Name: Infarto de miocardio por despliegue de bobina de embolización percutánea en un modelo porcino (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2021-11-04T13:00:00.000+00:00
Duration: 5 min 52 s
Description: Aprende a inducir infarto de miocardio en cerdos mediante embolización percutánea con bobina, evitando cirugía torácica abierta. Este modelo reproducible facilita el estudio de mecanismos fisiopatológicos y terapias cardiovasculares.

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Expresamos nuestro agradecimiento al Centro de Medicina Comparada y Bioimagen de Cataluña (CMCiB) y al personal por su contribución a la ejecución del modelo animal. Este trabajo ha contado con el apoyo del Instituto de Salud Carlos III (PI18/01227, PI18/00256, INT20/00052), la Sociedad Española de Cardiología y la Generalitat de Catalunya [2017-SGR-483]. Este trabajo también ha sido financiado por los proyectos Red de Terapia Celular - TerCel [RD16/0011/0006] y CIBER Cardiovascular [CB16/11/00403], en el marco del Plan Nacional de I+D+I, y cofinanciado por el ISCIII-Subdirección General de Evaluación y el Fondo Europeo de Desarrollo Regional (FEDER). El Dr. Fadeuilhe recibió el apoyo de una beca de la Sociedad Española de Cardiología (Madrid, España).

