Name: Realización de miografía de impedancia eléctrica in vivo y ex vivo en roedores (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2022-06-08T13:10:00.000+00:00
Duration: 5 min 44 s
Description: Aprende a realizar miografía de impedancia eléctrica in vivo y ex vivo en roedores. Esta técnica no invasiva evalúa la condición muscular cuantitativamente, sirviendo como biomarcador diagnóstico en estudios terapéuticos de enfermedades neuromusculares.

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Este trabajo fue apoyado por Charley's Fund y NIH R01NS055099.

Todos los métodos descritos aquí han sido aprobados por el Comité Institucional de Cuidado y Uso de Animales del Centro Médico Beth Israel Deaconess bajo los números de protocolo (031-2019; 025-2019). Use el equipo de EPP adecuado para manejar animales y cumpla con las pautas de IACUC para todo el trabajo con animales.
1. EIM superficial in vivo
<ol><li>Coloque al animal en una caja de anestesia para inducir la anestesia. NOTA: Para ratas, se utilizó isoflurano 1.5% -3.5% y 2 O 2 L·min-1, y para ratones, isoflurano al 2% y 1 O2 L·min-1.</li>
	<li>Una vez completamente anestesiado, como indica la ausencia de respuesta tras pellizcar el pie del animal, colocar el ratón en el banco en decúbito prono y utilizar el cono nasal para mantener la anestesia utilizando isoflurano al 1,5% y un flujo de oxígeno de 1 L·min-1.</li>
	<li>Coloque la pata del animal a analizar en un ángulo de 45° con la articulación de la cadera (rodilla extendida) y asegure el pie con cinta médica.</li>
	<li>Use un cortapelos para recortar el pelaje que se superpone al músculo gastrocnemio.</li>
	<li>Aplique una capa gruesa de crema depilatoria sobre la piel del animal y déjelo reposar durante 1 minuto. Luego, use una gasa saturada de solución salina para eliminar el agente depilatorio. Repita este proceso hasta tres veces hasta que se elimine todo el pelaje que recubre el músculo gastrocnemio. NOTA: Coloque una gasa empapada en solución salina sobre la piel cuando no se adquieran mediciones para prevenir la deshidratación de la piel.</li>
	<li>Conecte la matriz de superficie (Figura 1) al dispositivo EIM y deje que los electrodos descansen sobre un trozo de gasa empapado en solución salina.</li>
	<li>Coloque la matriz superficial directamente sobre la piel sobre el músculo gastrocnemio, orientada longitudinalmente a las fibras musculares.</li>
	<li>Después de verificar el contacto apropiado, que se indica con todas las barras que aparecen en verde en el software que muestran la estabilidad de los valores de resistencia, reactancia y fase de 50 kHz, adquiera las mediciones EIM. NOTA: Las curvas deben verificarse en tiempo real para garantizar la adquisición adecuada de datos.</li>
	<li>Gire la matriz de superficie 90° y vuelva a colocarla sobre la piel sobre el gastrocnemio para obtener las medidas transversales (compruebe si hay barras verdes que indiquen la estabilidad).</li>
	<li>Repita los pasos 1.7, 1.8 y 1.9 para obtener un total de cuatro mediciones por músculo: dos longitudinales y dos transversales. NOTA: No use un agente depilatorio más de una vez (es decir, hasta tres aplicaciones en el mismo caso) cada dos semanas para prevenir la irritación excesiva de la piel y lesiones. Es importante realizar las mediciones dentro de los 5-10 minutos posteriores a la retirada de la crema depilatoria, ya que el desarrollo de edema cutáneo localizado inducido por el agente depilatorio puede afectar los datos de impedancia recogidos. La recuperación del animal es inmediata después de suspender la anestesia con isoflurano y el procedimiento no requiere tratamiento analgésico.</li>
</ol>2. Matriz de agujas in vivo EIM
<ol><li>Anestesiar al animal y preparar la pata utilizando el mismo procedimiento descrito en los pasos 1.1-1.4. Sin embargo, no es necesario utilizar un agente depilatorio cuando se realiza EIM in vivo utilizando una matriz de agujas.</li>
