle+targeting+to+the+endothelium+during+normothermic+machine+perfusion+of+human+kidneys%5BTitle%5D)+AND+%22Science+Translational+Medicine%22%5BJournal%5D)">Nanoparticle targeting to the endothelium during normothermic machine perfusion of human kidneys.</a> Science Translational Medicine. 9 (418), (2017).</li>
<li>Ternullo, S., de Weerd, L., Flaten, G. E., Holsaeter, A. M., Skalko-Basnet, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+isolated+perfused+human+skin+flap+model%3A+A+missing+link+in+skin+penetration+studies%5BTitle%5D)+AND+%22European+Journal+of+Pharmaceutical+Sciences%22%5BJournal%5D)">The isolated perfused human skin flap model: A missing link in skin penetration studies.</a> European Journal of Pharmaceutical Sciences. 96, 334-341 (2017).</li>
<li>Fischer, A. H., Jacobson, K. A., Rose, J., Zeller, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hematoxylin+and+eosin+staining+of+tissue+and+cell+sections%5BTitle%5D)+AND+%22Cold+Spring+Harbor+Protocols%22%5BJournal%5D)">Hematoxylin and eosin staining of tissue and cell sections.</a> Cold Spring Harbor Protocols. 2008, 4986(2008).</li>
<li>Hekman, M. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Targeted+Dual-Modality+Imaging+in+Renal+Cell+Carcinoma%3A+An+Ex+vivo+Kidney+Perfusion+Study%5BTitle%5D)+AND+%22Clinical+Cancer+Research%22%5BJournal%5D)">Targeted Dual-Modality Imaging in Renal Cell Carcinoma: An Ex vivo Kidney Perfusion Study.</a> Clinical Cancer Research. 22 (18), 4634-4642 (2016).</li>
<li>Graham, R. A., Brown, T. R., Meyer, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+ex+vivo+model+for+the+study+of+tumor+metabolism+by+nuclear+magnetic+resonance%3A+characterization+of+the+phosphorus-31+spectrum+of+the+isolated+perfused+Morris+hepatoma+7777%5BTitle%5D)+AND+%22Cancer+Research%22%5BJournal%5D)">An ex vivo model for the study of tumor metabolism by nuclear magnetic resonance: characterization of the phosphorus-31 spectrum of the isolated perfused Morris hepatoma 7777.</a> Cancer Research. 51 (3), 841-849 (1991).</li>
</ol>

Los autores no tienen nada que revelar.

El circuito descrito se puede utilizar para sondear varias preguntas de investigación, por ejemplo, el papel de diferentes componentes séricos y barreras tisulares en la administración de fármacos, o el tráfico inmune y de células madre. Se pueden añadir diferentes sistemas de administración de medicamentos (por ejemplo, liposomas y nanopartículas) al perfuso para comprender el papel de los factores fisiológicos y bioquímicos en el parto. La duración de la perfusión puede variar, dependiendo del tejido estudiado, los obj...

La perfusión de órganos aislados fue desarrollada originalmente para estudiar la fisiología de órganos para el trasplante1,2,3, y permitió la comprensión de las funciones de los órganos sin interferencia de otros sistemas del cuerpo. Por ejemplo, la perfusión aislada de riñón y corazón fue inmensamente útil para comprender los principios básicos de la hemodinámica y los efectos de los agentes vasoactivos, mientras que la perfusión hepática era importante para entender la función metabólica, incluido el metabolismo de fármacos en tejidos sanos y enfermos4,,5,,6,,7. Además, los estudios de perfusión fueron fundamentales para comprender la viabilidad y la función de los órganos destinados al trasplante. En Cancer Researchearch, la perfusión tumoral aislada ha sido descrita por varios grupos que utilizan ratón, rata y tejidos humanos recién resecados8,,9. En alguna perfusión tumoral aislada, el tumor se implantó en la almohadilla de grasa del ovario para forzar el crecimiento del tumor que suministra los vasos sanguíneos de la arteria mesenteria10. El grupo Jain realizó estudios pioneros utilizando perfusión aislada de adenocarcinomas de colon para entender la hemodinámica tumoral y metástasis8,11,12,13. Otras configuraciones innovadoras de ingeniería ex vivo incluyen un dispositivo de perfusión basado en placas de 96 pozos para cultivar las células de mieloma múltiple humanas primarias14 y una cámara de flujo modular para la ingeniería de arquitectura de médula ósea y la investigación de funciones15.
Además de los estudios de fisiología y patología, la perfusión de órganos se ha utilizado para estudiar los principios básicos de la administración de fármacos. Así, un grupo describió la perfusión aislada de las extremidades de las ratas y estudió la acumulación de liposomas en sarcomas implantados16,mientras que otro grupo realizó perfusión renal humana diseccionada para estudiar la focalización endotelial de nanopartículas17. Ternullo et al. utilizaron un colgajo de piel humana perfundido aislado como un modelo de penetración de fármacos de piel cercano a in vivo18.
A pesar de estos avances en la perfusión de grandes órganos y tejidos, no ha habido informes sobre modelos de perfusión in situ en ratones que: a) bypassen órganos aclaradores como hígado, bazo y riñones; b) incluir órganos pélvicos, piel, músculo, órganos reproductivos (en hombres), vejiga, próstata y médula ósea. Debido al pequeño tamaño de estos órganos y a la vasculatura suministradora, la cannulación ex vivo y el establecimiento de un circuito de perfusión no han sido factibles. El ratón es el modelo animal más importante en la investigación del cáncer y la inmunología, y la administración de medicamentos. La capacidad de perfunden pequeños órganos de ratón permitiría responder preguntas interesantes sobre la administración de fármacos a estos órganos, incluidos los tumores implantados en la pelvis (vejiga, próstata, ovario, médula ósea), así como estudios de fisiología básica e inmunología de enfermedades de estos órganos. Para abordar esta deficiencia, desarrollamos un circuito de perfusión in situ en ratones que potencialmente puede evitar lesiones tisulares y es mucho más adecuado para la investigación funcional que la perfusión de órganos aislados.