Este estudio ha sido aprobado por el Comité Ético de la Unidad de Experimentación Animal del Instituto de Investigación Sanitaria Germans Trias i Pujol (IGTP) y autoridades gubernamentales (Generalitat de Catalunya; Código: 10558 y 11208), y cumple con todas las directrices relativas al uso de animales en la investigación y la enseñanza según lo definido por la Guía para el Cuidado y Uso de Animales de Laboratorio25.
1. Preparación preprocedural de animales
<ol><li>Use cerdos cruzados Landrace X Large White (30-35 kg) de ambos sexos.</li>
	<li>Mantenga a los animales en un estado de ayuno durante 12 h antes del procedimiento.</li>
</ol>2. Sedación, anestesia y analgesia
<ol><li>Sedar al animal con una inyección intramuscular (IM) de ketamina (3 mg/kg), midazolam (0,3 mg/kg) y dexmedetomidina (0,03 mg/kg). Espere aproximadamente 10-15 min.</li>
	<li>Una vez que el cerdo esté sedado, ventilarlo con una mezcla de oxígeno (90-100%)-isoflurano (1-2%) y una mascarilla para asegurar una sedación óptima.</li>
	<li>Coloque un ungüento veterinario en los ojos del cerdo para evitar la sequedad. NOTA: Repetir cada 20 min.</li>
	<li>Coloque por vía intravenosa (IV) un catéter de 20 G en una vena lateral del oído. Administrar propofol (1-2 mg/kg) para inducir la anestesia.</li>
	<li>Una vez que el cerdo no tenga reflejo de deglución, intubar al animal con un tubo endotraqueal (tamaño 6.5-7.0 para 30-35 kg). NOTA: Ajuste el tamaño del tubo endotraqueal de acuerdo con el tamaño del cerdo. La intubación debe llevarse a cabo rápidamente para prevenir un plano anestésico más profundo y apnea prolongada.</li>
	<li>Administrar buprenorfina IV (0,01 mg/kg) para la analgesia intraquirúrgica. Use un parche transdérmico de fentanilo (100 μg/h) para la analgesia postoperatoria. NOTA: El parche de fentanilo se aplica a la piel inguinal, y está activo durante 72 h para limitar el dolor postoperatorio. Su efecto farmacológico no comienza inmediatamente después del parto, por lo tanto, aplíquelo antes de comenzar el procedimiento.</li>
	<li>Realizar la ventilación de la unidad de la bolsa de la máscara de las vías respiratorias (20 inflados/min) durante el transporte del cerdo a la sala de radiología intervencionista vascular (VIR).</li>
	<li>Conecte el tubo endotraqueal a la máquina de anestesia equipada con un sensor de las vías respiratorias y grabación de capnografía.</li>
	<li>Iniciar ventilación mecánica con presión positiva con FiO2 0,50, utilizando un volumen corriente de 10 mL/kg y una frecuencia de 16-20 respiraciones/min. Mantener la anestesia con isoflurano (1-3%). NOTA: Para confirmar el plano anestésico quirúrgico correcto, el animal no debe estar respirando espontáneamente ni tener reflejos de luz corneales o pupilares.</li>
</ol>3. Monitorización hemodinámica y preparación del área quirúrgica
<ol><li>Coloque al animal en la mesa de operaciones en posición supina y fije las extremidades a la mesa con cinta adhesiva o vendaje.</li>
	<li>Coloque sondas de electrocardiograma (ECG) por vía subcutánea en las extremidades del animal para registrar los cambios en el segmento ST, las ondas T y la frecuencia cardíaca durante el procedimiento experimental.</li>
	<li>Coloque un oxímetro de pulso en la lengua o en una esquina del labio del animal y el manguito de presión no invasivo en la extremidad anterior.</li>
	<li>Mida la temperatura rectal/esofágica con una sonda.</li>
	<li>Limpie el área femoral derecha con jabón quirúrgico seguido de una solución antiséptica de povidona-yodo alternada y alcohol 3 veces en condiciones estériles.</li>
	<li>Asegúrese de que el cirujano realice el lavado de manos quirúrgico y use una bata estéril y guantes estériles.</li>
	<li>Cubra al animal con una cortina quirúrgica estéril.</li>
	<li>Prepare y enjuague con solución salina heparinizada la aguja, una vaina vascular 6F, un alambre con punta J de 0.035 pulgadas, un catéter guía 6F JR4 de 90 cm, un alambre guía de 0.014 pulgadas y 200 cm, un microcatéter de diámetro interior de 150 cm de longitud / 0.017 pulgadas y el kit de colector de inyección de medio de contraste.</li>
</ol>4. Acceso vascular
<ol><li>Punción de la arteria femoral derecha mediante un abordaje percutáneo con punción guiada por ultrasonido. Localizar la bifurcación entre la arteria femoral superficial y la arteria femoral profunda.</li>
	<li>Coloque el transductor 2-3 cm proximal a la bifurcación, en la arteria femoral común, y alinee el centro del transductor con la arteria femoral común.</li>
	<li>Coloque la aguja en el centro del transductor y perfore la arteria a una angulación de aproximadamente 45°. Posteriormente, inserte una vaina vascular 6F utilizando la técnica de Seldinger modificada26. NOTA: En caso de espasmo o hematoma significativo, cruce a la arteria femoral contralateral.</li>
	<li>Enjuague los catéteres con solución salina heparinizada. (5000 UI de heparina no fraccionada/1000 ml de NaCL al 0,9%).</li>
	<li>Administrar heparina a través de la vaina (300 UI/kg).</li>
</ol>5. Angiografía coronaria
<ol><li>Inserte el alambre de punta J en el catéter guía JR4 y avance el cable a través de la vaina hacia la aorta ascendente, y luego coloque el catéter sobre la superficie valvular.</li>
	<li>Retire el cable y conecte el catéter al sistema del colector de inyección. Purgar todo el sistema.</li>
	<li>Bajo fluoroscopia, coloque el catéter en la arteria coronaria principal izquierda e inyecte 10 ml de medio de contraste yodado para visualizar el sistema coronario izquierdo (Figura 1A, C). NOTA: Es importante asegurarse de que la forma de onda de la presión arterial no se humedezca antes de la inyección para evitar el riesgo de disección coronaria.</li>
	<li>Realizar angiogramas en dos vistas ortogonales: proyección oblicua anterior izquierda de 40° y oblicua anterior derecha de 30°.</li>
	<li>Avance un cable guía de 0.014 pulgadas premontado en el microcatéter hacia la arteria coronaria media izquierda anterior descendente (LAD) o circunfleja izquierda distal (LCX) bajo guía fluoroscópica.</li>
</ol>6. Implantación de bobinas
<ol><li>Bajo guía fluoroscópica, avance el microcatéter a través del cable hasta la ubicación deseada donde se debe desplegar el implante de bobina. En el caso de la oclusión LAD, coloque la bobina distal a la primera rama diagonal, y para LCX, coloque la bobina distal a la primera rama marginal. NOTA: Los abordajes proximales (antes de la primera diagonal o primeras ramas marginales) tienen tasas de supervivencia muy bajas.</li>
