Name: Separación de Moléculas Pequeñas Bioactivas, Péptidos de Fuentes Naturales y Proteínas de Microbios por Método de Enfoque Isoeléctrico Preparativo (IEF) (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2020-06-14T14:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 57 s
Description: Aprende a separar moléculas bioactivas y péptidos de extractos vegetales mediante enfoque isoeléctrico preparativo (IEF). Este protocolo permite aislar compuestos de Gymnema sylvestre con aplicaciones terapéuticas.

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Estamos agradecidos por las fuentes de financiamiento de la División de Biología y Johnson Cancer Research Center para los premios BRIEF y IRA, respectivamente a GV. También agradecemos el premio postdoctoral K-INBRE a RV. Este trabajo fue apoyado en parte por el Premio de Desarrollo Institucional (IDeA) del Instituto Nacional de Ciencias Médicas Generales de los Institutos Nacionales de Salud bajo el número de subvención P20 GM103418. El contenido es responsabilidad exclusiva de los autores y no representa necesariamente las opiniones oficiales del Instituto Nacional de Ciencias Médicas Generales o de los Institutos Nacionales de Salud. Agradecemos a los revisores anónimos por sus comentarios útiles.

1. Configuración y prerugiendo de la unidad IEF de fase líquida estándar
<ol><li>Montar los electrodos IEF de fase líquida (botón de ánodo-rojo y botón catódo-negro) con sus respectivas membranas de intercambio de acuerdo con el manual de instrucciones (ver Tabla de materiales). Equilibrar las membranas de intercambio de aniones con 0,1 M NaOH y las membranas de intercambio catiónicos con 0,1 M H3PO4 al menos durante 16 h cuando se utilizan nuevas membranas.<ol>
<li>Conservar las membranas en electrolitos (0,1 M NaOH o 0,1 M H3PO4) entre conductos y no permitir que se sequen.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Montar la parte interior y exterior del electrodo alineando tres orificios oblongos en las juntas de intercambio iónico. Llene los electrodos con los electrolitos respectivos (25-30 ml) para evitar que sus membranas se sequen.<ol>
<li>No agregue el exceso (más de 1/3rd de volumen de la cámara del electrodo) de electrolito que pueda acumular presión dentro del electrodo y causar fugas.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Cubra los puertos de recogida de muestras con cinta de sellado que viene con las piezas de ensamblaje del instrumento (consulte Tabla de materiales). El lado de los puertos de colección de muestras se puede identificar mediante los dos pasadores de alineación de metal vertical. Alternativamente, utilice cinta de sellado estándar para sellar los puertos.</li>
	<li>Montar todas las partes del conjunto de la cámara de enfoque en secuencia (electrodo de ánodo, núcleo de membrana de nylon, cámara de enfoque y electrodo de cátodo) sobre el dedo de enfriamiento de cerámica.</li>
	<li>Llene la cámara de enfoque con agua destilada preenfriada (volumen total de 60 ml para la celda IEF estándar) utilizando una jeringa de 50 ml.</li>
	<li>Conecte el instrumento IEF de fase líquida a un agua de refrigeración circulante a 4 oC y prerun la unidad a 15 W y 3,000 V durante 3-5 min o hasta que la tensión se estabilice. NOTA: Generalmente, en un minuto, la tensión alcanzará los valores máximos establecidos. Prerunning con agua destilada ayuda a eliminar los iones residuales de la cámara de enfoque y el núcleo de la membrana de nylon.</li>
	<li>Apague la fuente de alimentación y retire el agua de la celda con el colector de fracciones. Vuelva a sellar los puertos de recogida con cinta adhesiva. NOTA: Ahora el instrumento está listo para su uso en el paso 2.4.</li>