<table><tbody><tr><td>Equipment</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>3.5x-90x Microscopio estereoscópico con zoom en soporte de brazo con luz LED</td><td>Referencia del amscope</td><td>: SM-3BZ-80S</td><td></td></tr><tr><td>Dióxido de carbono, USP</td><td>Airgas healthcare</td><td>19087-5283</td><td></td></tr><tr><td>Microscopio confocal</td><td>NIKON</td><td>ECLIPSE Ti2</td><td></td></tr><tr><td>Pluma de cauterio estéril desechable con</td><td>FIAB</td> <td>de alta temperaturaF7244</td><td></td></tr><tr><td>Trampa de burbujas de cámara húmeda (parte 6 en la Figura 1)</td><td>Aparato de Harvard</td><td>733692</td><td>personalizado como el contenedor de perfisato; también permitió la perfusión a presión constante</td></tr><tr><td>Cubierta de la cámara húmeda con ventana de cuarzo (parte 3 en la Figura 1)</td><td>Aparato de Harvard</td><td>733524</td><td>mantener la temperatura de la cámara</td></tr><tr><td>Cámara húmeda con intercambiador de calor de tubo metálico</td><td>Aparato de 732901</td><td></td><td>Cámara húmeda con camisa de agua con tapa para mantener la perfusión y la temperatura del ratón</td></tr><tr><td>Portaagujas Olsen-Hegar con cortadores de sutura</td><td>Fine Science Tools (FST)</td><td>125014</td><td></td></tr><tr><td>Oxígeno comprimido, USP</td><td>Airgas</td><td>C2649150AE06</td><td></td>de salud</tr><tr><td>Bomba de rodillos (parte 4 en la Figura 1)</td><td>Harvard Apparatus 730113</td><td></td><td>suministrar perfusión a la cánula en la cámara húmeda</td></tr><tr><td>Servocontrol SCP plugsys F/Perfusión (parte 1 en la Figura 1)</td><td>Harvard Apparatus</td><td>732806</td><td>controlar la velocidad de purfusión</td></tr><tr><td>Almohadilla de silicona</td><td>Harvard Apparatus</td><td></td><td></td>Juego</tr> de <tr><td>tubos de silicona (flechas en la Figura 1)</td><td>Harvard Apparatus (TYGON)</td><td>733456</td><td></td></tr><tr><td>Pinzas de patrón estándar del estudiante</td><td>Fine Science Tools (FST)</td><td>91100-12</td><td></td></tr><tr><td>Tijeras quirúrgicas</td><td>Fine Science Tools (FST)</td><td>14001-14</td><td></td></tr><tr><td>Mesa para cámara húmeda</td><td>Aparato Harvard</td><td>734198</td><td></td></tr><tr><td>Termocirculador (parte 2 en la Figura 1)</td><td>Aparato Harvard</td><td>724927</td><td>baño de agua circulante para todos los componentes con camisa de agua</td></tr><tr><td>Llave de paso de tres vías (parte 5 en la Figura 1)</td><td>Cole-Palmer</td><td>30600-02</td><td></td></tr><tr><td>Máquina de anestesia veterinaria</td><td>Highland</td><td>HME109</td><td></td></tr><tr><td>Materiales</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>19-G Aguja BD PrecisionGlide</td><td>BD</td><td>305186</td><td>Para inmovilizar la aguja Insyte Autoguard Winged y rascar el hueso cortical</td></tr><tr><td>4-0 suturas de seda</td><td>Keebomed-Hopemedical</td><td>427411</td><td></td></tr><tr><td>6-0 Suturas de seda</td><td>Keebomed 427401-Hopemedical</td><td></td><td></td></tr> (<tr><td> 0,2 y micro; m)</td><td>Filtro ThermoFisher</td><td>42225-CA</td><td>para 5% BSA-RINGER' S</td></tr><tr><td>Marcador permanente</td><td>Jeringa Staedtler</td><td>342-9</td><td></td></tr><tr><td>(10 mL)</td><td>Fisher Scientific</td><td>14-823-2E</td><td></td></tr><tr><td>Jeringa (60 mL)</td><td>BD</td><td></td><td>309653 Filtro para 5% BSA-RINGER' S</td></tr><tr><td><fuerte>Reactivos</fuerte></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>1% azul de Evans ( c/v ) en solución salina tamponada con fosfato (PBS, pH 7.5)</td><td>Sigma</td><td>314-13-6</td><td></td></tr><tr><td>10% formalina tamponada</td><td>velleyvet</td><td>36692</td><td></td></tr><tr><td>ratones BALB/c (8-10 semanas de edad)</td><td>Charles River</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Baxter Viaflex lactato Solución de Ringer</td><td>EMRN Medical Supplies Inc.</td><td>JB2324</td><td></td></tr><tr><td>Albúmina sérica bovina</td><td>Thermo Fisher</td><td>11021-037</td><td></td></tr><tr><td>Pegamento de cianoacrilato</td><td>Krazy Glue</td><td></td><td></td></tr><tr><td>DyLight-649-lectin</td><td>Vector Laboratories,Inc.</td><td>ZB1214</td><td></td></tr><tr><td>Etanol (70% (vol/vol))</td><td>Pharmco</td><td>111000190</td><td></td></tr><tr><td>Hoechst33342</td><td>Life Technologies</td><td>H3570</td><td></td></tr><tr><td>Isoflurano</td><td>Piramal Enterprises Limited</td><td>66794-017-25</td><td></td></tr><tr><td>Solución salina tamponada con fosfato</td><td>Gibco</td><td>10010023</td><td></td></tr></tbody></table>

