Name: Análisis Del Vasospasmo Cerebral En Un Modelo Murino De Hemorragia Subaracnoidea Con Ultrasonido Dúplex Transcraneal De Alta Frecuencia (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2021-06-03T14:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 41 s
Description: Aprende a monitorizar el vasoespasmo cerebral en ratones tras hemorragia subaracnoidea mediante ecografía Dúplex transcraneal de alta frecuencia. Este método no invasivo permite evaluación longitudinal del flujo sanguíneo en arterias carótidas internas.

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Los autores desean agradecer a Stefan Kindel la preparación de las ilustraciones del vídeo. PW, MM y SHK recibieron el apoyo del Ministerio Federal alemán de Educación e Investigación (BMBF 01EO1503). El trabajo fue apoyado por una Gran Beca de Instrumentación de la Fundación Alemana de Investigación (DFG INST 371/47-1 FUGG). MM recibió el apoyo de una subvención de la Else Kröner-Fresenius-Stiftung (2020_EKEA.144).

Los experimentos con animales fueron aprobados por el comité responsable de cuidado de animales (Landesuntersuchungsamt Rheinland-Pfalz) y llevados a cabo de acuerdo con la Ley alemana de bienestar animal (TierSchG). Se siguieron todas las directrices internacionales, nacionales e institucionales aplicables para el cuidado y uso de animales. En este estudio, realizamos medidas de las velocidades del flujo de sangre de arterias intracraneales y extracraneales en ratones femeninos de C57BL/6N envejecidos 11-12 semanas con un peso corporal entre 19-21 g. Los ratones fueron sometidos a la inducción de SAH o a una cirugía simulada, que se ha descrito en detalle en otras partes10,12,13.
1. Preparación de materiales
<ol><li>Encienda la máquina de ultrasonido e ingrese la identificación del animal.</li>
	<li>Caliente la placa de calentamiento del sistema de ultrasonido a 37 °C. Asegúrese de que la sonda de temperatura rectal esté lista para su uso.</li>
	<li>Use un baño de agua para calentar el gel de ultrasonido a 37 °C. Prepare crema de depilación, crema de contacto para los electrodos y ungüento para los ojos.</li>
</ol>2. Anestesia
<ol><li>Induzca la anestesia poniendo el ratón en una cámara enrojecida con isoflurano al 4% y al 40%O2 durante 1 min. Proteja los ojos con ungüento para los ojos. Continuar sólo después de que se haya alcanzado una anestesia suficientemente profunda (ausencia de reacciones a los estímulos de dolor).</li>
	<li>Mantener la anestesia con isoflurano al 1,5% yO2 al 40% utilizando una máscara anestésica durante todo el procedimiento.</li>
</ol>3. Determinación de las velocidades del flujo sanguíneo de las arterias carótidas internas intracraneales con sonografía dúplex de alta frecuencia transcraneal
<ol><li>Coloque el ratón en posición decúbito prono en la placa de calentamiento del sistema de ultrasonido para mantener una temperatura corporal de 37 °C.</li>
	<li>Cubra las cuatro extremidades del animal con pasta conductora y fijarlas con cinta adhesiva en los electrodos de ECG incrustados en el tablero. Compruebe si los parámetros fisiológicos (ECG, señal de respiración) se muestran correctamente en la pantalla del sistema de imágenes (por ejemplo, Vevo3100). Si es necesario, ajuste el nivel de anestesia para obtener una frecuencia cardíaca objetivo de 400-500 latidos por minuto (lpm).</li>
	<li>Coloque lubricante en una sonda de temperatura rectal e insértela cuidadosamente para controlar la temperatura corporal. Utilice una lámpara de calentamiento adicional si es necesario.</li>
	<li>Antes del primer examen, retire el pelaje en el occipucio químicamente usando crema de depilación. Use un hisopo de algodón para extender y frotar la crema durante 2 minutos hasta que los pelos comiencen a caerse.<ol>
<li>Después de 2 min adicionales, retire la crema y los pelos con una espátula y desinfecte la piel con un antiséptico alcohólico de la piel. Recubrirlo con gel de ultrasonido calentado a 37 °C.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Utilice un transductor de matriz lineal de 38 MHz y una velocidad de fotogramas superior a 200 fotogramas/s para adquirir imágenes de ultrasonido y fijar la sonda en el brazo mecánico. Coloque el transductor en el occipucio inclinado hacia atrás por 30°.</li>
	<li>Utilice el modo Doppler Brillo(B) y el modo Doppler de onda de color (CW) para visualizar la arteria carótida interna intracraneal derecha y mueva el transductor con la unidad de control hacia atrás y hacia adelante, hasta que se encuentre el flujo máximo de las arterias.</li>