	<li>Conecte la matriz de agujas (Figura 2A-F) al dispositivo EIM y déjela reposar en un bote de pesaje que contenga solución salina. Compruebe la conectividad y la estabilidad de la señal (indicada por barras verdes).</li>
	<li>Desinfecte la piel y las agujas con alcohol. Coloque la matriz de agujas en una posición longitudinal en comparación con las miofibras y presiónela firmemente en la piel hasta que todas las agujas penetren en la piel y el músculo subyacente hasta el protector de plástico en la matriz. Adquirir datos.</li>
	<li>Retire suavemente la matriz y vuelva a insertarla a través de la piel y en el músculo en un ángulo de 90 ° con respecto a la primera medición, en la dirección transversal. Adquirir datos. NOTA: Cuando se utilizan matrices de agujas, las mediciones solo deben adquirirse una vez en cada dirección para reducir el impacto de los electrodos de aguja en la piel y el tejido muscular. Si se produce sangrado, limpie suavemente la sangre antes de realizar la segunda medición. La recuperación del animal es inmediata después de suspender la anestesia con isoflurano y el procedimiento no requiere tratamiento analgésico.</li>
</ol>3. EIM ex vivo 
<ol><li>Prepare la celda dieléctrica ex vivo (Figura 2G, H), agregue solución salina a la cámara y conecte la celda al dispositivo EIM para obtener los valores de referencia. NOTA: Los valores de fase y reactancia de la solución salina deben permanecer constantes en o cerca de cero y los valores de resistencia de la solución salina deben permanecer constantes en aproximadamente 100 ± 25 Ω en el rango de frecuencias de 1 kHz a 1 MHz.</li>
	<li>Eutanasia del animal de acuerdo con las respectivas directrices de IACUC.</li>
	<li>Con un par de tijeras, corte la piel cerca del tendón de Aquiles. Usando pinzas, tire de la piel en un movimiento hacia arriba para revelar los músculos subyacentes y la fascia. Diseccionar suavemente el bíceps femoral que se superpone al músculo gastrocnemio y seccionar el nervio ciático.</li>
	<li>Corte el tendón de Aquiles para liberar el extremo distal de los músculos gastrocnemio y sóleo y tire suavemente del tendón hacia arriba mientras usa tijeras para quitar cualquier accesorio. Una vez que se retiren todos los accesorios, use tijeras para cortar el extremo rostral del músculo sóleo y retirarlo.</li>
	<li>Use tijeras para diseccionar las cabezas del músculo gastrocnemio alrededor de la rótula. NOTA: Después de la extirpación del músculo gastrocnemio, es importante recordar la orientación original de las miofibras.</li>
	<li>Coloque el músculo gastrocnemio en una lámina de cera dental y seccionarlo con una cuchilla de afeitar y una regla para obtener una sección de 10 mm x 10 mm desde el centro del músculo gastrocnemio. NOTA: El tamaño de la celda dieléctrica se puede personalizar. Para ratas, se utilizó una celda de 10 mm x 10 mm y para ratones, se utilizó una celda de 5 mm x 5 mm.</li>
	<li>Usando pinzas, coloque suavemente el gastrocnemio en las células dieléctricas, asegurándose de que las fibras estén orientadas longitudinalmente (es decir, las extremidades caudales y rostrales deben tocar los electrodos). Asegúrese de que el músculo esté completamente en contacto con los electrodos metálicos.</li>
	<li>Acople la parte superior de la celda dieléctrica e inserte dos agujas monopolares (26 G) en los dos orificios. Conecte los cables del dispositivo EIM a la celda ex vivo en el siguiente orden: (1: I +, 2: V +, 3: V-, 4: I-, donde I representa los electrodos de corriente y V representa los electrodos de voltaje). Adquirir la medida longitudinal.</li>
	<li>Abra la celda dieléctrica y reoriente el músculo en la dirección transversal girándolo 90 °. Vuelva a conectar la parte superior de la celda dieléctrica. Adquirir la medida transversal.</li>
</ol>