</ol>2. Separación y purificación de moléculas pequeñas y péptidos del extracto de Gymnema sylvestre
<ol><li>Mida 0,6 g de extracto de planta y disuelva en agua destilada (60 ml) mezclando en un tubo de rodillo durante 5 min. NOTA: Cualquier muestra biológica que sea soluble y libre de sal se puede utilizar para la separación y purificación utilizando este instrumento IEF. Las muestras con concentración de sal amortiguadora de hasta 10 mM se pueden utilizar con una resolución ligeramente disminuida. Estamos interesados en la familia saponina de compuestos triterpenoides, los ácidos gimnómicos, de la planta G. sylvestre por sus propiedades antifúngicas únicas16.</li>
	<li>Centrifugar el extracto de planta solubilizada a 10.000 x g durante 5 min para eliminar partículas insolubles.</li>
	<li>Transfiera el sobrenadante (60 ml) a un tubo centrífugo de 80 ml y mezcle con 0,6 ml de anfólito (pH 3-10) a 1% (v/v).</li>
	<li>Siga los pasos 1.1 a 1.7 para preparar la unidad IEF de fase líquida. La cámara ya está lista para cargar la muestra.</li>
	<li>Utilice una jeringa de 50 ml con una aguja de extremo romo de 1-1/2 pulgadas y 19 G (viene con el instrumento) y cargue la muestra preparada con anzuelo (60 ml en total) en la celda a través de puertos de recogida de muestras.</li>
	<li>Retire las burbujas de aire de la celda de muestra quitando la célula de enfoque del soporte y tocando la cámara del electrodo para desalojar las burbujas. La presencia de burbujas de aire causará fluctuaciones de tensión y corriente y afectarán a la carrera.</li>
	<li>Conecte la unidad al refrigerante de agua (4 oC) y arranque el fraccionamiento con la fuente de alimentación a una temperatura de 15 W.</li>
	<li>Ejecute el aparato durante 3 h o hasta que la tensión alcance un valor constante. NOTA: A medida que la muestra comienza a enfocarse, el voltaje comenzará a subir gradualmente hasta que alcance un valor constante.</li>
	<li>Después de la carrera, prepárese para recoger las fracciones en la caja de cosecha (que contiene 20 tubos de plástico, 12 mm x 75 mm, 5-6 ml de volumen) conectados a la bomba de vacío pulsando el botón de cosecha ON en la unidad IEF.</li>
	<li>Alinee los pines de 20 colecciones con los puertos de 20 colecciones de la celda de enfoque que está sellada con la cinta.</li>
	<li>Empuje los pasadores de recogida a través de la cinta de sellado y encienda la bomba de vacío simultáneamente (consulte la Figura 2B, 2C y 2D). NOTA: Alrededor de 3 fracciones de ml de cada cámara se recogerán en los tubos para cada vez. Las fracciones se pueden utilizar para aplicaciones posteriores posteriores (SDS-PAGE para la cuantificación de péptidos, TLC y bioensayo para moléculas pequeñas).</li>
</ol>3. Separación y purificación de proteínas de C. albicans
<ol><li>Cultivar una sola colonia de C. albicans en caldo de levadura-peptona-dextrosa (YPD)16 a 30 oC con temblor (200 rpm) durante la noche.</li>
	<li>Recoger las células de levadura por centrifugación (10.000 x g durante 5 min).</li>
	<li>Suspenda las células de levadura C. albicans en carbonato de amonio (1,89 g/L) tampón que contenga un 1% (v/v) beta-mercaptoetanol (-ME) (1/10 del volumen de cultivo) y gire en un tubo de rodillos durante 1 h a 5 oC15.</li>