	<li>Para recopilar información anatómica, utilice el modo B tradicional y el modo CW-Doppler e inicie la adquisición haciendo clic en el botón Adquirir. <ol>
<li>Para registrar información sobre las características de flujo de los recipientes intracraneales, haga clic en el botón Doppler de onda de pulso (PW), coloque el volumen de la muestra en el centro del recipiente y adquiera un bucle de cine de más de 3 s.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Proceda idénticamente con el lado izquierdo.</li>
	<li>Proceda con las arterias carótidas extracraneales.</li>
</ol>4. Determinación de las velocidades del flujo sanguíneo de las arterias carótidas internas extracraneales con sonografía dúplex de alta frecuencia
<ol><li>Coloque el ratón en decúbito supino sobre la placa de calentamiento del sistema de ultrasonido para mantener una temperatura corporal de 37 °C.</li>
	<li>Cubra las cuatro extremidades del animal con pasta conductora y fijarlas con cinta adhesiva en los electrodos de ECG incrustados en el tablero. Compruebe de nuevo la visualización correcta de los parámetros fisiológicos en la pantalla.</li>
	<li>Antes del primer examen, retire el vello en la parte delantera del cuello químicamente mediante el uso de crema de depilación como se describió anteriormente. Cubra el cuello delantero con gel de ultrasonido calentado a 37 °C.</li>
	<li>Utilice un transductor de matriz lineal de 38 MHz y una velocidad de fotogramas superior a 200 fotogramas/s para adquirir imágenes de ultrasonido. Coloque el transductor paralelo al animal y ajuste la posición para obtener imágenes longitudinales de la arteria carótida derecha.</li>
	<li>Utilice el modo Doppler Brillo(B) y el modo Doppler De onda de color (CW) para visualizar la arteria carótida derecha. La imagen debe contener la arteria carótida común derecha (CCR), la arteria carótida interna derecha (RICA) y la arteria carótida externa derecha (RECA).</li>
	<li>Para recopilar información anatómica, utilice el modo B tradicional y el modo CW-Doppler e inicie la adquisición haciendo clic en el botón Adquirir. <ol>
<li>Para registrar la información sobre las características de flujo de la arteria carótida extracraneal, haga clic en el botón Doppler de onda de pulso (PW), coloque el volumen de la muestra en el centro del centro de la arteria carótida común, la arteria carótida interna y la arteria carótida externa y adquiera un bucle cine más largo que 3 s.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Proceda idénticamente con el lado izquierdo.</li>
	<li>Termine la anestesia y retire al animal de la placa de calentamiento. Devolver al animal a una jaula colocada en una incubadora calentada a 37 °C durante 1 hora para prevenir la hipotermia y comprobar la recuperación completa.</li>
</ol>5. Tratamiento de datos de ecografía
<ol><li>Utilice una estación de trabajo externa para el post-procesamiento de los datos de ultrasonido de alta frecuencia. Exporte las imágenes en modo B, modo CW-Doppler y modo PW-Doppler y bucles cine.</li>
	<li>Abra el estudio de ultrasonido exportado. Seleccione un animal y abra el bucle cine PW-Doppler de la arteria carótida intracraneal. En este protocolo típicamente se registran de 7 a 8 latidos del corazón y las curvas de velocidad de flujo correspondientes.</li>
	<li>Pausa el bucle de cine y haz clic en el botón Medición. Elija el Paquete Vascular y haga clic en RICA PSV para medir la presión sistólica máxima (PSV). Ahora haga clic a la izquierda en el pico de una curva de velocidad y tire de la línea recta a la línea cero. Determine la medición con un clic con el botón derecho del ratón.</li>
	<li>Ahora elija RICA EDV para medir la velocidad enddiastólica (EDV). Haga clic a la izquierda en la erupción mínima de la curva de velocidad al final de la diástole. Tire de la línea recta a la línea cero y determinar la medición mediante un clic con el botón derecho del ratón.</li>
	<li>Elija RICA VTI para medir la integral de tiempo de velocidad (VTI). Haga clic a la izquierda al principio de una curva de velocidad y siga la curva con el ratón hasta el final de la meseta diastólica. A continuación, haga clic a la derecha de nuevo para determinar la medición.</li>
	<li>Exporte los datos de las arterias carótidas internas intracerebrales utilizando el botón de informe. Pulse Exportar y guarde los datos como un archivo de informe VSI.</li>
	<li>Utilice el mismo enfoque para medir psv, EDV y VTI de las arterias carótidas internas extracraneales derechas y exportar los datos en consecuencia.</li>
	<li>Proceda idénticamente con el lado izquierdo.</li>
</ol>

