Name: Un modelo de endotoxina reproducible orientado a la unidad de cuidados intensivos en ratas (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2021-02-20T15:00:00.000+00:00
Duration: 5 min 56 s
Description: Aprende a desarrollar un modelo reproducible de endotoxemia en ratas para investigación de sepsis en unidades de cuidados intensivos. Este protocolo permite evaluar parámetros fisiológicos y moleculares de forma repetida, reduciendo el número de animales necesarios.

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Los autores desean agradecer a Beatrice Beck-Schimmer (MD) y Erik Schadde (MD) por su examen crítico y su valiosa contribución para este manuscrito.

Todos los experimentos presentados en este protocolo fueron aprobados por las Autoridades Veterinarias del Cantón de Zúrich, Suiza (números de aprobación 134/2014 y ZH088/19). Además, todos los pasos realizados en este experimento estuvieron de acuerdo con las Directrices sobre Experimentos con Animales de la Academia Suiza de Ciencias Mediales (SAMS) y las Directrices de la Federación de Asociaciones Europeas de Ciencia de Animales de Laboratorio (FELASA).
1. Inducción de anestesia y monitoreo de animales
<ol><li>Mantenga a las ratas Wistar macho con un peso de 250-300 gramos (g) en jaulas ventiladas en condiciones libres de patógenos. Proporcionar un ciclo de luz/oscuridad de 12-12 horas a una temperatura ambiente de 22 ± 1 °C, y acceso gratuito a alimentos y agua.</li>
	<li>Inducir anestesia general ya sea por inducción volátil con isoflurano (concentración de 3-5%) en una caja de inducción de anestesia durante 30 segundos (Figura 1A) o alternativamente, inducir anestesia con una inyección de una sola inyección de ketamina/xilazina (10/1 miligramo (mg) por 100 g de peso corporal).</li>
	<li>Transfiera al animal a un lugar de trabajo y colóquelo en una estera calefactora durante todo el experimento. Mantenga la temperatura corporal entre 36,5 y 37 °C.</li>
	<li>Use una nariz para proporcionar oxígeno (600 ml/minuto). Agregue isoflurano 2-3% si se eligió anestesia volátil para el mantenimiento de la anestesia. Asegúrese de que el animal esté respirando espontáneamente.</li>
	<li>Confirmar el nivel de anestesia por la ausencia del reflejo de pellizco del dedo del pie antes de la instalación de la traqueostomía y los catéteres arteriales y venosos.</li>
	<li>Verificar una oxigenación suficiente mediante el monitoreo de saturación periférica de oxígeno (saturación normal de oxígeno 98 - 100%).</li>
	<li>Use un ungüento (ungüento de vitamina A) para proteger los ojos.</li>
	<li>Prepare instrumentos quirúrgicos estériles y catéteres en una mesa auxiliar como se muestra en la Figura 1B.</li>
	<li>Además, prepare el monitoreo de presión y saturación de oxígeno como se muestra en la Figura 1C.</li>
</ol>2. Acceso intravenoso
<ol><li>Aplicar un torniquete en la cola proximal de la rata para facilitar el acceso venoso (Figura 2A).</li>
	<li>Desinfectar la cola 3 veces con alcohol.</li>
	<li>Inducir un catéter intravenoso G26 en una de las dos venas laterales de la cola. NOTA: Desde nuestra experiencia es más fácil colocar el acceso intravenoso en la parte distal de la cola de la rata, porque la vena aquí se encuentra más cerca de la piel. Además, en caso de una canulación fallida, hay suficiente espacio para moverse proximalmente.</li>
	<li>Evite estrictamente la inyección de aire.</li>
	<li>Desatar el torniquete después de colocar el catéter intravenoso.</li>
	<li>Fije el catéter intravenoso en su lugar con cinta adhesiva (Figura 2B).</li>
	<li>Conecte las bombas de jeringa al acceso intravenoso para la aplicación continua de líquidos y medicamentos.</li>
	<li>Use llaves de paso de 3 vías para el líquido en bolo, la aplicación de medicamentos y la toma de muestras de sangre venosa.</li>
</ol>3. Traqueostomía
<ol><li>Afeitar el área anterior del cuello del animal.</li>
	<li>Desinfecte la piel afeitada 3 veces con solución de providone-yodo.</li>
	<li>Realice una incisión longitudinal de alrededor de 2 cm con un bisturí (con una cuchilla número 10).</li>
	<li>Retraiga la piel con 2-0 suturas de seda.</li>
	<li>Preparar sin rodeos la laringe y la tráquea con tijeras quirúrgicas (Figura 3A).</li>