<ol><li>Rutkove, S. B., Sanchez, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electrical+impedance+methods+in+neuromuscular+assessment%3A+An+overview%5BTitle%5D)+AND+%22Cold+Spring+Harbor+Perspectives+in+Medicine%22%5BJournal%5D)">Electrical impedance methods in neuromuscular assessment: An overview.</a> Cold Spring Harbor Perspectives in Medicine. 9 (10), 034405(2019).</li>
<li>Rutkove, S. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electrical+impedance+myography%3A+Background%2C+Current+State%2C+and+Future+Directions%5BTitle%5D)+AND+%22Muscle+%26+Nerve%22%5BJournal%5D)">Electrical impedance myography: Background, Current State, and Future Directions.</a> Muscle & Nerve. 40, 936-946 (2009).</li>
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<li>Rutkove, S. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electrical+impedance+myography+for+assessment+of+Duchenne+muscular+dystrophy%5BTitle%5D)+AND+%22Annals+of+Neurology%22%5BJournal%5D)">Electrical impedance myography for assessment of Duchenne muscular dystrophy.</a> Annals of Neurology. 81 (5), 622-632 (2017).</li>
<li>Semple, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Using+electrical+impedance+myography+as+a+biomarker+of+muscle+deconditioning+in+rats+exposed+to+micro-+and+partial-gravity+analogs%5BTitle%5D)+AND+%22Frontiers+in+Physiology%22%5BJournal%5D)">Using electrical impedance myography as a biomarker of muscle deconditioning in rats exposed to micro- and partial-gravity analogs.</a> Frontiers in Physiology. 11, 557796(2020).</li>
<li>Kortman, H. G. J., Wilder, S. C., Geisbush, T. R., Narayanaswami, P., Rutkove, S. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Age-+and+gender-associated+differences+in+electrical+impedance+values+of+skeletal+muscle%5BTitle%5D)+AND+%22Physiological+Measurement%22%5BJournal%5D)">Age- and gender-associated differences in electrical impedance values of skeletal muscle.</a> Physiological Measurement. 34 (12), 1611-1622 (2013).</li>
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<li>Kapur, K., Nagy, J. A., Taylor, R. S., Sanchez, B., Rutkove, S. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Estimating+myofiber+size+with+electrical+impedance+myography%3A+a+study+in+amyotrophic+lateral+sclerosis+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Muscle+and+Nerve%22%5BJournal%5D)">Estimating myofiber size with electrical impedance myography: a study in amyotrophic lateral sclerosis mice.</a> Muscle and Nerve. 58 (5), 713-717 (2018).</li>
<li>Mortreux, M., Semple, C., Riveros, D., Nagy, J. A., Rutkove, S. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electrical+impedance+myography+for+the+detection+of+muscle+inflammation+induced+by+%CE%BB-carrageenan%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+ONE%22%5BJournal%5D)">Electrical impedance myography for the detection of muscle inflammation induced by λ-carrageenan.</a> PLoS ONE. 14 (10), 0223265(2019).</li>
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<li>Pandeya, S. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Estimating+myofiber+cross-sectional+area+and+connective+tissue+deposition+with+electrical+impedance+myography%3A+A+study+in+D2-mdx+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Muscle+%26+Nerve%22%5BJournal%5D)">Estimating myofiber cross-sectional area and connective tissue deposition with electrical impedance myography: A study in D2-mdx mice.</a> Muscle & Nerve. 63 (6), 941-950 (2021).</li>
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</ol>