	<li>Retire las células de levadura por centrifugación (10.000 x g durante 5 min) y filtre el extracto de proteína a través de un filtro de 0,45 m. NOTA: Las muestras de proteínas de C. albicans cytosol, membrana o pared celular se pueden preparar y utilizar para fraccionamiento IEF. Del mismo modo, las proteínas de bacterias u otras muestras biológicas (extracto de tejido animal) se pueden utilizar después de eliminar cualquier sal mediante métodos apropiados (porejemplo,mediante diálisis o utilizando columnas de desaladación).</li>
	<li>Dialyze el extracto de proteína en un tubo de diálisis (3.500 MWCO) contra el agua durante 15 h a 4 oC. Estimar la concentración de proteínas por el método de unión de colorante Bradford utilizando la globulina gamma como estándar17.</li>
	<li>Utilice 500 mg de proteína total en 60 ml de agua que contenga 1% (v/v) anzuelo (pH 5-8) para la fraccionación. NOTA: Dado que un anfilito de amplio alcance (pH 3-10) no enriquece bien ciertas proteínas de pared celular no-glucano de C. albicans, utilice un antillito de rango estrecho (pH 5-8). Se puede utilizar una concentración de anfilito de hasta 2% si la concentración de proteína de la muestra es superior a 2 mg/ml; esto minimiza la agregación de proteínas durante el enfoque. Mantenga siempre las muestras, los anfilitos y el agua preenfriado sobre hielo.</li>
	<li>Repita los pasos 1.1 a 1.7 para preparar la unidad IEF y utilizar la solución proteica del paso 3.6 para cargarla en la célula IEF.</li>
	<li>Después de 4 horas de enfocarse en una constante de 15 W, cosecha fracciones de proteínas (1-20) como se describió anteriormente (pasos 2.9-2.11) y analiza en 12.5% SDS-PAGE después de reducir y hervir las muestras deproteínas 18.</li>
	<li>Manchar las proteínas resueltas manchando el gel SDS-PAGE con el tinte azul Coomassie (0,01%) solución para 2-3 h a temperatura ambiente en un balancín. Detenga el gel y grabe la imagen del gel con un imán de gel. NOTA: Tinte azul Coomassie (0,01%) se puede preparar mezclando 0,01 g de polvo azul de Coomassie en una solución de detención que contiene 40% de metanol y 10% ácido acético.</li>
</ol>4. Bioactividad de moléculas pequeñas purificadas del extracto de plantas Gymnema sylvestre
<ol><li>Cultivar C. albicans en células de levadura como en el paso 3.1.</li>
	<li>Para preparar la suspensión celular, diluir el cultivo nocturno de C. albicans células de levadura (1/1000 dilución) en un medio de cultivo celular RPMI fresco complementado con 50 mM de glucosa. NOTA: C. albicans convierte del crecimiento de la levadura a hifas en condiciones de inductor hifalal (RPMI a 37 oC). Se ha demostrado que las moléculas pequeñas de ácido gimnómico inhiben la conversión de células de levadura en hifas en condiciones de inducción hifa16. Nuestro objetivo era determinar si el extracto de G. sylvestre separado por la fase líquida-IEF contiene estas moléculas bioactivas.</li>
	<li>A partir de la suspensión de la célula preparada, agregue 90 l a cada pocód en cada pocód en la placa de 96 pocillos.</li>
	<li>De cada fracción (1-20 fracciones cosechadas de extracto de G. sylvestre obtenidas de IEF de fase líquida, Figura 4), añadir 10 l en los pocós con 90 l de la suspensión celular anterior (paso 4.2). Realice el ensayo por triplicado.</li>
	<li>Añadir 10 l de agua que contenga anfilito (1%) en pozos separados con 90 ml de C. suspensión de células de levadura albicans como un control negativo. NOTA: Los anfilitos tienen potencial de bioactividad, por lo que es esencial incluir un control de anfieles mientras se realiza cualquier bioensayo19.</li>
	<li>Incubar la placa de 96 pocillos a 37oC durante 12 h y observar la inhibición de la conversión de C. albicans de levadura a hifa bajo el microscopio16. Además, determinar el porcentaje de inhibición de la conversión de levadura a hifa.</li>
</ol>

