Name: Uso de un vaporizador anestésico de bajo flujo integrado, ventilador y sistema de monitoreo fisiológico para roedores (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2020-07-09T13:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 57 s
Description: Aprende a administrar anestesia segura en roedores con un sistema integrado de bajo flujo que incluye ventilador y monitoreo fisiológico. Este protocolo optimiza espacio, reduce desperdicio de gas y mejora la seguridad del personal.

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Los autores no tienen reconocimientos.

Todos los estudios en animales fueron aprobados por el Comité de Cuidado y Uso de Animales de Purdue.
1. Configuración del vaporizador de bajo flujo
<ol><li>Entrega de isofluranos o sevofluranos<ol>
<li>Seleccione una fuente de gas portadora. Para utilizar la bomba de aire interna, retire la tapa roja del puerto de entrada en la parte posterior del sistema, lo que permite al sistema tomar aire de la sala de admisión. Para utilizar gas comprimido, utilice un regulador de presión o un reductor de presión establecido en 15 PSI y conéctese al puerto de gas comprimido en la parte posterior del sistema.</li>
		<li>Conecte el recipiente de carbón al puerto de escape.</li>
		<li>Conecte el conector accesorio a los puertos inspiratorios y espiratorios de la parte frontal del sistema. Conecte la cámara de inducción a ramas con clips azules y el cono nasal a ramas con clips blancos(Figura 1).</li>
	</ol>
</li>
	<li>Para ventilación mecánica<ol>
<li>Conecte el tubo del conector de intubación a los clips codificados en amarillo (Figura 2).</li>
		<li>Calibrar el ventilador realizando una calibración del espacio muerto. En la pantalla Ejecutar ventilación,toque Configuracióny, a continuación, Calib & Tests. Seleccione Calibración de espacio muerto y pulse Marcar B.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Para la oximetría del pulso<ol>
<li>Conecte el sensor al puerto de la parte posterior del sistema, con la etiqueta MouseSTAT.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Para el calentamiento<ol>
<li>Conecte la almohadilla de calentamiento al puerto 'Pad Power' en la parte delantera del sistema.</li>
		<li>Conecte un sensor al puerto "Sensor corporal" y el otro al puerto "Sensor de almohadilla". Asegure el sensor pad a la almohadilla de calentamiento.</li>
	</ol>
</li>
</ol>2. Configure los ajustes
<ol><li>Para la anestesia<ol>
<li>Encienda el sistema de anestesia. En la pantalla de ejecución de Anest,toque Configurar.</li>
		<li>Elija el agente anestésico. Toque Tipo Anesty, a continuación, gire Marcar B para seleccionar Isoflurane o Sevoflurane.</li>
		<li>Ajuste el tamaño de la jeringa. Toque Tamaño de jeringay, a continuación, gire marcar B para seleccionar un tamaño.</li>
		<li>Toque Atrás para volver a la pantalla de ejecución de Anest.</li>
		<li>Con el adaptador superior de la botella, llene la jeringa con anestésico.</li>
		<li>Conecte la jeringa al sistema de anestesia. Toque Eliminar para mover el bloque del empujador hacia atrás si es necesario.</li>
		<li>Prepara la jeringa. Mantenga pulsado Prime para mover el bloque del empujador hacia delante hasta que el bloque del empujador toque la parte superior del émbolo de la jeringa. Girar B mientras mantiene pulsado el botón Prime regula la velocidad del bloque del pulsador.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Para ventilación mecánica<ol>
<li>Toque la pestaña Pantalla de ejecución de ventilación y, a continuación, configurar.</li>
		<li>Toque Peso corporal e introduzca el peso del animal.</li>
		<li>Toque Prioridad para elegir el volumen o la ventilación controlada por presión. El ajuste Peso corporal establece automáticamente la frecuencia respiratoria adecuada y los volúmenes de marea.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Para la oximetría del pulso<ol>
<li>Toque la pestaña Pantalla de ejecución Oxi y, a continuación, Configurar.</li>
		<li>Toque HR y gire el dial B para establecer la lectura mínima permitida de la frecuencia cardíaca. Los ajustes preestablecidos están disponibles.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Para el calentamiento<ol>
<li>En la pantalla De ejecución cálida,toque Configuración. Elija un método de calentamiento y un ajuste de temperatura objetivo.</li>
	</ol>
</li>
</ol>3. Comenzar la entrega de anestesia
<ol><li>Anestesiar el ratón<ol>
<li>En la pantalla de ejecución de Anest,toque Iniciar inducción para iniciar el flujo de aire. El caudal de inducción predeterminado es de 500 mL/min. El dial de giro A ajusta el caudal según sea necesario.</li>
		<li>Coloque el ratón en la cámara de inducción, cerrando la tapa firmemente. Ajuste el dial de concentración del agente anestésico al 3% para isoflurano.</li>
		<li>Monitoree hasta que el ratón haya alcanzado el plano anestésico deseado, determinado por una disminución en la frecuencia de respiración y una pérdida del reflejo de corrección cuando la cámara está inclinada. Ajuste el dial de concentración del agente anestésico según sea necesario.</li>
		<li>Una vez que el animal ha perdido el reflejo corrector y está lo suficientemente anestesiado, toque Detener inducción.</li>
		<li>Si lo desea, toque Cámara de descarga para vaciar la cámara de gas anestésico residual.</li>
		<li>Abra las abrazaderas que conducen al cono nasal y cierre las abrazaderas que conducen a la cámara.</li>
		<li>Toque Iniciar cono nasal. El ajuste Peso corporal determina el caudal del cono nasal, aunque se puede ajustar manualmente girando el dial A.</li>
		<li>Coloque inmediatamente el cono nasal y centre al animal en la almohadilla de calentamiento infrarrojo.</li>
		<li>Inserte el sensor animal como una sonda rectal.</li>
	</ol>
</li>
</ol>4. Comience la ventilación mecánica
<ol><li>Intubate al animal.<ol>
<li>Transfiera el animal a la etapa de intubación manteniendo al animal anestesiado.</li>
		<li>Suspenda al animal de sus incisivos superiores utilizando un hilo fijado en la etapa de intubación vertical (Figura 3).</li>
		<li>Desplazar suavemente la lengua del animal hacia un lado y visualizar la tráquea utilizando las luces proporcionadas en el kit de intubación.</li>
		<li>Inserte cuidadosamente el tubo traqueal y verifique la colocación correcta conectando la vejiga de aire pequeña al tubo y comprobando si los pulmones se inflan.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Conecte el tubo endotraqueal al tubo de ventilación.</li>
	<li>Toque Detener cono nasaly, a continuación, toque Iniciar ventilador. NOTA: El ajuste Peso corporal determina automáticamente la frecuencia de respiración adecuada y los volúmenes de marea. Para realizar la ventilación controlada por presión, ajuste la presión inspiratoria objetivo entre 15-18 cm H2O. Realice ajustes en los ajustes del respirador según sea necesario según los protocolos quirúrgicos.</li>
</ol>5. Iniciar el monitoreo fisiológico
<ol><li>Coloque el sensor sobre la pata trasera del animal(Figura 4). El oxímetro de pulso comenzará a leer HR y SpO2 automáticamente. Toque la pestaña Pantalla de ejecución Oxi para ver los datos de oximetría de pulso.</li>
</ol>