	<li>Retire el cable y seleccione la bobina. NOTA: Es importante seleccionar el tamaño y la longitud óptimos de la bobina. Una bobina pequeña o corta puede no posicionarse bien en la luz del vaso y tiene un riesgo muy alto de migración distal debido a inyecciones de contraste o espontáneas, lo que resulta en un tamaño de infarto más pequeño. Una bobina grande o larga puede prolapsar proximal al vaso y producir un infarto más grande de lo deseado. La elección de la bobina correcta es especialmente importante si se utilizan bobinas no detectables, ya que no se pueden quitar. El tamaño óptimo es 1-2 mm más grande que la luz del recipiente a embolizar, y la longitud entre 20-60 mm suele ser adecuada para cerdos de 30-40 kg.</li>
	<li>Entregue la bobina a través de microcatéter e inyecte lentamente 5 ml de medio de contraste yodado bajo fluoroscopia para visualizar la posición correcta de la bobina.</li>
	<li>Retire el microcatéter dentro del catéter guía y coloque la guía en una rama lateral para realizar inyecciones de control y garantizar el acceso a la arteria en caso de que sea necesario implantar una segunda bobina.</li>
	<li>Espere a que la bobina trombose y ocluya la arteria. NOTA: Cuando la arteria está ocluida, se pueden observar cambios en el electrocardiograma. Otra forma de comprobar la oclusión arterial completa es realizar inyecciones lentas de contraste yodado cada 10 min (Figura 1B, D). Si la arteria no se ocluye dentro de los 20-30 minutos, se puede requerir otro implante de bobina.</li>
</ol>7. Fin del procedimiento
<ol><li>Una vez ocluida la arteria, administrar una infusión intravenosa continua de lidocaína (50-100 μg/kg/min) durante al menos 1 h para prevenir episodios arrítmicos.</li>
	<li>Realice una angiografía para asegurarse de que no haya flujo distal a la oclusión.</li>
	<li>Retire el alambre, el microcatéter y el catéter guía.</li>
	<li>Retire la funda y realice la compresión manual durante 20 min.</li>
</ol>8. Procedimiento postoperatorio y recuperación animal
<ol><li>Monitoree al animal hasta que esté completamente recuperado, utilizando ECG, temperatura rectal, oximetría de pulso y capnografía. NOTA: En caso de arritmias ventriculares, administrar un bolo de lidocaína (1,5-3,5 mg/kg).</li>
	<li>Administrar una inyección IM de tulatromicina (2,5 mg/kg) como tratamiento antibiótico postoperatorio profiláctico. Para la analgesia postquirúrgica, se administra un parche transdérmico de fentanilo antes del procedimiento quirúrgico (paso 2.6).</li>
	<li>Apague el isoflurano y mantenga la ventilación mecánica hasta que el animal comience a respirar espontáneamente.</li>
	<li>Cuando el cerdo recupere el reflejo de deglución, retire el tubo endotraqueal. NOTA: Compruebe si el animal tiene una buena SpO2 (más del 95%) antes y después de la extubación.</li>
	<li>Transportar al animal a una jaula individual. Coloque al animal sobre una manta de agua caliente y cúbralo con una cortina térmica para evitar la hipotermia postquirúrgica. NOTA: No devuelva el cerdo a la compañía de otros animales hasta que se haya recuperado por completo.</li>
	<li>Monitoree al animal hasta que haya recuperado la conciencia suficiente para mantener la reclinación esternal.</li>
</ol>9. Evaluación y monitoreo del dolor postoperatorio
<ol><li>Durante el seguimiento postquirúrgico, controlar el estado general de los animales, incluyendo la frecuencia respiratoria, la ingesta de alimentos y agua, la actividad e interacción con los otros individuos, la apariencia y coloración de la piel, y la evolución de la herida quirúrgica.</li>
	<li>Aplicar un protocolo de supervisión diaria según los siguientes criterios de puntuación: - Peso: 0: Normal 1: <10% de pérdida de peso 2: 10-20% de pérdida de peso 3:> 20% de pérdida de peso - Condición corporal: 0: Bueno: vértebras no prominentes, huesos pélvicos o espinales 2: Regular: evidencia de segmentación espinal, huesos pélvicos palpables 3: Emaciación: esqueleto extremadamente marcado, poca o ninguna carne para cubrir - Comportamiento: 0: Normal: Activo e interactivo en su entorno 1: Ligera disminución de la actividad y menos interactivo 2: Anormal: disminución pronunciada de la actividad, aislada 3: Anormal: Inmóvil o hiperactividad, posible autolesión - Aspecto físico: 0: Normal: piel / cabello brillante y ojos brillantes 1: Desaparece el embalsamamiento, piel/cabello sin brillo 2: Piel pobre/secreciones nasales 3: Piel pobre, postura anormal o encorvada - Trastornos de conducta: 0: Ninguno 1: Incapacidad para moverse normalmente 2: Incapaz de alcanzar la comida / bebida, aislado de otros animales 3: Intención de esconderse/arrinconarse, no responde a estímulos (morir) - Signos clínicos: 0: Ninguno 1: Hipotermia, fiebre, insuficiencia respiratoria leve 2: Infección de la herida quirúrgica, insuficiencia respiratoria moderada con secreciones muco-sanguinolentas 3: Insuficiencia cardíaca, insuficiencia respiratoria grave (cianosis, boca abierta) Puntuación: - 1-5: Supervisar a los animales una vez al día. - 6-12: Proporcionar terapia de apoyo si es necesario. - Cualquier animal con una puntuación de 3 en cualquiera de los parámetros anteriores o con una puntuación total >12 será sacrificado. NOTA: Los animales deben ser monitoreados diariamente por el personal de cuidado de animales y dos veces por semana por el equipo de investigación y veterinario.</li>
	<li>Aunque no se espera dolor ni angustia del procedimiento, si algún animal muestra signos de dolor, administre terapia analgésica (tramadol, oral, 2-4 mg / kg, diariamente). Si algún animal no responde a la medicación analgésica y muestra signos de dolor crónico (probabilidad muy baja), eutanasia al animal con una sobredosis anestésica (tiopental de sodio, IV, 200 mg / kg).</li>
	<li>Si la herida quirúrgica muestra signos de infección (baja probabilidad) a pesar de la terapia antibiótica administrada, trate la herida diariamente e inicie un nuevo régimen antibiótico (sulfato de cefquinoma, IM, 2 mg / kg, diariamente).</li>
</ol>10. Método de eutanasia
<ol><li>Bajo sedación y anestesia previas, como se describió anteriormente, administrar una sobredosis de tiopental sódico iv (200 mg/kg).</li>
	<li>Confirmar paro cardiorrespiratorio y muerte mediante la monitorización de las constantes vitales (electrocardiograma, presión arterial, capnografía).</li>
</ol>