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</ol>

A los autores les gustaría declarar que no hay intereses financieros competidores.

Las moléculas pequeñas de fuentes de productos naturales (por ejemplo, plantas) incluyen metabolitos secundarios complejos que son muy diversos en la estructura química. Se cree que están involucrados en los mecanismos de defensa de las plantas. Además, los polipéptidos también están presentes en los tejidos vegetales22. Estas moléculas pequeñas de producto natural son ricas fuentes de moléculas de prueba para el descubrimiento y desarrollo de fármacos. Sin embargo, los métodos difíciles y tedioso...

La purificación de biomoléculas a partir de muestras biológicas complejas es un paso esencial y a menudo difícil en los experimentos biológicos1. El enfoque isoeléctrico (IEF) es adecuado para la separación de alta resolución de biomoléculas complejas donde los anfieles portadores viajan de acuerdo con su carga y establecen el gradiente de pH en un campo eléctrico3. El primer ampholyte de soporte comercial para IEF fue desarrollado por Olof Vesterberg en 1964 y patentado4,5. Los anfólitos portadores son moléculas de ácido oligo-amino oligo-carboxílico alifático de longitud variable y ramificación6. Posteriormente, Vesterberg y otros mejoraron los anfilitos portadores para su uso ampliado en la separación de biomoléculas6,7.
Los métodos para separar las biomoléculas incluyen la electroforesis de gel de agarosa y policrilamida, la electroforesis de gel bidimensional (2-DE), el enfoque isoeléctrico, la electroforesis capilar, la isotachoforesis y otras técnicas cromatográficas (por ejemplo, TLC, FPLC, HPLC)2. IEF de fase líquida interpretado en un instrumento llamado "Rotofor" fue inventado por el Milan Bier8. Fue pionero en el concepto y diseño de este instrumento y contribuyó ampliamente a la teoría de la migración electroforética. Su equipo también desarrolló un modelo matemático de proceso de separación electroforética para simulaciones por ordenador9.
El aparato IEF de fase líquida es una célula cilíndrica giratoria horizontal que consiste en un núcleo de nylon dividido en 20 compartimentos porosos y una varilla de cerámica de enfriamiento de agua circulante. Las cámaras porosas permiten que las moléculas migren a través de la fase acuosa entre los electrodos y permiten la recolección de muestras purificadas al vacío en fracciones. Este sistema de purificación puede proporcionar hasta 1000 veces la purificación de una molécula específica en <4 horas. Una característica valiosa de este instrumento es que se puede aplicar como un primer paso para la purificación de una mezcla compleja o como paso final para lograr la pureza10. Si la molécula de interés es una proteína, otra ventaja es que su conformación nativa se mantendrá durante la separación.
El uso de IEF de fase líquida se ha notificado ampliamente para proteínas, enzimas y purificación de anticuerpos6,10,11,12,13,14. Aquí describimos el uso de este enfoque para separar y purificar pequeñas moléculas y péptidos de la planta medicinal Gymnema sylvestre. Este protocolo ayudará a los investigadores a concentrar y purificar moléculas pequeñas activas de un extracto de planta para aplicaciones posteriores a bajo costo. Además, también demostramos que el enriquecimiento de proteínas de un extracto de proteína complejo del hongo Candida albicans 15 en este sistema basado en IEF como segundo ejemplo.

<table><tbody><tr><td>0,45 y micro; m filtro de jeringa</td><td>Fisher scientfic</td><td>09-720-004</td><td></td></tr><tr><td>2-Mercaptoetanol</td><td>Sigma</td><td>M3148</td><td></td></tr><tr><td>Carbonato de amonio</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>207861-500</td><td></td></tr><tr><td>Bio-Lyte 3/10 Ampholyte</td><td>Bio-Rad</td><td>163-1113</td><td></td></tr><tr><td>Bio-Lyte 5/8 Ampholyte</td><td>Bio-Rad</td><td>163-1192</td><td></td></tr><tr><td>Termostato compacto de baja temperatura</td><td>Lauda - Brinkmann</td><td>RM 6T Configure</td><td>la refrigeración por agua a 4 oC y puede funcionar incluso a 0 oC, ya que cuando pasa por el núcleo de refrigeración del Rotofor, la temperatura del agua circulante será de alrededor de 5 o más dependiendo del voltaje.</td></tr><tr><td>Coomassie Brilliant Blue R</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>B7920</td><td></td></tr><tr><td>Tubo de diálisis (3.500 MWCO)</td><td>Spectrum Spectra/Por</td><td>132112T</td> Polvo de extracto de hoja de <td></td></tr><tr><td>planta Gymnema (>25% de ácidos gimnémicos)</td><td>Suan Farma, NJ USA</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Incubadora</td><td>Lab companion</td><td>SI 300R</td><td></td></tr><tr><td>Microscopio</td><td>Leica</td><td>DM 6B</td><td></td></tr><tr><td>Mini proteico electroforesis</td><td>Medidor de pH Bio-Rad</td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td>Mettler Toledo</td><td>S20</td><td>Útil para determinar el pH de las fracciones de Rotofor (IEF en fase líquida)</td></tr><tr><td>Rotofor</td><td>Bio-Rad</td><td>170-2972</td><td>http://www.bio-rad.com/webroot/web/pdf/lsr/literature/M1702950E.pdf (Rotofor Manual de instrucciones para el montaje de la unidad)</td></tr><tr><td>RPMI-1640 Medium</td><td>HyClone</td><td>DH30255.01</td><td></td></tr><tr><td>Cinta de sellado</td><td>Bio-Rad</td><td>170-2960</td><td>También se puede utilizar cinta adhesiva Scotch.</td></tr><tr><td>Centrífuga Sorvall legend micro 17</td><td>Placa</td><td></td> de cultivo de tejidos Thermo scientific 75002432 <td></td></tr><tr><td>TPP -96 pocillos, fondo plano</td><td>TPP</td><td>TP92696</td><td></td></tr></tbody></table>