establecimiento de la perfusión de circuito cerrado en situ de órganos abdominales inferiores y extremidades traseras en ratones

Establishing In Situ Closed Circuit Perfusion of Lower Abdominal Organs and Hind Limbs in Mice

La perfusión ex vivo es una herramienta fisiológica importante para estudiar la función de los órganos aislados (por ejemplo, hígado, riñones). Al mismo tiempo, debido al pequeño tamaño de los órganos de ratón, la perfusión ex vivo de hueso, vejiga, piel, próstata y órganos reproductivos es desafiante o no factible. Aquí, informamos por primera vez un circuito de perfusión del cuerpo inferior in situ en ratones que incluye los tejidos anteriores, pero pasa por alto los principales órganos de aclaramiento (riñón, hígado y bazo). El circuito se establece cannulando la aorta abdominal y la vena cava inferior por encima de la arteria ilíaca y la vena y cauterizando los vasos sanguíneos periféricos. La perfusión se realiza a través de una bomba peristáltica con flujo de perfusión mantenido hasta 2 h. La tinción in situ con lectina fluorescente y solución de Hoechst confirmó que la microvasculatura se perfundió con éxito. Este modelo de ratón puede ser una herramienta muy útil para el estudio de procesos patológicos, así como mecanismos de administración de fármacos, migración/metástasis de células tumorales circulantes hacia/desde el tumor, e interacciones del sistema inmunitario con órganos y tejidos perfundidos.

Configuramos un sistema de perfusión de circuito cerrado a través de la cánula de la aorta abdominal y la vena cava inferior de ratones de 8-10 semanas de edad manteniendo el volumen de tampón de perfusión inferior a 10 ml. La Figura 3A muestra imágenes confocales después de perfumar tejidos con la solución de Ringer que contiene Hoechst 33342 y DyLight 649-lectina. El músculo, la médula ósea, los testículos, la vejiga, la próstata y la piel del pie muestran una tinción nuclear y vascular ef...

Se describe un protocolo para la perfusión in situ de la parte inferior del cuerpo del ratón, incluyendo la vejiga, la próstata, los órganos sexuales, los huesos, los músculos y la piel del pie.