<ol><li>Macdonald, R. L., Schweizer, T. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Spontaneous+subarachnoid+haemorrhage%5BTitle%5D)+AND+%22Lancet%22%5BJournal%5D)">Spontaneous subarachnoid haemorrhage.</a> Lancet. 389 (10069), 655-666 (2017).</li>
<li>Macdonald, R. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Delayed+neurological+deterioration+after+subarachnoid+haemorrhage%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Reviews+Neurology%22%5BJournal%5D)">Delayed neurological deterioration after subarachnoid haemorrhage.</a> Nature Reviews Neurology. 10 (1), 44-58 (2014).</li>
<li>Francoeur, C. L., Mayer, S. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Management+of+delayed+cerebral+ischemia+after+subarachnoid+hemorrhage%5BTitle%5D)+AND+%22Critical+Care%22%5BJournal%5D)">Management of delayed cerebral ischemia after subarachnoid hemorrhage.</a> Critical Care. 20 (1), 277(2016).</li>
<li>van Lieshout, J. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+introduction+to+the+pathophysiology+of+aneurysmal+subarachnoid+hemorrhage%5BTitle%5D)+AND+%22Neurosurgical+Review%22%5BJournal%5D)">An introduction to the pathophysiology of aneurysmal subarachnoid hemorrhage.</a> Neurosurgical Review. , (2017).</li>
<li>Altay, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+method+for+subarachnoid+hemorrhage+to+induce+vasospasm+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci+Methods%22%5BJournal%5D)">A novel method for subarachnoid hemorrhage to induce vasospasm in mice.</a> J Neurosci Methods. 183 (2), 136-140 (2009).</li>
<li>Momin, E. N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Controlled+delivery+of+nitric+oxide+inhibits+leukocyte+migration+and+prevents+vasospasm+in+haptoglobin+2-2+mice+after+subarachnoid+hemorrhage%5BTitle%5D)+AND+%22Neurosurgery%22%5BJournal%5D)">Controlled delivery of nitric oxide inhibits leukocyte migration and prevents vasospasm in haptoglobin 2-2 mice after subarachnoid hemorrhage.</a> Neurosurgery. 65 (5), 937-945 (2009).</li>
<li>Froehler, M. T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Vasospasm+after+subarachnoid+hemorrhage+in+haptoglobin+2-2+mice+can+be+prevented+with+a+glutathione+peroxidase+mimetic%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Clinical+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Vasospasm after subarachnoid hemorrhage in haptoglobin 2-2 mice can be prevented with a glutathione peroxidase mimetic.</a> Journal of Clinical Neuroscience. 17 (9), 1169-1172 (2010).</li>
<li>Provencio, J. J., Altay, T., Smithason, S., Moore, S. K., Ransohoff, R. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Depletion+of+Ly6G%2FC%28%2B%29+cells+ameliorates+delayed+cerebral+vasospasm+in+subarachnoid+hemorrhage%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neuroimmunology%22%5BJournal%5D)">Depletion of Ly6G/C(+) cells ameliorates delayed cerebral vasospasm in subarachnoid hemorrhage.</a> Journal of Neuroimmunology. 232 (1-2), 94-100 (2011).</li>
<li>Kamp, M. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evaluation+of+a+murine+single-blood-injection+SAH+model%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Evaluation of a murine single-blood-injection SAH model.</a> PLoS One. 9 (12), 114946(2014).</li>
<li>Luh, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Contractile+Apparatus+Is+Essential+for+the+Integrity+of+the+Blood-Brain+Barrier+After+Experimental+Subarachnoid+Hemorrhage%5BTitle%5D)+AND+%22Translational+Stroke+Research%22%5BJournal%5D)">The Contractile Apparatus Is Essential for the Integrity of the Blood-Brain Barrier After Experimental Subarachnoid Hemorrhage.</a> Translational Stroke Research. , (2018).</li>
<li>Neulen, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Volumetric+Method+for+Quantification+of+Cerebral+Vasospasm+in+a+Murine+Model+of+Subarachnoid+Hemorrhage%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">A Volumetric Method for Quantification of Cerebral Vasospasm in a Murine Model of Subarachnoid Hemorrhage.</a> Journal of Visualized Experiments. (137), (2018).</li>
<li>Neulen, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Large+Vessel+Vasospasm+Is+Not+Associated+with+Cerebral+Cortical+Hypoperfusion+in+a+Murine+Model+of+Subarachnoid+Hemorrhage%5BTitle%5D)+AND+%22Translational+Stroke+Research%22%5BJournal%5D)">Large Vessel Vasospasm Is Not Associated with Cerebral Cortical Hypoperfusion in a Murine Model of Subarachnoid Hemorrhage.</a> Translational Stroke Research. , (2018).</li>
<li>Neulen, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neutrophils+mediate+early+cerebral+cortical+hypoperfusion+in+a+murine+model+of+subarachnoid+haemorrhage%5BTitle%5D)+AND+%22Scientific+Reports%22%5BJournal%5D)">Neutrophils mediate early cerebral cortical hypoperfusion in a murine model of subarachnoid haemorrhage.</a> Scientific Reports. 9 (1), 8460(2019).</li>
<li>Neulen, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Volumetric+analysis+of+intracranial+vessels%3A+a+novel+tool+for+evaluation+of+cerebral+vasospasm%5BTitle%5D)+AND+%22Int+J+Comput+Assist+Radiol+Surg%22%5BJournal%5D)">Volumetric analysis of intracranial vessels: a novel tool for evaluation of cerebral vasospasm.</a> Int J Comput Assist Radiol Surg. 14 (1), 157-167 (2019).</li>