separación de moléculas pequeñas bioactivas, péptidos de fuentes naturales y proteínas de microbios por método de enfoque isoeléctrico preparativo (ief)

Separation of Bioactive Small Molecules, Peptides from Natural Sources and Proteins from Microbes by Preparative Isoelectric Focusing (IEF) Method

Los productos naturales derivados de plantas y microbios son una rica fuente de moléculas bioactivas. Antes de su uso, las moléculas activas de extractos complejos deben purificarse para aplicaciones posteriores. Hay varios métodos cromatográficos disponibles para este propósito, pero no todos los laboratorios pueden permitirse métodos de alto rendimiento y el aislamiento de muestras biológicas complejas puede ser difícil. Aquí demostramos que el enfoque isoeléctrico de fase líquida preparatoria (IEF) puede separar moléculas, incluyendo moléculas pequeñas y péptidos de extractos de plantas complejas, basados en sus puntos isoeléctricos (pI). Hemos utilizado el método para la fraccionamiento y caracterización de muestras biológicas complejas. Como prueba de concepto, fraccionamos un extracto de planta de Gymnema sylvestre, aislando una familia de saponina terpenoides pequeñas moléculas y un péptido. También demostramos una separación eficaz de las proteínas microbianas utilizando el hongo Candida albicans como sistema modelo.

Separación y purificación de moléculas pequeñas y péptidos del extracto de la planta Gymnema sylvestre Utilizando el método IEF de fase líquida preparatoria, fraccionamos extractos de plantas medicinales y proteínas de superficie celular de un hongo patógeno humano, C. albicans. Un esquema de estos protocolos de fraccionamiento se muestra en la Figura 1.
A partir de 20 fracciones de extracto de G. sylvestre obtenidas ...

El objetivo es fraccionar y aislar moléculas pequeñas bioactivas, péptidos de un extracto de planta complejo y proteínas de microbios patógenos mediante el empleo de un método de enfoque isoeléctrico de fase líquida (IEF). Además, se identificaron las moléculas separadas y se confirmó su bioactividad.

Separación de Moléculas Pequeñas Bioactivas, Péptidos de Fuentes Naturales y Proteínas de Microbios por Método de Enfoque Isoeléctrico Preparativo (IEF)

Natural products derived from plants and microbes are a rich source of bioactive molecules. Prior to their use, the active molecules from complex extracts ...