<ol><li>El-Attar, A. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Guided+isoflurane+injection+in+a+totally+closed+circuit%5BTitle%5D)+AND+%22Anaesthesia%22%5BJournal%5D)">Guided isoflurane injection in a totally closed circuit.</a> Anaesthesia. 46 (12), 1059-1063 (1991).</li>
<li>Lockwood, G., Chakrabarti, M. K., Whitwam, J. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+computer-controller+closed+anaesthetic+breathing+system%5BTitle%5D)+AND+%22Anaesthesia%22%5BJournal%5D)">A computer-controller closed anaesthetic breathing system.</a> Anaesthesia. 48 (8), 690-693 (1993).</li>
<li>Lowe, H. J., Cupic, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dose-regulated+automated+anesthesia+%28Abstract%29%5BTitle%5D)+AND+%22British+Journal+of+Clinical+Pharmacologyl%22%5BJournal%5D)">Dose-regulated automated anesthesia (Abstract).</a> British Journal of Clinical Pharmacologyl. 12 (2), 281-282 (1971).</li>
<li>Walker, T. J., Chackrabarti, M. K., Lockwood, G. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Uptake+of+desflurane+during+anaesthesia%5BTitle%5D)+AND+%22Anaesthesia%22%5BJournal%5D)">Uptake of desflurane during anaesthesia.</a> Anaesthesia. 51 (1), 33-36 (1996).</li>
<li>Weingarten, M., Lowe, H. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+new+circuit+injection+technic+for+syringe-measured+administration+of+methoxyflurane%3A+a+new+dimension+in+anesthesia%5BTitle%5D)+AND+%22Anesthesia+%26+Analgesia%22%5BJournal%5D)">A new circuit injection technic for syringe-measured administration of methoxyflurane: a new dimension in anesthesia.</a> Anesthesia & Analgesia. 52 (4), 634-642 (1973).</li>
<li>Enlund, M., Wiklund, L., Lambert, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+new+device+to+reduce+the+consumption+of+a+halogenated+anaesthetic+agent%5BTitle%5D)+AND+%22Anaesthesia%22%5BJournal%5D)">A new device to reduce the consumption of a halogenated anaesthetic agent.</a> Anaesthesia. 56 (5), 429-432 (2001).</li>
<li>Kelly, J. M., Kong, K. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Accuracy+of+ten+isoflurane+vaporisers+in+current+clinical+use%5BTitle%5D)+AND+%22Anaesthesia%22%5BJournal%5D)">Accuracy of ten isoflurane vaporisers in current clinical use.</a> Anaesthesia. 66 (8), 682-688 (2011).</li>
<li>Matsuda, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((NARCOBIT+-+A+newly+developed+inhalational+anesthesia+system+for+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Experimental+Animals%22%5BJournal%5D)">NARCOBIT - A newly developed inhalational anesthesia system for mice.</a> Experimental Animals. 56 (2), 131-137 (2007).</li>
<li>Soro, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+accuracy+of+the+anesthetic+conserving+device+%28Anaconda%29+as+an+alternative+to+the+classical+vaporizer+in+anesthesia%5BTitle%5D)+AND+%22Anesthesia+%26+Analgesia%22%5BJournal%5D)">The accuracy of the anesthetic conserving device (Anaconda) as an alternative to the classical vaporizer in anesthesia.</a> Anesthesia & Analgesia. 111 (5), 1176-1179 (2010).</li>
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<li>Ambrisko, T. D., Klide, A. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evaluation+of+isoflurane+and+Sevoflurane+vaporizers+over+a+wide+range+of+oxygen+flow+rates%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Veterinary+Research%22%5BJournal%5D)">Evaluation of isoflurane and Sevoflurane vaporizers over a wide range of oxygen flow rates.</a> American Journal of Veterinary Research. 67 (6), 936-940 (2006).</li>
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<li>Thomas, J., Lerche, P. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aThomas%2C+J+%22Anesthesia+and+Analgesia+for+Veterinary+Technicians%2C+4th+ed%22">Anesthesia and Analgesia for Veterinary Technicians, 4th ed</a>. 335, Mosby. St. Louis, MI. (2011).</li>
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</ol>