	<li>Asegúrese de abrir la tráquea con micro tijeras quirúrgicas en el 3-5º cierre traqueal.</li>
	<li>Inserte una cánula traqueal estéril en la tráquea. Tenga cuidado, no inserte la cánula demasiado profundamente para evitar la ventilación unilateral.</li>
	<li>Fije la cánula en su lugar con una sutura de seda 2-0.</li>
	<li>Conecte la cánula a un ventilador para ventilación por presión o volumen controlado (Figura 3B).</li>
</ol>4. Acceso arterial
<ol><li>Desinfecte la cola de la rata 3 veces con solución de povidona yodada.</li>
	<li>Cortar la piel con un bisturí (con una cuchilla número 10) alrededor de 1 cm longitudinalmente en el lado ventral.</li>
	<li>Tenga cuidado, no corte demasiado profundamente para evitar una lesión de la arteria de la cola.</li>
	<li>Use un microscopio quirúrgico para exponer la arteria con cuidado. Corte la fascia que rodea la arteria con micro tijeras quirúrgicas.</li>
	<li>Ligar la parte distal de la arteria usando una sutura de seda 6-0.</li>
	<li>Prepare una sutura de seda proximal 6-0, pero no apriete la seda (Figura 4A).</li>
	<li>Introduzca un catéter G-26 en la arteria entre la sutura de seda distal y proximal.</li>
	<li>Una vez que el catéter esté en la arteria, apriete la sutura de seda proximal y fije el catéter en su lugar (Figura 4B).</li>
	<li>Conecte el catéter a un transductor de presión para proporcionar una medición continua de la presión arterial (presión arterial media normal: 60 - 100 mmHg) (Figura 4C).</li>
	<li>Además, coloque una llave de paso de 3 vías entre el catéter conectado al transductor de presión y el catéter G-26 para la toma de muestras de sangre arterial.</li>
</ol>5. Medición basal, inducción de sepsis y mediciones de seguimiento
<ol><li>Después de que el animal alcanzó un estado estacionario, inyecte el LPS.</li>
	<li>Recolectar muestras de sangre cuando se alcanza un estado estacionario (generalmente después de 15-30 minutos).</li>
	<li>Reemplace la pérdida de líquido de las muestras de sangre por la solución de Ringer en una proporción de 1: 4.</li>
	<li>Para inducir sepsis, inyecte el LPS como un bolo o como una aplicación continua de LPS.</li>
	<li>Para la aplicación en bolo, inyecte 1 mg de LPS/kilogramo de peso corporal (kg) disuelto en solución salina tamponada con fosfato (PBS) a una concentración de 1 mg/ml.</li>
	<li>Para una aplicación continua, inyecte 300 μg de LPS/kg/hora durante todo el experimento utilizando una bomba de jeringa (solución madre de LPS: 1 mg/ml en PBS).</li>
	<li>Evite la inyección de aire en todo momento para evitar la embolia aérea.</li>
	<li>Definir protocolos de reemplazo de líquidos, protocolos de aplicación de vasoconstrictores y criterios de aborto (por ejemplo, hipotensión definida como una presión arterial media por debajo de 50 mmHg durante más de 30 minutos a pesar del reemplazo de líquidos) antes de configurar el experimento. NOTA: Sugerimos una infusión continua de la solución de Ringer a una velocidad de 10 ml/kg/hora.</li>
	<li>Reste cualquier administración continua de fluidos (por ejemplo, para la aplicación continua de LPS) de la cantidad infundida para que los resultados sean comparables con los de los grupos de control. NOTA: Al final del experimento, y antes de extraer cualquier órgano como el hígado, el riñón o el bazo para análisis adicionales, como el examen histológico o bioquímico, los animales pueden ser sacrificados mediante una incisión de la vena cava inferior. El método recomendado de eutanasia es llevar a los animales a un plano quirúrgico de anestesia antes de la incisión de la vena cava inferior y la inyección de solución salina helada en el corazón izquierdo, especialmente si se van a evaluar marcadores inflamatorios en los órganos. Asegúrese de cumplir con los requisitos legales y las pautas locales. Para verificar la insuficiencia orgánica relacionada con la sepsis, se puede analizar el marcador pro-apoptosis como la caspasa-3, así como la α1-microglobulina para verificar el daño tubular en los riñones. El análisis específico de órganos de marcadores como CINC-1, MCP-1 e IL-6 también puede proporcionar información sobre la respuesta inflamatoria específica del órgano.</li>
</ol>