S. B. Rutkove tiene participación y se desempeña como consultor y asesor científico de Myolex, Inc., una compañía que diseña dispositivos de impedancia para uso clínico y de investigación, y el sistema mView utilizado aquí. También es miembro del Consejo de Administración de la compañía. La compañía también tiene la opción de licenciar la tecnología de impedancia patentada de la cual S. B. Rutkove es nombrado como inventor. Los otros autores no tienen otras afiliaciones relevantes o participación financiera con ninguna organización o entidad con un interés financiero o conflicto financiero con el tema o los materiales discutidos en el manuscrito, aparte de los divulgados.

Este artículo proporciona los métodos básicos para realizar EIM en roedores, tanto in vivo como ex vivo. Para adquirir mediciones confiables, es fundamental realizar una serie de pasos. Primero, uno necesita identificar adecuadamente el músculo de interés, ya que cada músculo tendrá diferentes respuestas a enfermedades, tratamiento y patología. Uno debe ser consciente de que los datos adquiridos en un músculo (por ejemplo, gastrocnemio) no proporcionarán la misma información que en otro músculo (por eje...

La miografía de impedancia eléctrica (EIM) proporciona un método poderoso para evaluar la condición muscular, lo que potencialmente permite el diagnóstico de trastornos neuromusculares, el seguimiento de la progresión de la enfermedad y la evaluación de la respuesta a la terapia 1,2,3. Se puede aplicar de manera análoga a modelos de enfermedades animales y humanos, lo que permite una traducción relativamente fluida de estudios preclínicos a clínicos. Las mediciones de EIM se obtienen fácilmente utilizando cuatro electrodos colocados linealmente, con los dos externos aplicando una corriente eléctrica débil e indolora en un rango de frecuencias (generalmente entre 1 kHz y aproximadamente 2 MHz), y los dos internos registrando los voltajes resultantes1. A partir de estos voltajes, se pueden obtener las características de impedancia del tejido, incluida la resistencia (R), una medida de cuán difícil es que la corriente pase a través del tejido, y la reactancia (X) o "cargabilidad" del tejido, una medida relacionada con la capacidad del tejido para almacenar carga (capacitancia). A partir de la reactancia y la resistencia, el ángulo de fase (θ) se calcula mediante la siguiente ecuación: <img alt="Equation 1" src="/files/ftp_upload/63513/63513eq01.jpg" style="margin: auto;">, proporcionando una única medida de impedancia sumativa. Dichas mediciones se pueden obtener utilizando cualquier dispositivo de bioimpedancia multifrecuencia. Como las miofibras son esencialmente cilindros largos, el tejido muscular también es altamente anisótropo, con corriente que fluye más fácilmente a lo largo de las fibras que a través de ellas 4,5. Por lo tanto, EIM a menudo se realiza en dos direcciones: con la matriz colocada a lo largo de las fibras de tal manera que la corriente corre paralela a ellas, y a través del músculo de tal manera que la corriente fluye perpendicular a ellas. Además, en las mediciones ex vivo, donde se mide un volumen conocido de tejido en una celda de medición de impedancia, se pueden derivar las propiedades eléctricas inherentes del músculo (es decir, la conductividad y la permitividad relativa)6.
El término "trastornos neuromusculares" define una amplia gama de enfermedades primarias y secundarias que conducen a la alteración y disfunción muscular estructural. Esto incluye la esclerosis lateral amiotrófica y varias formas de distrofia muscular, así como cambios más simples relacionados con el envejecimiento (por ejemplo, sarcopenia), atrofia por desuso (por ejemplo, debido a reposo prolongado en cama o microgravedad) o incluso lesiones7. Si bien las causas son abundantes y pueden originarse en la neurona motora, los nervios, las uniones neuromusculares o el músculo en sí, EIM se puede usar para detectar alteraciones tempranas en el músculo debido a muchos de estos procesos y para rastrear la progresión o la respuesta a la terapia. Por ejemplo, en pacientes con distrofia muscular de Duchenne (DMD), EIM ha demostrado detectar la progresión de la enfermedad y la respuesta a los corticosteroides8. Trabajos recientes también han demostrado que EIM es sensible a diferentes estados de desuso, incluida la gravedad fraccional9, como se experimentaría en la Luna o Marte, y los efectos del envejecimiento10,11. Finalmente, mediante la aplicación de algoritmos predictivos y de aprendizaje automático al conjunto de datos obtenidos con cada medición (datos multifrecuencia y dependientes direccionalmente), es posible inferir aspectos histológicos del tejido, incluyendo el tamaño de la miofibra 12,13, los cambios inflamatorios y edema 14, y el tejido conectivo y el contenido de grasa 15,16.
Varios otros métodos no invasivos o mínimamente invasivos también se utilizan para evaluar la salud muscular en humanos y animales, incluyendo la electromiografía con aguja17 y tecnologías de imagen como la resonancia magnética, la tomografía computarizada y el ultrasonido18,19. Sin embargo, EIM demuestra beneficios distintos en comparación con estas tecnologías. Por ejemplo, la electromiografía registra solo las propiedades eléctricas activas de las membranas de miofibras y no las propiedades pasivas, y por lo tanto no puede proporcionar una verdadera evaluación de la composición o estructura muscular. En cierto sentido, los métodos de imagen están más estrechamente relacionados con EIM, ya que también proporcionan información sobre la estructura y composición del tejido. Pero, en cierto sentido, proporcionan demasiados datos, lo que requiere una segmentación detallada de la imagen y un análisis experto en lugar de simplemente proporcionar una salida cuantitativa. Además, dadas sus complejidades, las técnicas de imagen también se ven muy afectadas por las características específicas tanto del hardware como del software que se utilizan, lo que idealmente requiere el uso de sistemas idénticos para que se puedan comparar los conjuntos de datos. Por el contrario, el hecho de que EIM sea mucho más simple significa que se ve menos afectado por estos problemas técnicos y no requiere ninguna forma de procesamiento de imágenes o análisis experto.
El siguiente protocolo demuestra cómo realizar EIM in vivo en ratas y ratones, utilizando técnicas no invasivas (matriz de superficie) y mínimamente invasivas (matriz de agujas subdérmicas), así como EIM ex vivo en músculo recién extirpado.