Este proyecto fue apoyado con equipos y financiación por Kent Scientific Corporation. Los autores Krista Bigiarelli y Dave FitzMiller son empleados de Kent Scientific Corporation que fabrica equipos utilizados en este artículo. La publicación de acceso abierto de este artículo está patrocinada por Kent Scientific Corporation.

Este sistema digital de anestesia de bajo flujo integra anestesia, ventilación, calentamiento y sistemas de monitoreo fisiológico en una sola pieza de equipo. Además, el sistema contiene una bomba interna, lo que le permite extraer aire ambiente para su uso como gas portador, eliminando la necesidad de una fuente de gas comprimido.
En este procedimiento, el sistema se utiliza como único equipo para reemplazar un vaporizador anestésico, respirador mecánico, oxímetro de pulso y almohadilla de calentamiento. Anteriormente demostramos la entrega anestésica a un caudal de 100 ml/min2. Los ajustes del caudal son críticos para esta técnica de entrega anestésica, ya que el caudal controla directamente el volumen de anestésico líquido utilizado. También demostramos previamente cómo el uso de bajos caudales ahorra líquido anestésico1,2. Cuando un vaporizador tradicional está conectado a un respirador mecánico, el vaporizador debe funcionar continuamente mientras el ventilador toma muestras de entrada de la corriente de gas. En el caso del vaporizador digital con respirador integrado, sólo el ventilador emite el gas necesario para la ventilación. Esto reduce los costos asociados con el líquido anestésico, los gases portadores y los filtros de carbón.
Aunque hay muchas ventajas de usar un vaporizador digital de bajo flujo, también hay limitaciones. Este sistema está diseñado para funcionar a bajos caudales ideales para roedores y otros mamíferos pequeños, pero no proporciona anestesia por encima de los caudales de 1000 ml/min. Por lo tanto, este sistema en particular sólo es adecuado para especies animales pequeños. El oxímetro de pulso integrado incluye un sensor solo para uso de patas. No se recomienda el uso del sensor en la cola, lo que puede ser una limitación para ciertos procedimientos quirúrgicos. Además, si bien la frecuencia respiratoria se puede controlar a través de este sistema a través del sensor de la pata, puede ser difícil obtener grabaciones respiratorias consistentes durante un período prolongado de tiempo. Por último, a diferencia de un vaporizador tradicional, este sistema digital requiere electricidad. Las baterías están disponibles para su uso en casos en los que la energía eléctrica no está disponible o en caso de un corte de energía, y pueden alimentar el sistema a través de varias horas de uso.
Esta configuración y protocolo demuestran un uso seguro y eficaz de un sistema de anestesia digital de bajo flujo con ventilador integrado y módulos de monitorización fisiológica. Esta configuración será útil para cualquier laboratorio con espacios de banco limitados, o donde no sea factible albergar múltiples piezas de equipo y tubos cerca de un campo quirúrgico. Hay numerosos beneficios para un sistema todo en uno, incluyendo la eliminación de tanques de gas comprimido y equipos de monitoreo fisiológico separados. En general, este sistema integrado podría ser considerado por grupos donde el uso de un vaporizador tradicional no es ideal.