<li>Washington, C. W., Zipfel, G. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Participants+in+the+International+Multi-disciplinary+Consensus+Conference+on+the+Critical+Care+Management+of+Subarachnoid%2C+H.+Detection+and+monitoring+of+vasospasm+and+delayed+cerebral+ischemia%3A+a+review+and+assessment+of+the+literature%5BTitle%5D)+AND+%22NeuroCritical+Care%22%5BJournal%5D)">Participants in the International Multi-disciplinary Consensus Conference on the Critical Care Management of Subarachnoid, H. Detection and monitoring of vasospasm and delayed cerebral ischemia: a review and assessment of the literature.</a> NeuroCritical Care. 15 (2), 312-317 (2011).</li>
<li>Greke, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Image-guided+transcranial+Doppler+sonography+for+monitoring+of+defined+segments+of+intracranial+arteries%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neurosurgical+Anesthesiology%22%5BJournal%5D)">Image-guided transcranial Doppler sonography for monitoring of defined segments of intracranial arteries.</a> Journal of Neurosurgical Anesthesiology. 25 (1), 55-61 (2013).</li>
<li>Neulen, A., Prokesch, E., Stein, M., Konig, J., Giese, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Image-guided+transcranial+Doppler+sonography+for+monitoring+of+vasospasm+after+subarachnoid+hemorrhage%5BTitle%5D)+AND+%22Clinical+Neurology+and+Neurosurgery%22%5BJournal%5D)">Image-guided transcranial Doppler sonography for monitoring of vasospasm after subarachnoid hemorrhage.</a> Clinical Neurology and Neurosurgery. 145, 14-18 (2016).</li>
<li>Neulen, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Image-Guided+Transcranial+Doppler+Ultrasound+for+Monitoring+Posthemorrhagic+Vasospasms+of+Infratentorial+Arteries%3A+A+Feasibility+Study%5BTitle%5D)+AND+%22World+Neurosurgery%22%5BJournal%5D)">Image-Guided Transcranial Doppler Ultrasound for Monitoring Posthemorrhagic Vasospasms of Infratentorial Arteries: A Feasibility Study.</a> World Neurosurgery. 134, 284-291 (2020).</li>
<li>Neulen, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Correlation+of+cardiac+function+and+cerebral+perfusion+in+a+murine+model+of+subarachnoid+hemorrhage%5BTitle%5D)+AND+%22Scientific+Reports%22%5BJournal%5D)">Correlation of cardiac function and cerebral perfusion in a murine model of subarachnoid hemorrhage.</a> Scientific Reports. 11 (1), 3317(2021).</li>
<li>Neulen, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+segmentation-based+volumetric+approach+to+localize+and+quantify+cerebral+vasospasm+based+on+tomographic+imaging+data%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">A segmentation-based volumetric approach to localize and quantify cerebral vasospasm based on tomographic imaging data.</a> PLoS One. 12 (2), 0172010(2017).</li>
<li>Marbacher, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Systematic+Review+of+In+Vivo+Animal+Models+of+Subarachnoid+Hemorrhage%3A+Species%2C+Standard+Parameters%2C+and+Outcomes%5BTitle%5D)+AND+%22Translational+Stroke+Research%22%5BJournal%5D)">Systematic Review of In Vivo Animal Models of Subarachnoid Hemorrhage: Species, Standard Parameters, and Outcomes.</a> Translational Stroke Research. , (2018).</li>
<li>Figueiredo, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+of+digital+subtraction+angiography%2C+micro-computed+tomography+angiography+and+magnetic+resonance+angiography+in+the+assessment+of+the+cerebrovascular+system+in+live+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Clinical+Neuroradiology%22%5BJournal%5D)">Comparison of digital subtraction angiography, micro-computed tomography angiography and magnetic resonance angiography in the assessment of the cerebrovascular system in live mice.</a> Clinical Neuroradiology. 22 (1), 21-28 (2012).</li>
<li>Lindegaard, K. F., Nornes, H., Bakke, S. J., Sorteberg, W., Nakstad, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cerebral+vasospasm+diagnosis+by+means+of+angiography+and+blood+velocity+measurements%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+Neurochirurgica%22%5BJournal%5D)">Cerebral vasospasm diagnosis by means of angiography and blood velocity measurements.</a> Acta Neurochirurgica. 100 (1-2), 12-24 (1989).</li>
<li>Cassia, G. S., Faingold, R., Bernard, C., Sant'Anna, G. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neonatal+hypoxic-ischemic+injury%3A+sonography+and+dynamic+color+Doppler+sonography+perfusion+of+the+brain+and+abdomen+with+pathologic+correlation%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Roentgenology%22%5BJournal%5D)">Neonatal hypoxic-ischemic injury: sonography and dynamic color Doppler sonography perfusion of the brain and abdomen with pathologic correlation.</a> American Journal of Roentgenology. 199 (6), 743-752 (2012).</li>
<li>Shen, Q., Stuart, J., Venkatesh, B., Wallace, J., Lipman, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Inter+observer+variability+of+the+transcranial+Doppler+ultrasound+technique%3A+impact+of+lack+of+practice+on+the+accuracy+of+measurement%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Clinical+Monitoring+and+Computing%22%5BJournal%5D)">Inter observer variability of the transcranial Doppler ultrasound technique: impact of lack of practice on the accuracy of measurement.</a> Journal of Clinical Monitoring and Computing. 15 (3-4), 179-184 (1999).</li>
</ol>