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<li>Balls, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+principles+of+humane+experimental+technique%3A+timeless+insights+and+unheeded+warnings%5BTitle%5D)+AND+%22Altex-Alternatives+to+Animal+Experimentation%22%5BJournal%5D)">The principles of humane experimental technique: timeless insights and unheeded warnings.</a> Altex-Alternatives to Animal Experimentation. 27 (2), 144-148 (2010).</li>
</ol>

Los autores no tienen conflictos de intereses con respecto al estudio presentado. Martin Schläpfer ha presentado una patente para mitigar los efectos negativos de la cirugía y/o la anestesia en pacientes que utilizan gases medicinales, en particular oxígeno (O2) y dióxido de carbono (CO2). Ha recibido becas de investigación sin restricciones de Sedana Medical, Suecia, y de Roche, Suiza, no relacionadas con este trabajo.

El protocolo descrito aquí permite un modelo de sepsis altamente reproducible, pero fácil de aprender, que se puede adaptar de acuerdo con la pregunta de investigación. Los datos esenciales in vivo que se refieren a la función de los órganos, como la frecuencia cardíaca, la presión arterial y la saturación de oxígeno arterial periférica, se pueden recopilar continuamente, y el muestreo de sangre se puede realizar repetidamente a lo largo del experimento. Además, se pueden instalar modificaciones con respecto a los protoc...

La sepsis y su forma más grave, el shock séptico, son síndromes en el terreno de una infección, lo que resulta en una reacción inflamatoria excesiva con la liberación de citoquinas, lo que lleva a cambios fisiológicos y bioquímicos con una defensa inmune suprimida y resultados fatales 1,2. Esta reacción inflamatoria desequilibrada resulta en disfunción orgánica e insuficiencia orgánica en varios órganos vitales como el pulmón, el riñón y el hígado. Con un 37%3, la sepsis es una de las razones más comunes para que un paciente sea ingresado en una unidad de cuidados intensivos (UCI). La mortalidad por sepsis oscila actualmente en torno al 20-30%4. El tratamiento antibiótico temprano y eficaz es de suma importancia5. La reanimación con líquidos y vasopresores debe instalarse temprano, aparte de eso, el tratamiento es puramente de apoyo6.
La sepsis se define como una infección comprobada o sospechada con bacterias, hongos, virus o parásitos, que se acompaña de disfunción orgánica. Los criterios de shock séptico se cumplen cuando un colapso cardiovascular adicional no responde solo al tratamiento con líquidos, y un nivel de lactato de más de 2 milimoles / litro está presente2. La insuficiencia orgánica relacionada con la sepsis puede ocurrir en cualquier órgano, pero es muy común en el sistema cardiovascular, el cerebro, el riñón, el hígado y el pulmón. La mayoría de los pacientes que sufren de sepsis requieren intubación endotraqueal para asegurar las vías respiratorias del paciente, para protegerse de la aspiración y para aplicar ventilación espiratoria final positiva con una alta fracción de oxígeno inspirado para prevenir o superar la hipoxia. Para tolerar un tubo traqueal y ventilación mecánica, los pacientes generalmente requieren sedación.
Las endotoxinas, como los lipopolisacáridos (LPS) como componente de la membrana de las bacterias gramnegativas inducen una fuerte reacción inflamatoria a través del receptor tipo toll (TLR) 47. La activación de una vía definida asegura una reacción inflamatoria estable. Las citoquinas como la proteína quimioatrayente de neutrófilos inducida por citoquinas 1 (CINC-1), la proteína quimioatrayente de monocitos 1 (MCP-1) y la interleucina 6 (IL-6) se conocen como factores pronósticos de gravedad y resultado en este modelo8. La aplicación intravenosa de LPS se ha utilizado con éxito para estudiar diversos aspectos de la sepsis en ratas 8,9.
El tratamiento de la sepsis sigue siendo un desafío, particularmente debido a la falta de modelos animales predictivos. Si la endotoxemia con activación de la inflamación sistémica es un modelo adecuado para el desarrollo de terapias farmacológicas es discutible. Sin embargo, con la conocida vía TLR 4 inducida por LPS se puede obtener un conocimiento importante.