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<li>Carter, C., Girod, D., Hurwitz, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Percutaneous+cardiac+catheterization+of+the+neonate%5BTitle%5D)+AND+%22Pediatrics%22%5BJournal%5D)">Percutaneous cardiac catheterization of the neonate.</a> Pediatrics. 55 (5), 662-665 (1975).</li>
<li>Koudstaal, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Myocardial+infarction+and+functional+outcome+assessment+in+pigs%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments+JoVE%22%5BJournal%5D)">Myocardial infarction and functional outcome assessment in pigs.</a> Journal of Visualized Experiments JoVE. (86), e51269(2014).</li>
<li>Kumar, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+models+of+myocardial+infarction%3A+Mainstay+in+clinical+translation%5BTitle%5D)+AND+%22Regulatory+Toxicology+And+Pharmacology+RTP%22%5BJournal%5D)">Animal models of myocardial infarction: Mainstay in clinical translation.</a> Regulatory Toxicology And Pharmacology RTP. 76, 221-230 (2016).</li>
</ol>

Los autores no tienen nada que revelar

Una bobina desplegada en una arteria coronaria proporciona un modelo de IM preclínico no reperfundido reproducible y consistente en cerdos que se puede utilizar para desarrollar y probar nuevas estrategias terapéuticas cardiovasculares.
En nuestras manos, la mortalidad en el seguimiento fue del 19% relacionada con complicaciones del IM, principalmente dentro de las primeras 24 h del procedimiento. Todas estas muertes están relacionadas con la historia natural del IM no reperfundido y fueron lo...

An erratum was issued for:&#160;<a href="https://www.jove.com/t/63172">Myocardial Infarction by Percutaneous Embolization Coil Deployment in a Swine Model</a>. The Protocol and Discussion sections were updated.
Step 3.5 was updated from:
Clean the right femoral area with surgical soap and antiseptic povidone-iodine solution under sterile conditions
to:
Clean the right femoral area with surgical soap followed by alternating antiseptic povidone-iodine solution and alcohol 3 times under sterile conditions.
Section 9 was updated from:
9. Euthanasia method
<ol>
	<li>Under previous sedation and anesthesia, as previously described, administer an IV sodium thiopental overdose (200 mg/kg).</li>
	<li>Confirm cardiorespiratory arrest and death by monitoring vital signs (electrocardiogram, blood pressure, capnography).</li>
</ol>
to:
9. Postoperative pain assessment and monitoring
<ol>
	<li class="jove_content">During the post-surgical follow-up, monitor the general condition of the animals, including the respiratory rate, food and water intake, activity and interaction with the other individuals, appearance and coloration of the skin, and the evolution of the surgical wound.</li>
	<li class="jove_content">Apply a daily supervision protocol according to the following scoring criteria: 
	- Weight: 
	0: Normal 
	1: &#60;10% weight loss 
	2: 10-20% weight loss 
	3:&#62; 20% weight loss 
	 
	- Body condition: 
	0: Good: non-prominent vertebrae, pelvic or spinal bones 
	2: Regular: evidence of spinal segmentation, palpable pelvic bones 
	3: Emaciation: extremely marked skeleton, little or no meat to cover 
	 
	- Behavior: 
	0: Normal: Active and interactive in your environment 
	1: Slight decline in activity and less interactive 
	2: Abnormal: pronounced decline in activity, isolated 
	3: Abnormal: Immobile or hyperactivity, possible self-harm 
	 
	- Physical appearance: 
	0: Normal: skin/hair shiny and eyes bright 
	1: Disappears embalming, skin/hair without shine 
	2: Poor skin/nasal secretions 
	3: Poor skin, abnormal or hunched posture 
	 
	- Behavioral disorders: 
	0: None 
	1: Inability to move normally 
	2: Unable to reach food/drink, isolated from other animals 
	3: Intention to hide/corner, does not respond to stimuli (dying) 
	 
	- Clinical signs: 
	0: None 
	1: Hypothermia, fever, mild respiratory failure 
	2: Infection of the surgical wound, moderate respiratory failure with muco-bloody secretions 
	3: Heart failure, severe respiratory failure (cyanosis, open mouth) 
	 
	Score: 
	- 1-5: Supervise the animals once a day. 
	- 6-12: Provide supportive therapy if necessary. 
	- Any animal with a score of 3 in any of the above parameters or with a total score &#62;12 will be euthanized. 
	NOTE: The animals should be monitored daily by the animal care staff and twice a week by the research and veterinary team.</li>
	<li class="jove_content">Although no pain and distress are expected from the procedure, if any animal shows signs of pain, give analgesic therapy (tramadol, oral, 2-4 mg/kg, daily). If any animal does not respond to analgesic medication and shows signs of chronic pain (very low probability), euthanize the animal with an anesthetic overdose (sodium thiopental, IV, 200 mg/kg).</li>
	<li class="jove_content">If the surgical wound shows signs of infection (low probability) despite the antibiotic therapy administered, treat the wound daily and initiate a new antibiotic regimen (cefquinome sulphate, IM, 2 mg/kg, daily).</li>
</ol>
10. Euthanasia method
<ol>
	<li>Under previous sedation and anesthesia, as previously described, administer an IV sodium thiopental overdose (200 mg/kg).</li>
	<li>Confirm cardiorespiratory arrest and death by monitoring vital signs (electrocardiogram, blood pressure, capnography).</li>
</ol>

An erratum was issued for:&#160;<a href="https://www.jove.com/t/63172">Myocardial Infarction by Percutaneous Embolization Coil Deployment in a Swine Model</a>. The Protocol and Discussion sections were updated.