La investigación que involucra modelos animales a menudo requiere equipos especializados de recolección de datos. Hay dos tipos comunes de vaporizador anestésico comúnmente utilizado para la cirugía de animales pequeños. Los vaporizadores anestésicos tradicionales dependen de la vaporización pasiva de anestésicos volátiles basados en la presión atmosférica y el flujo de gas1,2,3,4,5,6,7,8,9,10. Están diseñados para funcionar a caudales de 0,5 L/min a 10 L/min, por lo que son ideales para grandes modelos animales11.
Recientemente demostramos los efectos de un vaporizador digital de bajo flujo en comparación con un vaporizador tradicional12,13. El sistema de anestesia digital de bajo flujo se puede utilizar para mantener a un animal en un cono nasal a caudales muy bajos de 1,5-2,2 veces el volumen de minutos del animal14,15,16.
Hay numerosos beneficios en el uso de un sistema de anestesia digital. Incorpora una bomba incorporada, que atrae aire ambiente para su uso como gas portador. Esto permite al usuario administrar anestesia sin el uso de gas comprimido. Estudios recientes17,18 han sugerido que el uso de aire en lugar de oxígeno como un gas portador puede ser beneficioso para muchos procedimientos.
Las capacidades de monitoreo fisiológico y calentamiento también se pueden instalar en el sistema digital de anestesia de bajo flujo. En la mayoría de las instituciones, el calentamiento animal y el monitoreo fisiológico son requeridos por los Comités Institucionales de Cuidado y Uso Animal19,20,21,22. Los estudios que comparan los efectos fisiológicos de los agentes anestésicos han demostrado una depresión drástica de la temperatura corporal, la función cardíaca y la función respiratoria23,24,25. A menudo se requiere colocar al animal en una almohadilla de calentamiento para monitorear y mantener una temperatura corporal normal. Hay muchos métodos de calentamiento animal disponibles, como calentadores de agua caliente, almohadillas de calefacción eléctricas y lámparas de calor, pero cada uno de ellos tiene inconvenientes significativos. En estudios que comparan diferentes métodos de calentamiento animal, se ha encontrado que el calentamiento infrarrojo lejano es el más beneficioso26. El vaporizador digital incluye el calentamiento homeotérmico de infrarrojos lejanos para mantener una temperatura corporal animal específica. Esto elimina las necesidades de cualquier controlador de almohadilla de calentamiento adicional.
Además de controlar la temperatura corporal, la oximetría de pulsos es un método popular para controlar la frecuencia cardíaca del animal y la saturación de oxígeno. Este método no invasivo es simple, preciso, y proporciona una evaluación general de la capacidad del animal para regular los niveles de oxigenación de la sangre. Un sensor de pata para la oximetría de pulsos se puede conectar al sistema de anestesia, como hemos demostrado previamente2.
A menudo se requiere ventilación mecánica cuando el animal está bajo períodos más largos de anestesia, o siempre que el patrón de respiración del animal necesita ser controlado. El vaporizador digital de bajo flujo tiene la capacidad de ofrecer respiraciones controladas en control de presión o volumen. Un respirador integrado elimina la necesidad de un respirador externo y los requisitos de configuración de tubos excesivos.
Debido a que todos estos monitores y características comunes se combinan en una sola pieza de equipo, la configuración del tubo se simplifica sustancialmente. El propósito de este protocolo es demostrar la configuración y el uso de un sistema de anestesia digital todo en uno.