Los autores declaran que no hay intereses contrapuestos.

Al mejor de nuestro conocimiento, este estudio es el primer para presentar un protocolo para la supervisión del vasospasm cerebral en un modelo murine de SAH con ultrasonido a dos caras color-codificado transcranial de alta frecuencia. Mostramos que este método puede medir un aumento en las velocidades intracraneales del flujo sanguíneo después de la inducción de SAH en ratones. En medicina humana este fenómeno es bien conocido3,15. Varios estudios clínicos han m...

La hemorragia subaracoidea espontánea (HAS) es una forma de accidente cerebrovascular hemorrágico causado principalmente por la ruptura de un aneurisma intracraneal1. El desenlace neurológico está influenciado principalmente por dos factores: la lesión cerebral precoz (EBI), causada por los efectos del sangrado y la isquemia cerebral global transitoria asociada, y la isquemia cerebral retardada (DCI), que ocurre durante las semanas posteriores al sangrado2,3. DCI fue divulgado para afectar al hasta 30% de pacientes de SAH2. La fisiopatología del DCI implica vasoespasmo cerebral angiográfico, una microcirculación perturbada causada por microvasospasmos y microtrombosis, depresiones de diseminación cortical y efectos desencadenados por la inflamación4. Desafortunadamente, la fisiopatología exacta sigue siendo confusa y no hay tratamiento disponible que prevenga con eficacia DCI3. Por lo tanto, DCI se investiga en muchos estudios clínicos y experimentales.
Hoy en día, la mayoría de los estudios experimentales sobre SAH utilizan modelos de animales pequeños, especialmente en ratones5,6,7,8,9,10,11,12,13. En tales estudios, el vasospasmo cerebral se investiga con frecuencia como punto final. Es común determinar el grado de vasoespasmo ex vivo. Esto es porque los métodos no invasores para la examinación in vivo del vasospasm cerebral que requiere tiempo corto de la anestesia e imponiendo solamente poca señal de socorro en los animales están careciendo. Sin embargo, la examinación del vasospasm cerebral in vivo sería ventajosa. Esto es porque permitiría estudios longitudinales in vivo en vasospasm en ratones (es decir, proyección de imagen del vasospasm cerebral en diversos puntos del tiempo durante los días después de la inducción de SAH). Esto mejoraría la comparabilidad de los datos adquiridos en diferentes momentos. Además, el uso de un diseño de estudio longitudinal es una estrategia para reducir el número de animales.
Aquí se demuestra el uso de ultrasonido transcraneal de alta frecuencia para determinar el flujo sanguíneo en las arterias cerebrales en ratones. Mostramos que, similar a la sonografía transcraneal de Doppler (TCD) o a la sonografía dúplex codificada por colores transcraneales (TCCD) en la práctica clínica14,15,16,17,18,este método se puede utilizar para monitorear el vasoespasmo cerebral midiendo las velocidades del flujo sanguíneo de las arterias intracraneales después de la inducción de SAH en el modelo murino.