Erratum: Myocardial Infarction by Percutaneous Embolization Coil Deployment in a Swine Model

El infarto de miocardio (IM) es la causa más prevalente de mortalidad, morbilidad y discapacidad en todo el mundo1. A pesar de los avances terapéuticos actuales, una proporción significativa de pacientes desarrolla remodelación ventricular adversa e insuficiencia cardíaca progresiva después del IM, lo que resulta en un mal pronóstico debido a la disfunción ventricular y la muertesúbita 2,3,4. Por lo tanto, las nuevas opciones terapéuticas para reparar y / o regenerar el miocardio lesionado están bajo escrutinio, y los modelos animales de IM traslacionales son cruciales para probar su seguridad y eficacia. Aunque se han utilizado varios modelos para la investigación cardiovascular, incluidas las ratas 5,6, los ratones 7,8, los perros9 y las ovejas10, los cerdos son una de las mejores opciones para modelar estudios de isquemia cardíaca debido a su alta similitud con los humanos en términos de tamaño del corazón, anatomía de la arteria coronaria, cinética cardíaca, fisiología, metabolismo y el proceso de curación post-IM 11, 12,13,14,15.
En este contexto, se dispone de muchos enfoques quirúrgicos y percutáneos abiertos diferentes para desarrollar modelos porcinos IM. El abordaje de tórax abierto implica un procedimiento de toracotomía lateral izquierda y es útil en la realización de ligadura quirúrgica de la arteria coronaria 16,17, criolesión miocárdica, cauterización12 y colocación de la arteria coronaria de una oclusión hidráulica18 o un constrictor ameroide19, entre otros. La oclusión coronaria quirúrgica se ha utilizado ampliamente para probar nuevas opciones terapéuticas como la ingeniería de tejidos cardíacos y la terapia celular, ya que permite un amplio acceso y evaluación visual del corazón; sin embargo, a diferencia del IM humano, puede resultar en adherencias quirúrgicas, cicatrices adyacentes e inflamación postoperatoria17. La criolesión miocárdica y la cauterización son técnicas fácilmente reproducibles pero no reproducen la progresión fisiopatológica del IM observada en humanos12. Por otro lado, se han desarrollado varias técnicas percutáneas para producir bloqueo coronario temporal o permanente. Estos comprenden la ablación transcoronaria o intracoronariade etanol 20,21, la oclusión por angioplastia con balón22 o la administración de materiales trombogénicos como perlas de gel de agarosa23, mezclasde fibrinógeno 9 o embolización en bobina17,24. Si bien la angioplastia con balón es más adecuada para los estudios de isquemia/reperfusión, el despliegue de la bobina coronaria es una de las mejores opciones para modelar el IM no revascularizado. Este enfoque percutáneo es factible, consistentemente reproducible y evita la cirugía de tórax abierto. Permite un control preciso de la ubicación del infarto y da como resultado una fisiopatología similar a la de un IM humano no reperfundido. Además, la embolización en espiral es adecuada para modelar el IM agudo, subagudo o crónico; insuficiencia cardíaca congestiva crónica; o enfermedad valvular17.
El presente protocolo tiene como objetivo describir cómo desarrollar un modelo porcino MI mediante el despliegue permanente de bobinas. Brevemente, comprende una canulación percutánea selectiva de la arteria coronaria a través del acceso femoral retrógrado. Después de la angiografía coronaria, se despliega una bobina en la arteria de la rama objetivo bajo guía fluoroscópica. Finalmente, la oclusión completa se confirma mediante angiografía coronaria repetida.