<table><tbody><tr><td>Kit de intubación</td><td>Kent Scientific Corporation</td><td>ETM-MSE</td><td>Incluye etapa de intubación, tubo de intubación, luz LED</td></tr><tr><td>Inhalación de líquido de isoflurano 99.9%</td><td>Henry Schein, Inc.</td><td>1182097</td><td>Botella de vidrio 250mL</td></tr><tr><td>Oxímetro de pulso MouseSTAT</td><td>Kent Scientific Corporation</td><td>SS-03</td><td>Integrado en el tanque de oxígeno SomnoSuite</td></tr><tr><td></td><td>Indiana Oxygen Company</td><td>23-160246</td><td>Grado médico O2 99%</td></tr><tr><td>RoVent Ventilador automático</td><td>Kent Scientific Corporation</td><td>SS-04</td><td>Integrado en SomnoSuite</td></tr><tr><td>SomnoSuite Digital de Bajo Flujo Sistema de anestesia</td><td>Kent Scientific Corporation</td><td>SS-01</td><td>Incluye control de calentamiento homeotérmico RightTemp, almohadilla y sensores de temperatura</td></tr><tr><td>Kit de inicio de mouse SomnoSuite</td><td>Kent Scientific Corporation</td><td>SOMNO-MSEKIT</td><td>Incluye cono nasal, jeringas, cámara de inducción y bote de carbón</td></tr></tbody></table>

uso de un vaporizador anestésico de bajo flujo integrado, ventilador y sistema de monitoreo fisiológico para roedores

Use of an Integrated Low-Flow Anesthetic Vaporizer, Ventilator, and Physiological Monitoring System for Rodents

Los vaporizadores digitales de bajo flujo utilizan comúnmente una bomba de jeringa para administrar directamente anestésicos volátiles en una corriente de gas portador. Según las recomendaciones de bienestar animal, los animales son calentados y monitoreados durante los procedimientos que requieren anestesia. Los equipos comunes de anestesia y monitoreo fisiológico incluyen tanques de gas, vaporizadores y soportes anestésicos, controladores y almohadillas de calentamiento, respiradores mecánicos y oxímetros de pulso. Un ordenador también es necesario para la recopilación de datos y para ejecutar software de equipo. En espacios más pequeños o al realizar trabajos de campo, puede ser difícil configurar todo este equipo en un espacio limitado.
El objetivo de este protocolo es demostrar las mejores prácticas para el uso de un vaporizador digital de bajo flujo utilizando oxígeno comprimido y aire de habitación, junto con un respirador mecánico integrado, oxímetro de pulso y calentamiento infrarrojo lejano como una anestesia todo incluido y una suite de monitoreo fisiológico ideal para roedores.