<table><tbody><tr><td>Crema depilatoria Balea</td><td>Balea; Alemania</td><td>ASIN B0759XM39V</td><td>crema depilatoria</td></tr><tr><td>C57BL/6N ratones</td><td>Janvier; Saint-Berthevin Cedex, Francia</td><td>n.a.mice</td><td></td></tr> <tr><td>Corneregel</td><td>Bausch& Lomb; Rochester, NY, EE. UU</td>. <td>REF</td> 81552983 <td>ungüento para los ojos,</td></tr><tr><td>bastoncillos de algodón</td> lubricante <td>Hecht Assistent; Sondenheim vor der R&ouml; hn, Alemania</td><td>REF 44302010</td><td>bastoncillos de algodón</td></tr><tr><td>Ecco-XS navaja de afeitar</td><td>Tondeo; Soligen, Alemania</td><td>DE 28693396</td><td>maquinilla de afeitar</td></tr><tr><td>Electrode crema</td><td>GE; Boston, MA, EE. UU</td>. <td>REF</td> 21708318 <td>pasta conductora</td></tr><tr><td>Placa calefactora</td><td>Medax; Kiel, Alemania</td><td>2005-205-01</td><td></td></tr><tr><td>Isoflurano</td><td>Abvie; Wiesbaden, Alemania</td><td>n.a.anestésico</td> <td>volátil</td></tr><tr><td>Leukofix</td><td>BSN medical; Hamburgo, Alemania</td><td>REF 02137-00</td><td></td></tr><tr><td>cinta Brazo mecánico + micromanipulador</td><td>VisualSonics; FujiFilm, Toronto, CA</td><td>N/P 11277</td><td></td></tr><tr><td>Tejidos Microbac</td><td>Paul Hartmann AG; Hamburgo, Alemania</td><td>REF 981387</td><td>tejidos antimicrobianos</td></tr><tr><td>MZ400, transductor de matriz lineal de 38 MHz</td><td>VisualSonics; transductor de ultrasonido FujiFilm, Toronto, CA</td><td>REF 51068-30</td><td></td></tr><tr><td>Sonosid</td><td>ASID Bonz GmbH; Herrenberg, Alemania</td><td>REF 782010</td><td>gel</td></tr> de <tr><td>ultrasonido Plataforma de ultrasonido con placa calefactora y registro de ECG</td><td>VisualSonics; FujiFilm, Toronto, CA</td><td>N/P 11179</td><td></td></tr><tr><td>UniVet-Porta</td><td>Groppler; Oberperasberg, Alemania</td><td>S/N BKGM0437</td><td>vaporizador de isoflurano</td></tr><tr><td>Vevo3100</td><td>VisualSonics; FujiFilm, Toronto, CA</td><td>REF 51073-45</td><td>dispositivo de ultrasonografía</td></tr><tr><td>VevoLab software</td><td>VisualSonics; FujiFilm, Toronto, CA</td><td>n.a.software</td> <td>de evaluación</td></tr></tbody></table>

análisis del vasospasmo cerebral en un modelo murino de hemorragia subaracnoidea con ultrasonido dúplex transcraneal de alta frecuencia

Analysis of Cerebral Vasospasm in a Murine Model of Subarachnoid Hemorrhage with High Frequency Transcranial Duplex Ultrasound

El vasospasm cerebral que ocurre en las semanas después de la hemorragia subaracoidea, un tipo de movimiento hemorrágico, contribuye a la isquemia cerebral retrasada. Un problema encontrado en estudios experimentales usando los modelos murine de SAH es que los métodos para la supervisión in vivo del vasospasm cerebral en ratones están careciendo. Aquí, se demuestra la aplicación de ultrasonido de alta frecuencia para realizar exámenes de ecografía dúplex transcraneal en ratones. Usando el método, las arterias carótidas internas (AIC) podían ser identificadas. Las velocidades del flujo de sangre en el ICAs intracraneal fueron aceleradas perceptiblemente después de la inducción de SAH, mientras que las velocidades del flujo de sangre en el ICAs extracraneal seguían siendo bajas, indicando el vasospasm cerebral. En conclusión, el método demostrado aquí permite la supervisión in vivo funcional, no invasor del vasospasm cerebral en un modelo murine de SAH.

En 6 ratones, en 3 cuyo SAH fue inducido usando el modelo endovascular de la perforación del filamento mientras que 3 obtuvieron cirugía falsa, las velocidades del flujo de sangre de la arteria carótida interna intracraneal (AIC) y del AIC extracraneal fueron determinadas un día antes de cirugía, y 1, 3, y 7 días después de la cirugía. Las mediciones se realizaron como parte de los exámenes ecocardiográficos de otro estudio bajo anestesia con isoflurano manteniendo la temperatura corporal a 37 °C19.</su...

El objetivo de este manuscrito es presentar un método basado en la sonografía que permite la obtención de imágenes in vivo del flujo sanguíneo en las arterias cerebrales en ratones. Demostramos su uso para determinar los cambios en las velocidades del flujo de sangre asociadas al vasospasm en modelos murine de la hemorragia subaracoidea (SAH).

Análisis Del Vasospasmo Cerebral En Un Modelo Murino De Hemorragia Subaracnoidea Con Ultrasonido Dúplex Transcraneal De Alta Frecuencia

Cerebral vasospasm that occurs in the weeks after subarachnoid hemorrhage, a type of hemorrhagic stroke, contributes to delayed cerebral ischemia. A ...