<table><tbody><tr><td>Catéter guía 6-F JR4 0-71"</td><td>Medtronic</td><td>LA6JR40</td><td>6F JR4 90 cm Catéter guía</td></tr><tr><td>Adrenaline 1 mg/mL</td><td>Código Nacional B.Braun</td><td>(NC). 602486</td><td>Adrenalina</td></tr><tr><td>Atropina 1 mg/mL</td><td>B.Braun</td><td>NC. 635649</td><td>Atropina</td></tr><tr><td>Betadine</td><td>Mylan</td><td>NC. 694109-1</td><td>Povidona solución de yodo</td></tr><tr><td>Bupaq 0,3 mg/mL</td><td>Richter Pharma AG</td><td>NC. 578816.6</td><td>Buprenorfina</td></tr><tr><td>Dexdomitor 0,5 mg/mL</td><td>Orion Pharma</td><td>NC. 576303.3</td><td>Dexmedetomidina</td></tr><tr><td>Draxxin</td><td>Zoetis</td><td>NC. 576313.2</td><td>Tulathromycin</td></tr><tr><td>EMERALD Guidewire</td><td>Cordis</td><td>502-585</td><td>Alambre en J de 0,035 pulgadas</td></tr><tr><td>Desfibrilador</td><td></td><td></td><td></td></tr> <tr><td>externo DigiCare CS81XVET ManualFendivia 100 y micro; g/h</td><td>Takeda</td><td>NC. 658524.5</td><td>Fentanilo parche transdérmico</td></tr><tr><td>Guía Aguja Introductora 18 G x 7 cm</td><td>Argón</td><td>GWI1802</td><td>Aguja introductora</td></tr><tr><td>Heparina 1%</td><td>ROVI</td><td>NC. 641647.1</td><td>Heparina</td></tr><tr><td>Hi-Torque VersaTurn F</td><td>Abbott</td><td>1013317J</td><td>0.014 pulgadas 200 cm Guía</td></tr><tr><td>IsoFlo</td><td>Zoetis</td><td>50019100</td><td>Isoflurano</td></tr><tr><td>Ketamidor</td><td>Richter Pharma AG,NC</td><td>. 580393.7</td><td>Ketamina</td></tr><tr><td>Lidocaína 50 mg/mL</td><td>B.Braun</td><td>NC. 645572.2</td><td>Lidocaína</td></tr><tr><td>MD8000vet</td><td>Meditech Equipment</td><td>MD8000vet</td><td>Monitor multiparamétrico</td></tr><tr><td>Midazolam</td><td>Laboratorios Normon</td><td>NC. 624437.1</td><td>Midazolam</td></tr><tr><td>Preludio.6F.11 cm (4.3").0.035" (0.89 mm).50 cm (19.7"). Doble Extremo.Acero Inoxidable.6F.16</td><td>Mérito</td><td>PSI-6F-11-035</td><td>6F Vaina vascular</td></tr><tr><td>Propovet Multidosis 10 mg/mL</td><td>Zoetis</td><td>NC. 579742.7</td><td>Propofol</td></tr><tr><td>RENEGADE STC-18 150/20/RECTO/1RO</td><td>Boston Scientific</td><td>M001181370</td><td>150 cm de longitud con diámetro interior de 0.017 pulgadas Microcatéter</td></tr><tr><td>Ruschelit</td><td>Teleflex</td><td>112482</td><td>Tubo endotraqueal con balón (#6.5)</td></tr><tr><td>SPUR II</td><td>Ambu</td><td>325 012 000</td><td>Bolsa de mascarilla para vías respiratorias unidad-ventilación (AMBU)</td></tr><tr><td>Vasofix 20 G</td><td>B.Braun</td><td>4269098</td><td>20 G Cánula</td></tr><tr><td>Visipaque 320 mg/mL USB 10 x 200 mL</td><td>General Electrics</td><td>1177612</td><td>Medio de contraste yodado</td></tr><tr><td>VortX-18 Diamond 3 mm/3,3 mm</td><td>Boston Scientific</td><td></td><td>M0013822030</td></tr><tr><td>Bobina WATO EX-35</td><td>Mindray</td><td>WATO Máquina de</td><td>anestesia</td> EX-35Vet</tr></tbody></table>

infarto de miocardio por despliegue de bobina de embolización percutánea en un modelo porcino

Myocardial Infarction by Percutaneous Embolization Coil Deployment in a Swine Model

El infarto de miocardio (IM) es la principal causa de mortalidad en todo el mundo. A pesar del uso de tratamientos basados en la evidencia, incluida la revascularización coronaria y los medicamentos cardiovasculares, una proporción significativa de pacientes desarrolla remodelación patológica del ventrículo izquierdo e insuficiencia cardíaca progresiva después del IM. Por ello, se han desarrollado nuevas opciones terapéuticas, como las terapias celulares y génicas, entre otras, para reparar y regenerar el miocardio lesionado. En este contexto, los modelos animales de IM son cruciales para explorar la seguridad y eficacia de estas terapias experimentales antes de la traducción clínica. Los modelos animales grandes como los cerdos son preferidos sobre los más pequeños debido a la alta similitud de los corazones porcinos y humanos en términos de anatomía de la arteria coronaria, cinética cardíaca y el proceso de curación post-IM. Aquí, nuestro objetivo fue describir un modelo de IM en cerdo mediante el despliegue permanente de bobinas. Brevemente, comprende una canulación percutánea selectiva de la arteria coronaria a través del acceso femoral retrógrado. Después de la angiografía coronaria, la bobina se despliega en la rama objetivo bajo guía fluoroscópica. Finalmente, la oclusión completa se confirma mediante angiografía coronaria repetida. Este enfoque es factible, altamente reproducible y emula la patogénesis del IM humano no revascularizado, evitando la cirugía tradicional de tórax abierto y la posterior inflamación postoperatoria. Dependiendo del momento del seguimiento, la técnica es adecuada para modelos de IM agudos, subagudos o crónicos.