<table><tbody><tr><td>Impresora 3D</td><td>Formlabs Inc.</td><td>Forma 2 Impresora</td><td>3D</td>de escritorio</tr><tr><td>Impresora 3D</td><td>Shenzhen Creality 3D Technology Co. LTD</td><td>Impresora 3D</td><td>Creality Ender 3 V2</td></tr><tr><td>Cinta quirúrgica 3M Micropore</td><td>Fisher</td><td>19-027761 y 19-061655</td><td>modelos 1530-0 y 1530-1</td></tr><tr><td>Cinta quirúrgica 3M TRANSPORE</td><td>Fisher</td><td>18-999-380 y 18-999-381</td><td>modelos 1527-0 y 1527-1</td></tr><tr><td>Cabezal de conector vertical 10 POS Espaciado</td> <td>de 1 mmDigi-Key (solución de conector Sullins)</td><td>S9214-ND (SMH100-LPSE-S10-ST-BK)</td><td>Espaciador de plástico Orificios de 1 mm para la matriz in vivo de la rata que se muestra en la Figura 2A</td></tr><tr><td>Aplicadores con punta de algodón</td><td>Fisher</td><td>22-363-172</td><td></td></tr><tr><td>Cera dental</td><td>Fisher</td><td>NC9377103</td><td></td></tr><tr><td>Agente depilatorio</td><td>NAIR</td><td>NA</td><td>Loción depilatoria con aceite suavizante para bebés</td></tr><tr><td>Pinzas de #7b Dumont</td><td>Fine Herramientas científicas</td><td>n.º 11270-20</td><td>Utilizado para la disección, Estilo: #7b, Forma de la punta: Curvada, Puntas: Estándar, Dimensiones de la punta: 0,17 mm x 0,1 mm, Aleación/Material: Inox, Longitud: 11 cm</td></tr><tr><td>Calibrador digital electrónico</td><td>Fisher</td><td>14-648-17</td><td>Se utiliza para medir las dimensiones del músculo gastrocnemio</td></tr><tr><td>Adhesivo epoxi cartucho doble 4 min vida útil</td><td>Devcon</td><td>serie 14265, modelo 2217</td><td>Pegamento utilizado en la matriz in vivo de rata que se muestra en la Figura 2A</td></tr><tr><td>Célula de impedancia dieléctrica ex vivo</td><td>Las</td><td></td><td>pilas dieléctricas NA personalizadas se imprimieron en 3D en el laboratorio de Rutkove</td></tr><tr><td>Pinzas Graefe</td><td>Fine Science Tools</td><td>Nº 11051-10</td><td>Se utiliza para que el músculo se coloque y ajuste, Longitud: 10 cm, Forma de la punta: Curvada, Puntas: Dentadas, Ancho de la punta: 0,8 mm, Dimensiones de la punta: 0,8 mm x 0,7 mm, aleación/material</td></tr><tr><td>Cortapelos</td><td>Amazon</td><td>NA</td><td>Wahl animal profesional BravMini+</td></tr><tr><td>Impedancia Animal Sistema</td><td>Myolex</td><td>EIM1103</td><td>mView: dispositivo de miografía de impedancia eléctrica en investigación para uso en investigación con animales</td></tr><tr><td>Matrices de agujas in vivo</td><td>NA personalizado</td><td></td><td>Matrices personalizadas con agujas subdérmicas de 27 G de Ambu. La construcción se finalizó utilizando una impresora 3D en el laboratorio de Rutkove</td></tr><tr><td>Matriz de superficie in vivo</td><td>Custom</td><td>NA</td><td>La matriz de superficie in vivo se imprimió y ensambló en el laboratorio de Rutkove</td></tr><tr><td>Isoflurano</td><td>Patterson Suministros veterinarios</td><td>07-893-8441 (NDC: 46066-755-04)</td><td>Pivetal - Botella de 250 mL</td></tr><tr><td>Gasa no tejida</td><td>Fisher</td><td>22-028-559</td><td>Pesaje</td></tr> de <tr><td>poliestireno de 2 x 2 pulgadas Platos</td><td>Fisher</td><td>S67090A</td><td>Dimensiones (largo x ancho x alto): 88,9 mm x 88,9 mm x 25,4 mm</td></tr><tr><td>Hojas de afeitar</td><td>Fisher</td><td>12-640</td><td>Se utilizan para cortar músculo a las dimensiones correctas, Hojas de acero al carbono de un solo filo</td></tr><tr><td>Tijeras finas para estudiantes Herramientas</td> de <td>ciencia fina</td><td>No. 91460-11</td><td>Utilizadas para la disección, Puntas: Afiladas-afiladas, Aleación/Material: Acero inoxidable para estudiantes, Dentado: No, Forma de la punta: recta, Filo cortante: 20 mm, Longitud: 11,5 cm, Característica: Calidad</td></tr><tr><td>de estudiante Agujas subdérmicas 27 G Neuroline</td><td>Ambu</td><td>745 12-50/24</td><td>Agujas utilizadas en la matriz in vivo de ratas que se muestra en la Figura 2A</td></tr><tr><td>Tijeras quirúrgicas - Sharp</td><td>Fine Science Tools</td><td>No. 14002-13</td><td>Utilizadas para cortar la piel, Puntas: Afiladas-afiladas, Aleación/Material: Acero inoxidable, Dentado: No, Forma de la punta: recta, Filo: 42 mm, Longitud: </td></tr><tr><td>Electrodos de aguja monopolar TECA ELITE</td> de 13 cm <td>Natus</td><td>902-DMG50-S</td> de <td>0,46 mm de diámetro (26 G). Cubo azul</td></tr><tr><td>Teknova solución salina al 0,9%</td><td>Fisher</td><td>S5815</td><td>1000 mL estéril</td></tr></tbody></table>