<table><tbody><tr><td>2-0 suturas de seda</td><td>Ethicon, Sommerville, NJ</td><td>K833</td><td></td></tr><tr><td>Catéter quirúrgico estándar 26 intravenoso</td><td>Becton Dickinson, Franklin Lakes, NJ</td><td>391349 Equipo</td> de <td>anestesia</td></tr><tr><td>estándar 6-0 LOOK seda trenzada negra</td><td>Surgical Specalities Corporation, Wyomissing, PA</td><td>SP114</td><td>Bomba de</td></tr><tr><td>jeringa quirúrgica estándar Alaris</td><td>Bencton Dickinson</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Betadine</td><td>Mundipharma, Basilea, Suiza</td><td>7.68034E+12</td><td>Número GTIN</td></tr><tr><td>Micropinzas curvadas de punta fina</td><td>Instrumentos de precisión del mundo (WPI), Sarasota, FL</td><td>504513</td><td>Facilita la preparación vascular</td></tr><tr><td>Micropinzas de punta fina Instrumentos</td><td>de precisión del mundo (WPI), Sarasota, FL</td><td>501976</td><td>Las puntas deben pulirse con regularidad</td></tr><tr><td>Monitoreo de anestesia Infinity Delta XL</td><td>Draeger, L&uuml; beck, Alemania</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Isoflurano, frascos de 250 mL</td><td>Attane, Piramal, Mumbai, India</td><td>LDNI 22098</td><td>Equipo veterinario estándar</td></tr><tr><td>Ketamina (Ketalar)</td><td>Pfitzer, Nueva York, NY</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Lilipopolisacárido (LPS) de Escherichia coli, serotipo 055:B5</td><td>Sigma, Buchs, Suiza</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Q-tips pequeños</td><td>Carl Roth GmbH, Karlsruhe, Alemania</td><td>EH11.1</td><td></td></tr><tr><td>Ringerfundin</td> quirúrgico estándar <td>Bbraun, Melsungen, Alemania</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Tec-3 Vaporizador de isofluorano</td><td>Ohmeda, GE-Healthcare, Chicago, IL</td><td>ya no está disponible</td><td>Equipamiento veterinario estándar</td></tr><tr><td>Xilacina (Xylazin Streuli)</td><td>Streuli AG, Uznach, Suiza</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

un modelo de endotoxina reproducible orientado a la unidad de cuidados intensivos en ratas

A Reproducible Intensive Care Unit-Oriented Endotoxin Model in Rats

La sepsis y el shock séptico siguen siendo la principal causa de muerte en las unidades de cuidados intensivos. A pesar de las mejoras significativas en el manejo de la sepsis, la mortalidad todavía oscila entre el 20 y el 30%. Se necesitan urgentemente nuevos enfoques de tratamiento para reducir la insuficiencia multiorgánica relacionada con la sepsis y la muerte. Los modelos animales robustos permiten uno o múltiples enfoques de tratamiento, así como probar su efecto sobre los parámetros fisiológicos y moleculares. En este artículo, se presenta un modelo animal simple.
En primer lugar, la anestesia general se induce en animales, ya sea con el uso de anestesia volátil o intraperitoneal. Después de la colocación de un catéter intravenoso (vena de la cola), la traqueostomía y la inserción de un catéter intraarterial (arteria de la cola), se inicia la ventilación mecánica. Se registran los valores basales de la presión arterial media, la saturación de oxígeno en sangre arterial y la frecuencia cardíaca.
La inyección de lipopolisacáridos (1 miligramo/kilogramo de peso corporal) disueltos en solución salina tamponada con fosfato induce una respuesta inflamatoria fuerte y reproducible a través del receptor tipo toll 4. Las correcciones de líquidos, así como la aplicación de norepinefrina se realizan en base a protocolos bien establecidos.
El modelo animal presentado en este artículo es fácil de aprender y está fuertemente orientado hacia el tratamiento clínico de la sepsis en una unidad de cuidados intensivos con sedación, ventilación mecánica, monitoreo continuo de la presión arterial y muestreo de sangre repetitivo. Además, el modelo es confiable, lo que permite datos reproducibles con un número limitado de animales de acuerdo con los principios 3R (reducir, reemplazar, refinar) de la investigación con animales. Si bien los experimentos con animales en la investigación de la sepsis no se pueden reemplazar fácilmente, las mediciones repetitivas permiten una reducción de los animales y mantener a los animales sépticos anestesiados disminuye el sufrimiento.