Tasas de supervivencia y ubicación del IM Cincuenta y siete cerdos se sometieron a implantación de bobina coronaria en la rama marginal LCX (n = 25; 12 hembras y 13 machos) o en el LAD entre la primera y la segunda ramas diagonales (n = 32; 16 hembras y 16 machos) de la arteria coronaria y fueron seguidos durante 30 días. La tasa de supervivencia de los animales sometidos a un IM en la rama marginal LCX fue del 80% (n = 20). Tres cerdos murieron como resultado de complicaciones fatales relacionadas co...

Los modelos animales de infarto de miocardio (IM) que emulan el proceso natural de la enfermedad en humanos son cruciales para comprender los mecanismos fisiopatológicos y probar la seguridad y eficacia de las nuevas terapias emergentes. Aquí, describimos un modelo porcino MI creado mediante el despliegue de una bobina de embolización percutánea.

Infarto de miocardio por despliegue de bobina de embolización percutánea en un modelo porcino

Myocardial infarction (MI) is the leading cause of mortality worldwide. Despite the use of evidence-based treatments, including coronary revascularization ...

Este protocolo es importante porque permite realizar infarto de miocardio en un modelo animal traslacional, de forma factible y reproducible similar a la humana. La principal ventaja de este procedimiento es que evita la cirugía tradicional de tórax abierto y la posterior inflamación postoperatoria. Y por lo tanto es una de las mejores opciones que imitan el infarto de miocardio humano.Esta técnica es adecuada para modelar el infarto de miocardio y el mayor fracaso dependiendo de la disección del área isquémica. Comience colocando al animal anestesiado en la mesa de operaciones en posición supina y fije las extremidades a la mesa con cinta adhesiva o vendaje. Coloque las sondas de electrocardiograma por vía subcutánea en las extremidades de los animales para registrar los cambios en el segmento ST, las ondas T y la frecuencia cardíaca durante el procedimiento experimental.Coloque el oxímetro de pulso en la lengua o en una esquina del labio del animal y el manguito de presión no invasivo en la extremidad. Mida la temperatura con una sonda esofágica. Limpie el área femoral derecha con jabón quirúrgico seguido de una solución antiséptica de povidona-yodo y alcohol tres veces en condiciones estériles.Lávese las manos quirúrgicamente y use bata estéril y guantes estériles. Luego cubra al animal con una cortina quirúrgica estéril. Enjuague el alambre con punta J de la vaina vascular de la aguja, el catéter guía, el microcatéter de alambre guía y el kit del colector de inyección del medio de contraste con solución salina heparinizada.Localice la bifurcación entre las arterias femorales superficiales y profundas mediante ultrasonido. Coloque el transductor de dos a tres centímetros proximal a la bifurcación en la arteria femoral común y alinee el centro del transductor con la arteria femoral común. Ahora coloque la aguja en el centro del transductor y perfore la arteria a una angulación de aproximadamente 45 grados.Posteriormente, inserte una vaina vascular de seis franceses utilizando la técnica de Seldinger modificada y administre heparina a través de la vaina. Comience insertando el alambre de punta en J en el catéter guía JR4r y avance el cable a través de la vaina hacia la aorta ascendente. Coloque el catéter sobre la superficie valvular.Después de retirar el cable, conecte el catéter al sistema del colector de inyección y purgue todo el sistema. Bajo fluoroscopia, conecte el catéter en la arteria coronaria principal izquierda e inyecte 10 mililitros de medio de contraste yodado para visualizar el sistema coronario izquierdo. Realizar angiogramas en las proyecciones oblicuas anteriores izquierdas de 40 grados y en las proyecciones oblicuas anteriores derechas de 30 grados.Bajo guía fluoroscópica, avance el alambre guía de 0.014 pulgadas premontado en el microcatéter a la arteria coronaria circunfleja media izquierda anterior descendente o circunfleja izquierda distal. Bajo guía fluoroscópica, avance el microcatéter a través del cable hasta la ubicación deseada donde se debe desplegar el implante de bobina. Retire el cable y seleccione la bobina.Entregue la bobina a través de microcatéter e inyecte lentamente cinco mililitros de medio de contraste yodado bajo fluoroscopia para visualizar la posición correcta de la bobina. Coloque el alambre en una rama lateral para realizar inyecciones de control y para garantizar el acceso a la arteria si es necesario implantar una segunda bobina. Espere a que la bobina trombose y ocluya la arteria.57 cerdos se sometieron a implantación de bobina coronaria y su angiografía mostró infarto de miocardio en la rama marginal circunfleja izquierda distal o arteria coronaria descendente anterior izquierda distal. La mortalidad de este modelo estuvo relacionada con el 19% con complicaciones del IM.El análisis por resonancia magnética de la rama marginal circunfleja izquierda y los infartos coronarios descendentes anteriores izquierdos distales se realizó en todos los animales 30 días después del infarto de miocardio. El despliegue de la bobina en la arteria coronaria marginal circunfleja izquierda afectó a la pared lateral del ventrículo izquierdo.Mientras que el tabique intraventricular es la zona más afectada en la colocación coronaria descendente anterior izquierda distal. Las áreas infartadas después del desarrollo de la bobina en la arteria coronaria marginal circunfleja izquierda y la coronaria descendente anterior izquierda distal también se confirmaron después de la seccionamiento cardíaco. Los pasos más importantes incluyen, primero, colocar el microcatéter en la posición correcta.Segundo, elegir el tamaño correcto de la bobina y tercero para entregarlo correctamente. Gracias a este modelo, los investigadores pueden explorar nuevas terapias y estudiar el mecanismo fisiopatológico del infarto de miocardio.