realización de miografía de impedancia eléctrica in vivo y ex vivo en roedores

Performing In Vivo and Ex Vivo Electrical Impedance Myography in Rodents

La miografía de impedancia eléctrica (EIM) es una técnica conveniente que se puede utilizar en estudios preclínicos y clínicos para evaluar la salud y la enfermedad del tejido muscular. EIM se obtiene aplicando una corriente eléctrica de baja intensidad, enfocada direccionalmente, a un músculo de interés en un rango de frecuencias (es decir, de 1 kHz a 10 MHz) y registrando los voltajes resultantes. A partir de estos, se obtienen varios componentes de impedancia estándar, incluyendo la reactancia, la resistencia y la fase. Al realizar mediciones ex vivo en el músculo extirpado, también se pueden calcular las propiedades eléctricas pasivas inherentes del tejido, a saber, la conductividad y la permitividad relativa. EIM se ha utilizado ampliamente en animales y humanos para diagnosticar y rastrear alteraciones musculares en una variedad de enfermedades, en relación con la atrofia simple por desuso, o como una medida de intervención terapéutica. Clínicamente, EIM ofrece el potencial de rastrear la progresión de la enfermedad a lo largo del tiempo y evaluar el impacto de las intervenciones terapéuticas, ofreciendo así la oportunidad de acortar la duración del ensayo clínico y reducir los requisitos de tamaño de la muestra. Debido a que se puede realizar de forma no invasiva o mínimamente invasiva en modelos animales vivos, así como en humanos, EIM ofrece el potencial de servir como una nueva herramienta traslacional que permite el desarrollo preclínico y clínico. Este artículo proporciona instrucciones paso a paso sobre cómo realizar mediciones de EIM in vivo y ex vivo en ratones y ratas, incluidos enfoques para adaptar las técnicas a condiciones específicas, como para su uso en cachorros o animales obesos.

EIM se puede obtener en muchas condiciones, incluyendo matrices de superficie in vivo (Figura 1), matrices de aguja in vivo (Figura 2A-F) y células dieléctricas ex vivo (Figura 2G, H).
EIM proporciona una instantánea casi instantánea de la condición muscular basada en los valores de impedancia medidos. Las mediciones se adquiere...

Este artículo detalla cómo realizar una miografía de impedancia eléctrica in vivo (usando matrices de electrodos de superficie y aguja) y ex vivo (usando una celda dieléctrica) en el músculo gastrocnemio de roedores. Demostrará la técnica tanto en ratones como en ratas y detallará las modificaciones disponibles (es decir, animales obesos, cachorros).

Realización de miografía de impedancia eléctrica in vivo y ex vivo en roedores

Electrical impedance myography (EIM) is a convenient technique that can be used in preclinical and clinical studies to assess muscle tissue health and ...