El sistema presentado permite la endotoxemia con animales hemodinámicamente estables como se informó anteriormente9. Mientras que la presión arterial media se mantiene estable en animales con y sin estimulación lpS LPS los animales tratados desarrollan características de sepsis como un exceso de base negativa y una fuerte reacción inflamatoria medida por citoquinas plasmáticas (6 horas después de la aplicación) como CINC-1 (867 ng / mL), MCP-1 (5027 ng / mL) e IL-6 (867 ng / mL)8...

Aquí, presentamos un modelo de endotoxina reproducible orientado a la unidad de cuidados intensivos en ratas.

Un modelo de endotoxina reproducible orientado a la unidad de cuidados intensivos en ratas

Sepsis and septic shock remain the leading cause of death in intensive care units. Despite significant improvements in sepsis management, mortality still ...

Este protocolo es un modelo robusto y reproducible de endotoxemia en el que los parámetros fisiológicos y moleculares pueden ser evaluados repetidamente. Este enfoque puede ayudar a responder preguntas en la investigación de la sepsis. Si bien nuestro modelo no reemplaza los experimentos con animales, refina los modelos de sepsis a través de la sedación continua y reduce el número de animales a través de muestreos repetidos.Los principiantes pueden tener dificultades con la inserción de catéteres arteriales y venosos, pero solo se requiere una capacitación limitada para dominar estas técnicas. La visualización de toda la configuración experimental facilita a los investigadores configurar, o adaptar, sus modelos para imitar más de cerca una situación en la UCI. Comience transfiriendo el animal anestesiado a una estera calefactora.Manteniendo la temperatura corporal entre 36,5 y 37 grados centígrados. Asegúrese de que el animal esté respirando espontáneamente proporcionando oxígeno con un cono nasal. Confirmar el nivel de anestesia por la ausencia del reflejo de pellizco del dedo del pie antes de la instalación de la traqueostomía y los catéteres arteriales y venosos.Use un ungüento para proteger los ojos. Prepare instrumentos quirúrgicos estériles y catéteres junto con el monitoreo de la presión y la saturación de oxígeno para una oxigenación suficiente. Aplique un torniquete en la cola proximal de la rata para facilitar el acceso venoso y desinfecte la cola tres veces con alcohol.Introduzca un catéter intravenoso de calibre 26 en una de las dos venas laterales de la cola evitando la inyección de aire. Desatara el torniquete después de colocar el catéter intravenoso y fije el catéter intravenoso en su lugar con cinta adhesiva. Conecte las bombas de jeringa con llaves de paso de tres vías al acceso intravenoso para la aplicación continua de líquidos y medicamentos.Comience la traqueostomía afeitando el área anterior del cuello del animal y luego desinfecte la piel afeitada tres veces con solución de povidona yodada. Realice una incisión longitudinal de dos centímetros utilizando una hoja de bisturí número 10. Retraiga la piel con 2-0 suturas de seda.Luego preparó sin rodeos la laringe y la tráquea para abrirla con tijeras quirúrgicas. Inserte una cánula traqueal estéril en la tráquea, teniendo cuidado de no penetrar demasiado profundamente para evitar la ventilación unilateral. Fije la cánula en su lugar usando una sutura de seda 2-O y luego conecte la cánula a un ventilador para ventilación por presión o volumen controlado.Defina los protocolos de reemplazo de líquidos, los protocolos de aplicación del vasoconstrictor y los criterios de aborto antes de configurar el experimento. Desinfecte la cola de la rata tres veces con solución de povidona yodada y luego corte el círculo de la piel un centímetro longitudinalmente en el lado ventral con un bisturí, teniendo cuidado de no cortar demasiado profundamente para evitar una lesión de la arteria de la cola. Use un microscopio quirúrgico para exponer la arteria con cuidado.Corte la fascia que rodea la arteria con micro tijeras quirúrgicas. Luego ligar la parte distal de la arteria realizando sutura de seda proximal 6-0, pero no apriete la seda. Introduzca un catéter de calibre 26 en la arteria entre la sutura de seda distal y proximal, y luego apriete la sutura de seda proximal para fijar el catéter en su lugar.Conecte el catéter a un transductor de presión para proporcionar una medición continua de la presión arterial. Además, coloque una llave de paso de tres vías entre el catéter conectado al transductor de presión y el catéter de calibre 26 para la toma de muestras de sangre arterial. Después de que el animal ha alcanzado un estado estacionario, indujo sepsis inyectando LPS y recolectando muestras de sangre.Reemplace la pérdida de líquido de las muestras de sangre por la solución de Ringer en una proporción de uno a cuatro, evitando la inyección de aire en todo momento para evitar la embolia de aire. La presión arterial media se mantiene estable en animales con y sin estimulación lps. Los animales tratados con LPS desarrollan características de sepsis, como el exceso de base negativa.Los animales tratados con LPS también desarrollaron una fuerte reacción inflamatoria, que fue medida por citoquinas plasmáticas, como la proteína quimioatrayente-1, la proteína quimioatrayente de monocitos-1 y la interleucina-6. Al intentar este protocolo, recuerde predefinir los regímenes de líquidos y vasopresores, así como definir los criterios de terminación para obtener datos de investigación sólidos y reproducibles. Este protocolo se puede adaptar a otros modelos de sepsis.Por lo tanto, una pregunta de investigación se responde con el enfoque más adecuado y de acuerdo con los principios de reducir, refinar, reemplazar el bienestar animal.