Diez semanas de edad, macho, salvaje tipo C57Bl6j ratones que pesan 25.41 ± 0.8 g se utilizaron para este estudio. Los ratones fueron anestesiados y mantenidos en un cono nasal o intubados y mantenidos en un respirador mecánico integrado con 1,5-2,5% de isoflurano, mientras que la frecuencia cardíaca y la saturación de oxígeno fueron monitoreados. Los animales estaban alojados en grupo en caging de microisolación y proporcionaban acceso gratuito a la comida estándar de roedores y al agua por botella.
La frecuencia cardíaca y el SpO2 fueron monitoreados durante el mantenimiento a través de la oximetría de pulso(Figura 5, Figura 6y Figura 7,). La temperatura corporal se mantuvo en 36.5-37.5 ° C a través de una almohadilla de calentamiento infrarrojo y lámpara de calor. Los animales ventilados recibieron el suministro continuo de isofluranos durante el procedimiento de intubación a través de soporte de intubación con cono nasal integrado. Cada ratón fue ventilado o mantenido con éxito en un cono nasal a bajas velocidades de flujo no superiores a 141 ml/min de aire de habitación (RA) o oxígeno (O2)durante 15 minutos. Las frecuencias cardíacas de los animales y la saturación de oxígeno en la sangre se mantuvieron estables con pocos cambios significativos en cualquiera de las medidas para todos los grupos. SpO2 se mantuvo entre 82-99% para todos los grupos, mientras que la temperatura corporal se mantuvo entre 36.5-37.5 ° C. Observamos que tanto la posición del oxímetro de pulso como la temperatura corporal influyeron en las mediciones de SpO2. Si observamos una lectura inválida del oxímetro de pulso, ajustamos la colocación del sensor y el nivel de calentamiento para mantener estable la temperatura corporal del núcleo.
Se realizó un ANOVA bidireccional con una corrección de Bonferroni para determinar la importancia de los datos en la Figura 5, Figura 6 y Figura 7. Un valor pinferior a 0,05 se consideró significativo.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61311/61311fig01.jpg"> Figura 1: Diagrama de configuración de tubos para inducción anestésica y mantenimiento de conos nasales. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61311/61311fig01large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61311/61311fig02.jpg"> Figura 2: Diagrama de configuración de tubos para inducción anestésica, intubación y ventilación. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61311/61311fig02large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61311/61311fig03.jpg"> Figura 3: Los ratones recibieron administración continua de isofluranos durante el procedimiento de intubación a través de un soporte de intubación con un cono nasal integrado. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61311/61311fig03large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61311/61311fig04.jpg"> Figura 4: Colocación integrada del sensor del oxímetro de pulso sobre la pata trasera. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61311/61311fig04large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61311/61311fig05.jpg"> Figura 5: Frecuencia cardíaca media durante 15 minutos ± SD con aire ambiente (AR) o 100% oxígeno (O2)entregado a través del cono nasal o ventilado a través de tubo traqueal (n=5/grupo). No se observó ninguna diferencia significativa entre los grupos. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61311/61311fig05large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<img alt="Figure 6" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61311/61311fig06.jpg"> Figura 6: Valores de frecuencia cardíaca (bpm) registrados después de la inducción anestésica inicial con el sistema de anestesia de bajo flujo. Valores medios de frecuencia cardíaca calculados a partir de intervalos de tiempo de 30 segundos durante un período de 15 minutos. Cada punto de datos representa la media ± SD de todos los animales de cada grupo (n=5). No se observaron cambios significativos en la frecuencia cardíaca durante el período de 15 minutos en ningún grupo. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61311/61311fig06large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<img alt="Figure 7" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61311/61311fig07.jpg"> Figura 7: Los niveles de saturación de oxígeno tisular (%) después de la inducción anestésica inicial con el sistema de anestesia de bajo flujo. Valores promedio de SpO2 calculados a partir de intervalos de tiempo de 30 segundos durante un período de 15 minutos. Cada punto de datos representa la media ± SD de todos los animales de cada grupo (n=5). No se observaron cambios significativos en el SpO2 durante el período de 15 minutos en ningún grupo. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61311/61311fig07large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>

Aquí, presentamos un protocolo para administrar de forma segura y eficaz gas anestésico a ratones utilizando un sistema digital de anestesia de bajo flujo con ventilador integrado y módulos de monitoreo fisiológico.

Uso de un vaporizador anestésico de bajo flujo integrado, ventilador y sistema de monitoreo fisiológico para roedores

Low-flow digital vaporizers commonly utilize a syringe pump to directly administer volatile anesthetics into a stream of carrier gas. Per animal welfare ...