La miografía de impedancia eléctrica es una técnica mínimamente invasiva para evaluar la condición muscular. Proporciona un índice cuantitativo de la salud muscular que sirve como herramienta de diagnóstico o biomarcador. Por lo tanto, la técnica es cuantitativa, rápida y no requiere un análisis detallado de imágenes, por lo que puede servir como un biomarcador conveniente del estado de la enfermedad en un estudio terapéutico.Otro aspecto útil de la miografía de impedancia eléctrica es que es sensible a la mayoría de los tipos de patología del músculo esquelético. Los valores anormales de la miografía de impedancia eléctrica pueden revelar alteraciones histológicas subyacentes. Para las mediciones de la superficie, la piel debe estar bien preparada.Uno tiene que familiarizarse con la apariencia de los artefactos de impedancia de contacto y volver a medir si es necesario. Para comenzar, coloque el mouse en el banco en posición prona después de confirmar la ausencia de respuesta durante la prueba de pellizco del dedo del pie. Coloque la pata del animal a analizar en un ángulo de 45 grados con la rodilla extendida y asegure el pie con cinta médica.Recorte el pelaje que cubre el músculo gastrocnemio con un cortapelos y aplique una capa gruesa de crema depilatoria sobre la piel del animal durante un minuto. Retire el agente depilatorio con la gasa saturada de solución salina y repita este proceso hasta tres veces hasta que se elimine todo el pelaje que recubre el músculo gastrocnemio. Conecte la matriz de superficie al dispositivo de micografía de impedancia eléctrica y deje que los electrodos descansen sobre un trozo de gasa empapado en solución salina.Coloque la matriz de superficie directamente sobre la piel, sobre el músculo gastrocnemio orientado longitudinalmente a las fibras musculares. Compruebe el contacto adecuado comprobando que todas las barras aparecen en verde en el software con la estabilidad de los valores de resistencia, reactancia y fase de 50 kilohercios. Luego adquiera las mediciones de Miografía de Impedancia Eléctrica.Gire la matriz de superficie 90 grados y vuelva a colocarla sobre la piel sobre el gastrocnemio para obtener las medidas transversales. Conecte la matriz de agujas al dispositivo de miografía de impedancia eléctrica y deje que la matriz de electrodos descanse en un bote de pesaje que contenga solución salina. A continuación, compruebe la conectividad y la estabilidad de la señal.Coloque la matriz de agujas en una posición longitudinal en comparación con las fibras my y presiónela firmemente en la piel hasta que todas las agujas penetren en la piel y el músculo subyacente hasta el protector de plástico en la matriz. Adquiera los datos. Retire suavemente la matriz y vuelva a insertarla a través de la piel y en el músculo en un ángulo de 90 grados en relación con la primera medición en la dirección transversal.Luego adquiera estos datos. Para la miografía de impedancia eléctrica ex vivo, prepare la celda dieléctrica ex vivo, agregue solución salina a la cámara y conecte la celda al dispositivo de miografía de impedancia eléctrica para obtener los valores de referencia. Coloque el músculo gastrocnemio en una lámina de cera dental y seccionarlo con una hoja de afeitar en una regla para obtener una sección de 10 milímetros por 10 milímetros para ratas.Y sección de cinco milímetros por cinco milímetros para ratones desde el centro del músculo gastrocnemio. Coloque suavemente el gastrocnemio en las células dialécticas usando pinzas, asegurándose de que las fibras estén orientadas longitudinalmente y que el músculo esté completamente en contacto con los electrodos metálicos. Coloque la parte superior de la celda dialéctica e inserte dos agujas monopolares de calibre 26 en los dos agujeros.Conecte los cables del dispositivo de micografía de impedancia eléctrica a la celda ex vivo en el orden mencionado en el manuscrito. Luego adquiera la medida longitudinal. Abra la célula dialéctica y reoriente el músculo en la dirección transversal girándolo 90 grados.Vuelva a colocar la parte superior de la celda dialéctica y adquiera la medida transversal. La miografía de impedancia eléctrica se puede obtener en muchas condiciones con matrices de superficie in vivo, matrices de aguja in vivo y células dialécticas ex vivo. Se muestran curvas representativas para la superficie E I M para fase, reactancia y resistencia para longitudinal en mediciones transversales.Algunas irregularidades, que generalmente están relacionadas con problemas de contacto, pueden resultar en valores extremos observados a bajas frecuencias. Se muestra un gráfico que muestra la reactancia como una función de resistencia y las direcciones longitudinales y transversales. Una buena preparación de la piel es crucial para las mediciones de la superficie.No puede quedar pelaje. Repita la eliminación de pieles, la aplicación de solución salina y la medición si se identifica un artefacto de contacto. La miografía de impedancia eléctrica permite una evaluación mejorada del estado de la enfermedad y los efectos de la terapia en modelos de roedores, lo que ayuda a acelerar la identificación de nuevas terapias prometedoras para el tratamiento de enfermedades neuromusculares.

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Research

Investigación

JoVE Journal

Biology

Biología

Este video muestra el procedimiento para registrar el potencial de acción muscular compuesto (CMAP) en ratas mediante la aplicación de estímulos eléctricos al nervio cubital, el ajuste de electrodos para una señal óptima y el aumento de la estimulación para evaluar la funcionalidad del nervio. Este método permite la investigación in vivo de las funciones de los nervios periféricos en los trastornos neurológicos.