Nuestro protocolo describe los nuevos hallazgos sobre la separación y purificación de moléculas activas de un extracto de planta. Los científicos pueden utilizar estos métodos para aislar moléculas pequeñas y péptidos de fuentes de productos naturales para los usuarios terapéuticos. Familiarícese con los componentes del instrumento y sus métodos de montaje.Es importante estar seguro de que la muestra que se va a separar está preparada siguiendo las directrices sugeridas. Este método implica múltiples procesos de montaje del instrumento. Y la demostración visual ayudará a los usuarios a seguir y aplicarlos con éxito a la investigación.Después de ensamblar la fase líquida, la unidad IEF como se describe en el manual de instrucciones, equilibre las membranas de intercambio de aniones con hidróxido de sodio molar 0.1 y las membranas de intercambio catiónico con ácido fosfórico molar 0.1. Alinee las juntas de goma para que los tres agujeros oblongos grandes permanezcan desbloqueados por el caucho. Esto ayudará a intercambiar los iones entre el electrodo y los compartimentos de la muestra a través de la membrana durante la electroforesis.Montar la parte interior y externa del electrodo alineando los tres orificios oblongos en las juntas de intercambio iónico. A continuación, llene los electrodos con sus respectivos electrolitos para evitar que sus membranas se sequen. A continuación, apriete el soporte del tornillo de plástico para asegurar un montaje sin fugas.Cubra las placas de recogida de muestras con cinta adhesiva. A continuación, ensamble las partes de la cámara de enfoque sobre el dedo de enfriamiento de cerámica en la siguiente secuencia: electrodo de ánodo, núcleo de membrana de nylon, cámara de enfoque y electrodo de cátodo. Con una jeringa de 50 mililitros, llene la cámara de enfoque con agua destilada preenfriada.Para una celda IEF estándar, agregue 60 mililitros de agua. Conecte la unidad IEF al agua de refrigeración circulante a cuatro grados centígrados. Accione la unidad a 15 vatios y 3000 voltios hasta que la tensión se estabilice, aproximadamente de tres a cinco minutos.A continuación, apague la fuente de alimentación. Con el colector de fracción, retire el agua de la celda. Vuelva a sellar las placas de recogida con cinta adhesiva.Añadir 0,6 gramos de extracto de la planta de gimnasia, a 60 mililitros de agua destilada. Disuelva el extracto de la planta mezclando en un tubo de rodillo durante cinco minutos. Para eliminar las partículas insolubles, centrifuga esta solución a 10.000 veces G durante cinco minutos.Transfiera el sobrenadante a un vaso de vidrio de 150 mililitros y agregue el anzuelo para crear una solución del 1% por volumen, aproximadamente 0,6 mililitros. Con una jeringa de 50 mililitros con una aguja de extremo romo de calibre 1,5 pulgadas y 19, cargue esta solución en la célula IEF a través de las placas de recogida de muestras. A continuación, retire la célula del soporte y toque la cámara del electrodo, para desalojar y eliminar cualquier burbuja.Conecte la unidad al agua de refrigeración. Con la fuente de alimentación a 15 vatios constantes iniciar fraccionamiento. Ejecute la unidad IEF hasta que la tensión alcance un valor constante, aproximadamente tres horas.Después de pulsar el botón harvest on align the fraction collector pins with the collection boards. Empuje los pasadores a través de la cinta de sellado para comenzar a recoger las fracciones de andaluza Gymnema. Cultivar una sola colonia de C.albicans y caldo de dextrosa de mezptona de levadura durante la noche a 30 grados centígrados con temblores.Transfiera el cultivo a un tubo centrífugo y recoja las células de levadura por centrifugación a 10.000 veces G durante cinco minutos. Después de retirar el sobrenadante, suspenda las células de levadura en el tampón y gire la suspensión en un tubo de rodillos durante una hora a cinco grados centígrados. Para eliminar las células de levadura, centrifugar la suspensión a 10.000 veces G durante cinco