Este protocolo destaca los mejores usos para una suite de anestesia y monitoreo fisiológico con todo incluido que incluye un vaporizador electrónico de bajo flujo, un ventilador integrado, un oxímetro de pulso y una almohadilla térmica de infrarrojo lejano. Esta metodología es útil para cualquier instalación con espacio limitado en la mesa de trabajo o en el laboratorio. Un sistema todo en uno también elimina la necesidad de tanques de gas comprimido y equipos de monitoreo fisiológico separados.Luke Schepers, estudiante de doctorado en Ingeniería Biomédica de la Universidad de Purdue, demostrará el procedimiento. Para configurar el vaporizador de bajo flujo, seleccione una fuente de gas portador y retire la tapa roja del puerto de entrada en la parte posterior del sistema para permitir que el sistema tome aire de la habitación. Si usa una fuente de gas comprimido, use un regulador de presión y un reductor de presión ajustados a 15 libras por pulgada cuadrada.Y conecte el dispositivo al puerto de gas del compresor en la parte posterior del sistema. Conecte el recipiente de carbón al puerto de escape. Y conecte el conector de accesorios a los puertos inspiratorio y espiratorio en la parte frontal del sistema.Conecte la cámara de inducción a las ramas con pinzas azules y el cono de la nariz a las ramas con pinzas blancas. Para configurar el ventilador integrado, conecte el tubo del conector de intubación a las ramas con las pinzas amarillas. Para calibrar el espacio muerto del ventilador en la pantalla de funcionamiento de ventilación, toque Configuración y calibración y pruebas, luego seleccione Medir espacio muerto y presione Dial B.To configurar el oxímetro de pulso integrado, conecte el sensor del puerto de estadísticas del mouse en la parte posterior del sistema.Para configurar la almohadilla calefactora de infrarrojo lejano, conecte la almohadilla calefactora al puerto de alimentación de la almohadilla en la parte frontal del sistema. Luego conecte un sensor al puerto del sensor del cuerpo y el otro al puerto del sensor de la almohadilla y asegure el sensor de la almohadilla a la almohadilla térmica. Para configurar los ajustes del sistema para la administración de anestesia en la pantalla Anest Run, toque Configuración y seleccione el agente anestésico.Toque, escriba anest y gire el dial B para seleccionar isoflurano o sevoflurano. Para establecer este tamaño de jeringa, toque Tamaño de la jeringa y gire el dial B para seleccionar un tamaño. Toque Atrás para volver a la pantalla Anest Run y use el adaptador de la tapa del frasco para llenar la jeringa con anestésico.Conecte la jeringa al sistema de anestesia y toque Quitar para mover el bloque de empuje hacia atrás según sea necesario. Para cebar la jeringa, mantenga presionado el cebador para mover el bloque de empuje hacia adelante hasta que el bloque toque la parte superior del émbolo de la jeringa. Para configurar la ventilación mecánica, abra la pestaña Pantalla de ejecución de ventilación y presione Configuración.Presione Peso corporal e ingrese el peso del animal. A continuación, pulse Prioridad para seleccionar el volumen o la ventilación controlada por presión. La frecuencia respiratoria y los volúmenes corrientes adecuados se ajustarán automáticamente.Para configurar los parámetros de oximetría de pulso, abra la pestaña de la pantalla Oxy run y presione Configuración. presione FC mínima y gire el dial B para establecer la lectura de frecuencia cardíaca mínima permitida. Para establecer los parámetros de calentamiento en la pantalla de funcionamiento en caliente, presione Configuración y seleccione un método de calentamiento y un ajuste de temperatura objetivo.Para anestesiar el ratón desde la pantalla Anest Run, toque Inducción para iniciar el flujo de aire. El caudal de inducción predeterminado es de 500 mililitros por minuto. Gire el dial A para ajustar el caudal según sea necesario.Coloque el mouse en la cámara de inducción y cierre bien la tapa. Ajuste el dial de concentración de agente anestésico al 3% para isoflurano. El caudal de inducción predeterminado es de 500 mililitros por minuto.Gire el dial A para ajustar el caudal según sea necesario. Presione Entregar para comenzar la administración de anestésicos. Una vez que el animal esté suficientemente anestesiado, toque de nuevo la inducción, luego enjuague la cámara para reducir el gas anestésico residual en la cámara.Abra los clips que conducen al cono de la nariz y cierre los clips que conducen a la cámara. Toque el cono de la nariz para comenzar el flujo de aire e inmediatamente coloque el cono de la nariz en el animal. Centre al animal en la almohadilla de calentamiento infrarrojo y luego inserte el sensor del animal como una sonda rectal para controlar la temperatura corporal.Para iniciar la ventilación mecánica, coloque al animal anestesiado en la etapa de intubación y utilice un hilo fijado a la etapa de intubación vertical para suspender al animal de sus incisivos superiores. Muestra suavemente la lengua del animal hacia un lado y utiliza las luces proporcionadas en el kit de innovación para visualizar la tráquea. Inserte con cuidado el tubo endotraqueal.La colocación correcta se puede verificar conectando una pequeña cámara de aire al tubo y verificando la inflación pulmonar. Toque Detener el cono de nariz para detener el flujo de aire, cierre los clips al cono de nariz y abra los clips al tubo de ventilación. Conecte el tubo endotraqueal al tubo de ventilación y toque Iniciar ventilador para comenzar la ventilación.Para comenzar el monitoreo fisiológico, sujete ligeramente el sensor a una pata trasera del animal, el oxímetro de pulso comenzará a leer automáticamente la frecuencia cardíaca y la saturación de oxígeno en sangre. Toque la pestaña de la pantalla Oxy run para ver los datos de oximetría de pulso. La frecuencia cardíaca y la saturación de oxígeno en sangre se pueden controlar durante el mantenimiento a través de la simetría de salida de pulso.En este análisis representativo, la frecuencia cardíaca y la saturación de oxígeno en sangre del animal se mantuvieron estables y se observaron pocos cambios significativos en cualquiera de las mediciones para todos los grupos. Y con la saturación de oxígeno en sangre manteniéndose entre el 82 y el 99%, esta técnica permite a los investigadores administrar anestesia con caudales más bajos y sin necesidad de gas comprimido. Los caudales más bajos conducen a un menor desperdicio de gas y menos exposición para el personal de investigación.