La meta total de este procedimiento es supervisar vasospasm cerebral después de hemorragia subaracoidea en ratones in vivo. Esto se logra mediante la aplicación de ecografía dúplex codificada por colores de alta frecuencia bajo anestesia con isoflurano. Los datos de la proyección de imagen se procesan para determinar las velocidades del flujo de sangre en las arterias carótidas internas intra y extracraneales.Una velocidad intracraneal acelerada del flujo de sangre indica vasospasm cerebral. En este estudio, realizamos medidas de las velocidades del flujo de sangre de arterias intracraneales y extracraneales en hembra, ratones de C57BL/6N envejecidos 11 a 12 semanas. Los ratones fueron sometidos a la inducción de SAH o a la cirugía simulada que se ha descrito en detalle en otra parte.Para preparar el examen de ecografía, encienda la máquina de ultrasonido e ingrese al animal ID.Warm la placa de calentamiento del sistema de ultrasonido a 37 grados Celsius. Asegúrese de que la sonda de temperatura rectal esté lista para su uso. Use un baño de agua tibia para calentar el gel de ultrasonido a 37 grados Celsius.Preparar la crema de depilación, crema de contacto para los electrodos y ungüento para los ojos. Asegúrese de que el transductor esté montado correctamente en el brazo mecánico y asegúrese de que la cámara de inducción de la anestesia esté enjuagado con 4% de isoflurano y 40% de oxígeno. Induzca la anestesia poniendo el ratón en la cámara durante un minuto.Proteja los ojos con ungüento. Continúe solo después de que se haya alcanzado una anestesia suficientemente profunda. Mantener la anestesia con 1,5% de isoflurano y 40% de oxígeno utilizando una máscara de anestesia durante todo el procedimiento.En el primer paso, las velocidades del flujo de sangre de las arterias carótidas internas intracraneales se determinan con sonografía a dos caras de alta frecuencia transcranial. Coloque el ratón en posición decúbito prono en la placa de calentamiento del sistema de ultrasonido para mantener una temperatura corporal de 37 grados Centígrados. Aplique ungüento para los ojos en ambos lados.Antes del primer examen acortar el pelaje en el occipucio con una afeitadora eléctrica. A continuación, retire el vello restante químicamente con crema de depilación. Use un hisopo de algodón para untar y frote la crema durante dos minutos hasta que el cabello comience a caerse.Después de dos minutos adicionales retire la crema y el cabello con una espátula y desinfecte la piel con un antiséptico alcohólico para la piel. Cubra las cuatro extremidades del animal con pasta conductora y fijarlas con cinta adhesiva en los electrodos de ECG incrustados en el tablero. Coloque el lubricante en una sonda de temperatura rectal e insértela cuidadosamente para monitorear la temperatura corporal, usando una lámpara de calentamiento adicional si es necesario.Compruebe, si los parámetros fisiológicos, ECG y la señal de respiración se muestran correctamente en la pantalla del sistema de ultrasonido. Si es necesario, el nivel de anestesia se puede ajustar para obtener la frecuencia cardíaca objetivo de 4 a 500 latidos por minuto. Recubrirlo con gel de ultrasonido.Utilice un transductor de matriz lineal y una velocidad de fotogramas superior a 200 fotogramas por segundo para adquirir imágenes de ultrasonido y montarlo en el brazo mecánico. Coloque el transductor en el occipucio inclinado hacia atrás 30 grados. Utilice el modo B y el modo CW-Doppler para visualizar la arteria carótida interna intracraneal derecha y mueva el transductor con la unidad de control hacia adelante y hacia atrás hasta que encontremos el flujo máximo de las arterias.Para recopilar información anatómica, utilice el modo B tradicional y el modo CW-Doppler y comience la adquisición haciendo clic en el botón adquirir. Para registrar información sobre las características de flujo de los vasos intracraneales, haga clic en el botón doppler de onda de pulso, coloque un volumen de muestra en el centro del recipiente y adquiera un bucle de cine de más de tres segundos. Proceda idénticamente con el lado izquierdo.En el paso siguiente las velocidades del flujo de sangre de las arterias carótidas internas extracraneales se determinan con sonografía a dos caras de alta frecuencia. Coloque el ratón en decúbito supino en la placa de calentamiento del sistema de ultrasonido para mantener una temperatura corporal de 37 grados Centígrados. Antes del primer examen retire el vello de la parte frontal del cuello con una afeitadora eléctrica.Luego elimine el vello restante químicamente usando crema de depilación como se describió anteriormente. Cubra las cuatro extremidades del animal con pasta conductora y fijarlas con cinta adhesiva en los electrodos de ECG incrustados en el tablero. Coloque lubricante en una sonda de temperatura rectal e insértela cuidadosamente para controlar la temperatura corporal.Uso de lámpara de calentamiento adicional si es necesario. Compruebe de nuevo la visualización correcta de los parámetros fisiológicos en la pantalla. Cubra la parte frontal del cuello con gel de ultrasonido calentado a 37 grados Centígrados.Coloque el transductor paralelo al animal y ajuste la posición para obtener imágenes longitudinales de la arteria carótida derecha. Utilice el modo CW-Doppler en modo B para visualizar la arteria carótida derecha. La imagen debe contener la arteria carótida común derecha, la arteria carótida interna