minutos.A continuación, filtre el extracto de proteína a través de un filtro de 0,45 micrómetros. Transfiera el extracto de proteína a tubos de diálisis y dialízalo contra el agua durante 15 horas a cuatro grados centígrados. Después de estimar la concentración de proteínas, recoger un volumen de extracto de proteína que contiene 500 miligramos de proteína total.Diluir los 500 miligramos de proteína en 60 mililitros de agua que contiene 1%ampholyte por volumen. Con una jeringa, cargue el extracto de proteína diluida en la célula IEF y opere la unidad a una temperatura constante de 15 vatios durante cuatro horas. Dado que este instrumento utiliza alimentación eléctrica de alta tensión, el usuario debe tomar todas las precauciones para evitar cualquier contacto directo con los electrodos en vivo.El colector de fracción contiene 20 tubos de plástico, cada uno de 12 milímetros por 75 milímetros. Y está conectado a la bomba de vacío. Prepárese para recoger las fracciones pulsando el botón de cosecha.A continuación, alinee los 20 pines de colección en el colector de fracción con la placa de recolección 20 para que la celda de enfoque sellada. Empuje los pasadores de recogida a través de la cinta de sellado y encienda simultáneamente la bomba de vacío. Cada tubo recogerá una fracción proteica de unos tres mililitros.Después de reducir y hervir las fracciones proteicas, analízalas en un gel de página 12.5%SDS. Mancha el gel con tinte Coomassie Blue y colóquelo en un balancín a temperatura ambiente. Después de dos o tres horas, detenga el gel.A continuación, grabe la imagen de gel con un imager de gel. Preparar una suspensión de células de levadura diluyendo un cultivo nocturno de C.albicans en una proporción de 1:1000 en el medio de cultivo celular RPMI complementado con 50 glucosa milimolar. Agregue 90 microlitros de la suspensión celular a cada pozo de una placa de 96 pozos.A continuación, agregue 10 microlitros de cada fracción G.sylvestre para separar los pozos. Como control negativo, agregue 10 microlitros de agua con un 1% de ampolla en pozos separados. Después de incubar la placa de 96 pozos a 37 grados Celsius durante 12 horas, observe la placa bajo un microscopio.La falta de crecimiento filamentoso indica la inhibición de la conversión de C.albicans de levadura a hifa. Veinte fracciones de extracto de G.sylvestre se obtuvieron por fase líquida IEF. Las moléculas de color oscuro, los ácidos gimnómicos, migraron y se enriquecieron en el extremo del ánodo de la unidad.En el extremo del cátodo se observaron fracciones translúcidas de color amarillo claro. Las alícuotas de cada refracción G.sylvestre se redujeron, herviron y resolvieron por la página SDS. Una mancha Coomassie Blue mostraba una banda de polipéptidos diferente a unos cinco kilodaltons, enriquecida en fracciones de 16 a 19.Los ácidos gimnómicos en la fracción uno, y las siguientes fracciones no fueron detectados ya que no son proteicos. Sin embargo, estas moléculas pueden ser separadas por TLC y detectadas bajo la luz UV. La Fracción 10 no contenía una cantidad detectable de estas moléculas pequeñas, lo que sugiere que la mayoría de las moléculas pequeñas orgánicas se enriquecieron en las fracciones del uno al tres.Las 20 fracciones de G.sylvestre fueron ensayadas para la inhibición de la conversión de levadura a hifa y el crecimiento de hipófas en C.albicans. La mayor inhibición se observó en la fracción uno y se observó poca o ninguna inhibición en las fracciones 10 y superiores. Las proteínas de la superficie celular de C.albicans fueron fraccionadas usando fase líquida IEF.Y las alícuotas de 18 fracciones fueron analizadas por la página SDS. Las proteínas enriquecidas eran visibles en varias fracciones. El comienzo, moléculas pequeñas no podrían ser separados por enfoque isoeléctrico porque se cree que no son ambulatorias.Nuestros estudios muestran que son ambulatorios, al menos semanales, y este método se puede explorar más a fondo para otras moléculas pequeñas.