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Research

Investigación

JoVE Journal

Medicine

Medicina

Mediciones repetidas de la fisiología respiratoria y el muestreo de roedores de las células de las vías respiratorias inflamatorias son deseables, pero en general no es factible. A continuación se describe un método reproducible para la intubación por vía oral ratones que permite mediciones repetidas de la hiperreactividad de las vías respiratorias y el muestreo de las células de las vías respiratorias inflamatorias.

A reversible, método no invasivo para las mediciones de resistencia de las vías y Toma de Muestras Líquido del Lavado broncoalveolar en ratones

El presente protocolo proporciona una descripción paso a paso detallado de los procedimientos necesarios para ejecutar las mediciones de la mecánica del sistema respiratorio, así como la evaluación de las vías respiratorias de respuesta a la metacolina inhalada en ratones utilizando la técnica de oscilación forzada (flexiVent; SCIREQ Inc, Montreal, Qc , Canadá).

Evaluación de la mecánica del sistema respiratorio en ratones utilizando la técnica de oscilación forzada

La pérdida del reflejo de enderezamiento ha servido durante mucho tiempo como un sustituto de comportamiento estándar para la pérdida del conocimiento, también llamada la hipnosis, en animales de laboratorio. Las alteraciones en la sensibilidad anestésico volátil causadas por las intervenciones farmacológicas pueden ser detectados con un sistema de evaluación de alto rendimiento cuidadosamente controlado, que puede adaptarse para la entrega de cualquier terapéutica inhalada.

La evaluación de cambios en la volátil Anestésico general La sensibilidad de los ratones después de la intervención farmacológica local o sistémica

Ex-Vivo perfusión pulmonar (EVLP) ha permitido el trasplante de pulmón en los seres humanos para ser más fácilmente disponible, permitiendo la capacidad de evaluar los órganos y ampliar el grupo de donantes. Aquí se describe el desarrollo de un programa EVLP rata y mejoras que permitan un modelo reproducible para una futura expansión.

Método de aislados<em&gt; Ex Vivo</em&gt; Perfusión pulmonar en un modelo de rata: Lecciones Aprendidas de Desarrollo de un Programa EVLP Rata

Este manuscrito describe un protocolo detallado para la recogida de los datos de presión-volumen del ratón.

La medición de volumen de bucles de presión en el ratón

Aquí, presentamos un protocolo para administrar gas anestésico de manera más segura y eficiente a ratones utilizando un sistema de anestesia digital de bajo flujo que utiliza un vaporizador de inyección directa accionado por jeringa.

El uso de un sistema de bajo flujo Anestesia digital para ratones y ratas

Describimos un modelo de síndrome de dificultad respiratoria aguda (SDRA) inducido por ácido clorhídrico en lechones que reciben sedación con agentes halogenados, isoflurano y sevoflurano, a través de un dispositivo utilizado para la sedación de cuidados intensivos inhalados. Este modelo se puede utilizar para investigar los mecanismos biológicos de los agentes halogenados en la lesión y reparación pulmonar.

Entrega de agente halogenado en modelo porcino de síndrome de dificultad respiratoria aguda a través de un dispositivo tipo unidad de cuidados intensivos

El objetivo es desarrollar un nuevo modelo de perfusión pulmonar ex vivo (EVLP) en ratas que pueda mantener una función pulmonar constante durante 4 h durante todo el EVLP y proporcionar a la industria detalles de implementación que ofrecerán un método robusto para aplicar EVLP a modelos de roedores.

Establecimiento de un nuevo sistema de perfusión pulmonar ex vivo para pulmones de rata después de la muerte circulatoria

La configuración propuesta permite la ventilación mecánica controlada y la resonancia magnética del movimiento del tórax en 3D en ratones y ratas. Hemos utilizado esta configuración para estudiar la fisiopatología subyacente a la disfunción de los músculos respiratorios inducida por la ventilación mecánica.

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Este estudio propone un enfoque de extubación estructurado adaptado a modelos de ventilación mecánica (VM) en ratas. El enfoque facilita una transición suave de la VM a la respiración espontánea, al tiempo que minimiza las complicaciones relacionadas con la extubación. La estandarización del destete, el manejo de las vías respiratorias y la atención posterior a la extubación mejora la confiabilidad y la reproducibilidad de los estudios experimentales.

Un enfoque estructurado para la extubación en ratas con ventilación mecánica

Aprende a administrar anestesia segura en roedores con un sistema integrado de bajo flujo que incluye ventilador y monitoreo fisiológico. Este protocolo optimiza espacio, reduce desperdicio de gas y mejora la seguridad del personal.

Uso de un vaporizador anestésico de bajo flujo integrado, ventilador y sistema de monitoreo fisiológico para roedores

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