Establecimiento de la perfusión de circuito cerrado en situ de órganos abdominales inferiores y extremidades traseras en ratones

Ex vivo perfusion is an important physiological tool to study the function of isolated organs (e.g. liver, kidneys). At the same time, due to the small ...

Este protocolo se puede utilizar para responder preguntas sobre la administración de fármacos y las interacciones inmunitarias dentro de los órganos incluidos en nuestro circuito. Esta técnica permite la perfusión de órganos que no son posibles perfundirse por métodos tradicionales ex-vivo, evitando al mismo tiempo los principales órganos de aclaramiento. Antes de comenzar la cirugía, establezca un baño de agua circulante y todos los componentes con camisa de agua, a 37 grados centígrados.Confirme que el tubo se limpia y utilice una trampa de burbujas dentro de una cámara húmeda como el depósito de perfusión para limitar el volumen de perfusión. Para realizar el procedimiento de cateterismo, confirme una falta de respuesta al reflejo del pedal, en una bombilla anestesada masculina de ocho a 10 semanas de edad ver ratón. Y coloque el ratón en la posición supina sobre una tabla de espuma de poliestireno, con la cabeza a las seis en punto.Inmovilizar las extremidades de los animales con cinta adhesiva, y limpiar el abdomen con alcohol isopropílico. Hacer una incisión en forma de T en el abdomen, usando la coagulación electro para detener cualquier sangrado alrededor del borde de la incisión. Empuje el estómago, el yema y el colon hacia el lado derecho del abdomen, para revelar la aorta abdominal, la vena cava y las arterias y venas iliacas e iliolumbar comunes.Bajo un microscopio de disección, localice y liga las arterias y venas ováricas e iliolumbar con suturas de seda 4-O. Lazo dos suturas de seda 4-O bajo la aorta abdominal y vena cava inferior alrededor de un centímetro por encima de la arteria ilíaca y la vena, a un milímetro de distancia. A continuación, haga un guinón suelto en la sutura más cercana a los vasos ilíacos.Utilice un soporte de aguja para alinear y estirar horizontalmente tanto la vena cava inferior como la aorta abdominal. Y, manteniendo los vasos estirados, usa un catéter IV de escudo alado de 24 calibres para perforar la aorta abdominal. Tan pronto como la aguja penetre alrededor de un milímetro en el recipiente, presione el botón para retraer el núcleo de la aguja e inserte el catéter unos cinco milímetros en el recipiente.Inserte un catéter de cinco milímetros en la vena cava inferior, de la misma manera. Y ata ambas suturas alrededor de los vasos cateterizados. A continuación, aplique pegamento instantáneo para inmovilizar los catéteres en el giro eréctil a, y reemplace los órganos abdominales.Para configurar el sistema de perfusión, coloque el ratón sobre una almohadilla de silicio en la cámara húmeda con camisa de agua e inmovilice las alas del catéter a la almohadilla con agujas de calibre 19. Llene la entrada del catéter arterial, con tampón de perfusión precalentó. Utilice fórceps hemostáticos y un conector atornillado para conectar la entrada del catéter al tubo e inmovilizar el tubo de perfusión de entrada con cinta adhesiva.Ajuste el caudal peristáltico a 0,6 mililitros por minuto, y mantenga la salida de perfusión abierta durante cinco a 10 minutos, para lavar la sangre a través del catéter venoso. Algunos coágulos estarán presentes en el catéter de salida, eliminarán los coágulos con tampón de perfusa y usarán un tornillo en el conector para fijarse al extremo del catéter venoso al tubo de salida para cerrar el circuito. A continuación, cubra la cámara húmeda con una tapa precalentada durante un máximo de dos horas de perfusión, comprobando periódicamente el nivel de perfusión.Aquí se muestran imágenes confocales después de la perfusión con solución de timbre que contienen Hoechst 33342 y DyLight-649 lectina. El músculo, la médula ósea, los testículos, la vejiga, la próstata y la piel del pie suelen demostrar una tinción nuclear y vascular eficiente. La tinción de hematoxilina y eosina de estos tejidos después de tres horas de perfusión térmica normal, revela un lavado exitoso de los órganos, sin lesión tisular aparente.Este modelo se puede utilizar para entender las vías de absorción de drogas, en el entorno fisiológico irrelevante. Por ejemplo, para entender el papel de los componentes séricos en la acumulación de fármacos. Estamos usando el sistema.para entender el mecanismo de acumulación de liposomas en la piel.

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Establecimiento de la perfusión de circuito cerrado en situ de órganos abdominales inferiores y extremidades traseras en ratones (Video) | JoVE Journal

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