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Identificación de los complejos de proteínas en<em&gt; Escherichia coli</em&gt; La purificación mediante afinidad del péptido secuencial en combinación con espectrometría de masas tándem

Este video describe una técnica para separar moléculas complejas de extractos de plantas utilizando enfoque isoeléctrico en fase líquida. Esta técnica ayuda a purificar biomoléculas complejas en su estado nativo, que se pueden utilizar para diversas aplicaciones posteriores.

Enfoque isoeléctrico en fase líquida: una técnica de electroforesis para separar moléculas bioactivas del extracto crudo de Gymnema sylvestre

Se presenta un método para el análisis de espectrometría de masa de péptidos endógenos en humanos del líquido cerebroespinal (CFS). Por medio de filtración de corte de peso molecular, fraccionamiento la cromatografía, análisis de espectrometría de masa y una posterior combinación de estrategias de identificación de péptidos, fue posible ampliar la peptidome CSF conocido casi diez veces en comparación con a estudios previos.

Preparación de muestras para análisis de Endopeptidomic en el líquido cefalorraquídeo humano

Isoeléctrica capilar es una técnica basada en anticuerpos, ultrasensible, alto rendimiento, permitiendo la caracterización detallada de las proteínas y sus isoformas de muestras biológicas muy pequeñas. A continuación describe un protocolo para la detección y cuantificación de proteínas específicas y sus isoformas de manera automatizada y robotizada.

Detección altamente sensible y cuantitativa de las proteínas y sus isoformas por método capilar isoeléctrica

Se describe un protocolo detallado para la separación, identificación y caracterización de proteoforms en muestras de proteínas utilizando la zona capilar electroforesis-electrospray ionización-spectrometry total en tándem (CZE-ESI-MS/MS). El protocolo puede utilizarse para la caracterización de alta resolución de proteoforms en las muestras de proteína simple y la identificación a gran escala de proteoforms en muestras complejas del proteoma.

Proteómica de arriba hacia abajo a gran escala mediante electroforesis capilar de zona Spectrometry total en tándem

Aquí, presentamos un protocolo de digestión en filtro optimizado con información detallada sobre lo siguiente: digestión de proteínas, purificación de péptidos y análisis de adquisición independiente de datos. Esta estrategia se aplica al análisis de muestras de secreciones prostáticas-orina expresadas y permite una alta cobertura de proteoma y un perfil sin etiquetas de bajo valor del proteoma urinario.

Perfil proteómico de EPS-Urine a través de la Digestión FASP y análisis independiente de datos

Este protocolo describe un procedimiento para aislar pequeñas vesículas extracelulares de macrófagos mediante ultracentrifugación diferencial y extraer el peptidomo para su identificación por espectrometría de masas.

Identificación de péptidos de pequeñas vesículas extracelulares a partir de macrófagos derivados de la médula ósea

El presente protocolo proporciona descripciones detalladas para el aislamiento eficiente de vesículas extracelulares urinarias utilizando perlas magnéticas funcionalizadas. Además, abarca análisis posteriores, como Western blot, proteómica y fosfoproteómica.

Aislamiento Basado en la Afinidad Química de Vesículas Extracelulares a partir de Biofluidos para Análisis de Proteómica y Fosfoproteómica

Este protocolo describe el cultivo, la recolección y la concentración de las proteínas secretadas de Mycobacterium tuberculosis. Las proteínas filtradas de cultivo (CFP) se cuantifican, se separan en 20 fracciones mediante enfoque isoeléctrico y se resuelven en 30 fracciones utilizando un SDS-PAGE preparativo y un sistema de electroelución.

Separación y fraccionamiento de proteínas filtradas de cultivo (CFPs) de Mycobacterium tuberculosis

Este protocolo separa las proteínas insolubles de la pared celular y la membrana en fracciones simples (1-5 proteínas) utilizando un enfoque isoeléctrico preparativo (IEF) basado en el punto isoeléctrico, seguido de una separación por peso molecular. Las fracciones resultantes se pueden utilizar directamente para análisis inmunológicos y proteómicos sin necesidad de una mayor purificación.

Separación y fraccionamiento de proteínas de la pared celular y la membrana celular de Mycobacterium tuberculosis para el análisis de proteínas aguas abajo

Aprende a separar moléculas bioactivas y péptidos de extractos vegetales mediante enfoque isoeléctrico preparativo (IEF). Este protocolo permite aislar compuestos de Gymnema sylvestre con aplicaciones terapéuticas.

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Separación de Moléculas Pequeñas Bioactivas, Péptidos de Fuentes Naturales y Proteínas de Microbios por Método de Enfoque Isoeléctrico Preparativo (IEF)

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