myocardial-infarction-percutaneous-embolization-coil-deployment-swine

Research

Investigación

JoVE Journal

Medicine

Medicina

Este protocolo describe el modelo porcino infarto de miocardio (IM) con un 90 min a tórax cerrado oclusión coronaria con balón de la arteria descendente anterior izquierda (LAD), seguido de reperfusión. Por otra parte, el protocolo para varios parámetros de resultado, como la función cardiaca, hemodinámica, la resistencia microvascular, y el tamaño del infarto, también se presentan.

Infarto de miocardio y la evaluación de resultados funcionales en los cerdos

Hemos desarrollado un modelo porcino para la administración dirigida de agentes farmacológicos dentro del espacio/líquido pericárdico. Con este enfoque, se pueden investigar los beneficios relativos de los agentes administrados sobre la fibrilación auricular inducida, los períodos refractarios relativos y/o la protección isquémica.

Prueba de la eficacia de los agentes farmacológicos en un modelo de entrega de destino pericárdico en la producción porcina

la evaluación del resultado fiable y precisa es la clave para la traducción de las terapias preclínicos en el tratamiento clínico. El presente documento describe la forma de evaluar tres parámetros de resultado primaria clínicamente relevantes de la función cardiaca y daños en un modelo porcino de infarto de miocardio agudo.

La evaluación de resultado primaria en un modelo porcino de infarto agudo de miocardio

Aquí demostramos un protocolo para estandarizar los procedimientos de muestreo de un modelo establecido de porcino de infarto agudo de miocardio con el fin de aumentar su valor traslacional en la comprensión de la fisiopatología de la isquemia/reperfusión miocárdica y para probar a nuevos fármacos candidatos.

Mejora de un modelo de infarto de miocardio porcino pecho cerrado por normalización del tejido y procedimientos de muestreo de sangre

Buscamos establecer un modelo porcino de insuficiencia cardíaca inducida por la obstrucción de la arteria circunfleja izquierda y un ritmo rápido para probar el efecto y la seguridad de la administración intramiocardial de células madre para terapias basadas en células.

Establecer un modelo porcino de infarto de infarto post-miocardio insuficiencia cardíaca para el tratamiento de células madre

Describimos una técnica novedosa, rentable y eficiente para la entrega percutánea de implantes coronarios impresos tridimensionalmente para crear modelos porcinos de pecho cerrado de cardiopatía isquémica. Los implantes se fijaron en su lugar utilizando un catéter de extensión de madre e hijo con alta tasa de éxito.

Nuevo enfoque percutáneo para el despliegue de implantes de estenosis coronaria impresa en 3D en modelos porcinos de cardiopatía isquémica

El objetivo general del estudio actual es presentar las técnicas de inducción del infarto de miocardio (MI) y la insuficiencia cardíaca de infarto post-miocárdico (post-MI HF) en minipigs Göttingen de pecho cerrado y la caracterización del modelo HF post-MI en minipigs de Gotinga en comparación con los cerdos Landrace.

Insuficiencia cardíaca de infarto post-miocárdico en el modelo de oclusión coronaria/reperfusión coronaria de pecho cerrado en Göttingen Minipigs y Cerdos Landrace

El presente protocolo describe tres métodos de administración de agentes terapéuticos cardioactivos en un modelo porcino. Las hembras de cerdo criollo recibieron tratamiento mediante: (1) toracotomía e inyección transepicárdica, (2) inyección transendocárdica basada en catéter o (3) infusión intravenosa a través de una minibomba osmótica de la vena yugular.

Administración de terapias cardioactivas en un modelo de infarto de miocardio porcino

En este estudio se presenta un modelo porcino de embolia pulmonar (EP) utilizando grandes émbolos autólogos que replican la embolia pulmonar aguda de riesgo intermedio. El modelo es adecuado para la evaluación tanto de la fisiopatología como de las respuestas al tratamiento.

Un modelo porcino de embolia pulmonar autóloga aguda

El modelo de rata con infarto agudo de miocardio (IAM) es útil para estudiar las consecuencias de un infarto de miocardio en la función cardíaca fisiopatológicos y fisiológicos.

Infarto agudo de miocardio en ratas

Aprende a inducir infarto de miocardio en cerdos mediante embolización percutánea con bobina, evitando cirugía torácica abierta. Este modelo reproducible facilita el estudio de mecanismos fisiopatológicos y terapias cardiovasculares.

Infarto de miocardio por despliegue de bobina de embolización percutánea en un modelo porcino

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