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Modelo experimental de endocarditis Resistente a la Meticilina<em&gt; Staphylococcus aureus</em&gt; (SARM) en la rata

Aquí, se describe un procedimiento para el establecimiento de la infección sistémica en la rata neonatal con cultivos de Escherichia coli K1. Este procedimiento no invasivo permite la colonización del tracto gastrointestinal, la translocación del patógeno a la circulación sistémica, y la invasión del sistema nervioso central en el plexo coroideo.

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La encefalopatía del prematuro abarca las anomalías del sistema nervioso central asociadas con las lesiones del parto prematuro. Este informe describe un modelo de rata clínicamente relevante de hipoxia-isquemia sistémica transitoria en el útero y administración de lipopolisacáridos intraamnióticos (LPS) que imita la corioamnionitis, y el impacto relacionado de los estímulos infecciosos y la subperfusión placentaria en el desarrollo del SNC.

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La administración intravenosa de endotoxinas provoca de forma fiable alteraciones fisiológicas e inmunológicas dependientes de la dosis consistentes con varios estados patológicos. Este enfoque reduccionista permite la investigación, el modelado y la modificación experimental de la inflamación sistémica y sus efectos posteriores en el hombre.

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Se describe un método para establecer infecciones pulmonares en roedores inmunocompetentes. Con habilidad, este método se puede realizar rápida y fácilmente para inducir una infección estable con muchos aislados de S. pneumoniae, H. influenzae, P. aeruginosa, K. pneumoniae y A. baumannii.

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Este protocolo describe un modelo de ratón con cateterismo central de enfermedad crítica prolongada. Combinamos el método de ligadura cecal y punción para inducir sepsis con el uso de una vía venosa central para la administración de líquidos, fármacos y nutrientes para imitar el entorno clínico humano.

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Este protocolo describe el desarrollo de un modelo de lechón neonatal de lesión pulmonar aguda que modela los eventos patogénicos tempranos que ocurren en el pulmón prematuro, incluida la cantidad de surfactante subadecuada, hiperoxia, ventilación a alta presión e inflamación, para facilitar la comprensión de los desencadenantes moleculares de la displasia broncopulmonar y mejorar la traducción terapéutica.

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En este estudio, se ha demostrado que una técnica no invasiva de instillación endotraqueal desarrolla AL en ratas utilizando un laringoscopio básico para asegurar una entrega precisa de LPS a los pulmones. El LPS se administra mediante un tubo endotraqueal mediante un laringoscopio. La magnitud de la lesión pulmonar se evalúa en varios momentos.

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Aprende a desarrollar un modelo reproducible de endotoxemia en ratas para investigación de sepsis en unidades de cuidados intensivos. Este protocolo permite evaluar parámetros fisiológicos y moleculares de forma repetida, reduciendo el número de animales necesarios.

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