derecha y la arteria carótida externa derecha.Para recopilar información anatómica, utilice el modo B tradicional y el modo CW-Doppler y comience la adquisición haciendo clic en el botón adquirir. Para registrar la información sobre las características de flujo de la arteria carótida extracraneal, haga clic en el botón doppler de onda de pulso, coloque el volumen de la muestra en el centro del centro de la arteria carótida común, la arteria carótida interna y la arteria carótida externa y adquiera un bucle cine de más de tres segundos. Proceda idénticamente con el lado izquierdo.Termine la anestesia y retire al animal de la placa de calentamiento y colóquelo en una jaula, colocado en una incubadora calentada a 36 grados Centígrados durante una hora para prevenir la hipotermia y verificar la recuperación completa. El siguiente paso es procesar los datos de ecografía. Uso de estación de trabajo externa para el post-procesamiento de los datos de ultrasonido de alta frecuencia.Exporte las imágenes en modo B, modo CW-Doppler y modo PW-Doppler y bucles de cine al software Vevo LAB. Abra el estudio de ultrasonido exportado. Seleccione un animal y abra el bucle cine PW-Doppler de la arteria carótida intracraneal.En este protocolo típicamente se registran de siete a ocho latidos del corazón en las curvas de velocidad de flujo correspondientes. Pausa el bucle de cine y haz clic en el botón de medición. Elija el paquete vascular y haga clic en RICA PSV para medir la presión sistólica máxima de la arteria carótida intracraneal derecha.Ahora haga clic a la izquierda en el pico de una curva de velocidad y tire de la línea recta a la línea cero. Determine la medición con un clic con el botón derecho del ratón. Ahora elija RICA EDV para medir la velocidad diastólica final.Haga clic a la izquierda en la erupción mínima de la curva de velocidad al final de la diástole. Tire de la línea recta a la línea cero y determinar la medición mediante un clic con el botón derecho del ratón. Elija RICA VTI para medir la integral de tiempo de velocidad.Haga clic a la izquierda al principio de una curva de velocidad y siga la curva con un ratón hasta el final de la meseta diastólica. Y luego haga clic a la derecha de nuevo para determinar la medición. Exporte los datos de las arterias carótidas internas intracerebrales utilizando el botón de informe.Pulse exportar y guarde los datos como un archivo de informe VSI. Utilice el mismo enfoque para medir psv, EDV y VTI de las arterias carótidas internas extracraneales derechas y exportar los datos en consecuencia. Proceda idénticamente con el lado izquierdo y utilice LICA PSV, EDV y VTI.En cinco ratones y tres cuyo SAH fue inducido mientras que dos obtienen cirugía del impostor las velocidades del flujo de sangre de la arteria interna intracraneal y de la arteria carótida interna extracraneal fueron determinadas un día antes de cirugía y uno, tres y siete días después de la cirugía. Antes de cirugía, las velocidades adicionales e intracraneales del flujo de sangre así como el ratio de flujo de sangre intra y extracraneal eran similares entre el SAH y los animales del impostor. En el primer día después de la inducción de SAH no había cambios importantes en velocidades intra o extracraneales del flujo de sangre o los ratios entre el flujo de sangre intra y extracraneal.El los días tres y siete las velocidades intracraneales del flujo de sangre de la arteria carótida interna aumentaron marcado y dos de los animales de SAH que indicaban el vasospasm cerebral después de SAH. Pues seguía habiendo las velocidades extracraneales del flujo de sangre casi sin cambiar, los ratios de velocidades intra y extracraneales del flujo de sangre también aumentaron perceptiblemente el el día siete en los animales de SAH que indicaban el vasospasm cerebral. En conclusión la sonografía a dos caras transcranial color-codificada de alta frecuencia se puede utilizar para realizar in vivo medidas de las velocidades del flujo de sangre intracraneal en ratones.Similar a la situación en pacientes humanos las velocidades intracraneales del flujo de sangre aceleran en ratones después de SAH que indica vasospasm. El método ultra sonográfico mostrado aquí es rápido y de poca invasividad. Permite estudios longitudinales del vasoespasmo en modelos murinos de SAH.

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Una baja mortalidad modelo de rata para evaluar vasoespasmo cerebral retardado tras la hemorragia subaracnoidea experimental

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Un método volumétrico para la cuantificación de vasoespasmo Cerebral en un modelo murino de hemorragia subaracnoidea

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Ultrasonido Doppler Transcraneal Funcional para el Monitoreo del Flujo Sanguíneo Cerebral

Aquí presentamos un modelo estandarizado de ratón SAH, inducido por perforación de filamento endovascular, combinado con imágenes de resonancia magnética (MRI) 24 h después de la operación para asegurar el sitio de sangrado correcto y excluir otras patologías intracraneales relevantes.

Modelo de perforación endovascular para hemorragia subaracnoidea combinada con resonancia magnética (IRM)

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Análisis Del Vasospasmo Cerebral En Un Modelo Murino De Hemorragia Subaracnoidea Con Ultrasonido Dúplex Transcraneal De Alta Frecuencia

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