Medición in vivo del potencial de acción muscular compuesto en una rata

Fuente: Jensen, V. N., et al. Medición repetida de la actividad muscular respiratoria y la ventilación en modelos murinos de enfermedad neuromuscular. J. Vis. Exp. (2017). Este video muestra el método para registrar señales simultáneas de pletismografía y electromiografía en un modelo de ratón ELA que se mueve libremente. El procedimiento implica el uso de electrodos implantados y un transmisor para capturar la actividad muscular, junto con una cámara de pletismografía para monitorear los...

Registro simultáneo de pletismografía y electromiografía en un modelo de ratón con ELA

Las mediciones de las propiedades de conducción nerviosa in vivo ejemplo de una poderosa herramienta para caracterizar diversos modelos animales de enfermedades neuromusculares. A continuación, presentamos un protocolo sencillo y fiable por lo cual el análisis electrofisiológico en los nervios ciáticos de ratones anestesiados se puede realizar.

En Vivo electrofisiológicos mediciones sobre los nervios ciáticos de ratones

La excitabilidad axonal técnicas proporcionan una poderosa herramienta para analizar la fisiopatología y los cambios biofísicos que preceden acontecimientos degenerativos irreversibles. Este manuscrito muestra el uso de estas técnicas en el nervio cubital de ratas anestesiados.

En Vivo Medición electrofisiológica del nervio cubital con la excitabilidad Axonal prueba rata

La medición de la conducción nerviosa es una herramienta útil para evaluar modelos de neurodegeneración ratón pero es con frecuencia sólo se aplica para estimular el nervio ciático en miembros posteriores. Aquí, describimos una técnica para medir compuestos musculares potencial de acción (CMAP) en vivo en el ratón miembro anterior músculos inervados por el plexo braquial.

En Vivo Medición electrofisiológica de potencial de acción compuesto del músculo de las extremidades anteriores en modelos de ratón de la degeneración de la motoneurona

La evaluación clínica de la espasticidad basada en el reflejo de Hoffmann (reflejo H) y el uso de estimulación eléctrica de los nervios periféricos es un método establecido. Aquí, proporcionamos un protocolo para una estimulación nerviosa terminal y directa para la cuantificación del reflejo H en la pata delantera del ratón.

Mediciones terminales del reflejo H en ratones

Este artículo detalla la metodología para emular la producción de fuerza muscular in vivo durante experimentos de bucle de trabajo ex vivo utilizando un músculo "avatar" de un roedor de laboratorio para evaluar las contribuciones de los transitorios de deformación y la activación a la respuesta de la fuerza muscular.

"Avatar", un experimento modificado de bucle de trabajo ex vivo utilizando cepa y activación in vivo

En este estudio, demostramos un protocolo refinado de electromiografía de fibra única (SFEMG) para permitir la medición in vivo de la transmisión de la unión neuromuscular (NMJ) en modelos de roedores. Se describe un enfoque paso a paso de la técnica SFEMG para permitir la cuantificación de la variabilidad y el fracaso de la transmisión de NMJ en el músculo gastrocnemio de rata.

Electromiografía de fibra única estimulada (SFEMG) para evaluar la transmisión de la unión neuromuscular en modelos de roedores

Este protocolo describe la fabricación manual y la implantación quirúrgica de electrodos electromiográficos (EMG) en los músculos de las extremidades anteriores de ratones para registrar la actividad muscular durante los experimentos de comportamiento con la cabeza fija.

Registro de la actividad muscular de las extremidades anteriores en ratones con cabeza fija con electrodos EMG implantados crónicamente

Nuestro propósito era proporcionar una guía actualizada y fácil de seguir sobre la fabricación y las pruebas de electrodos de electromiografía epimisial. Con ese fin, proporcionamos instrucciones para el abastecimiento de materiales y un recorrido detallado del proceso de fabricación y prueba.

Desarrollo de un electrodo de electromiografía epimisial de bajo costo: un flujo de trabajo simplificado para la fabricación y las pruebas

Se presenta un protocolo para la instalación y preparación de electrodos intramusculares, junto con un dispositivo de medición miniaturizado montable en animales para el análisis de electromiografía (EMG) en estudios de locomoción. Este sistema permite la transmisión inalámbrica de datos EMG en tiempo real para investigar la recuperación de la locomoción en ratas modelo de accidente cerebrovascular.

Un sistema de medición de electromiografía portátil en tiempo real para animales pequeños

Aprende a realizar miografía de impedancia eléctrica in vivo y ex vivo en roedores. Esta técnica no invasiva evalúa la condición muscular cuantitativamente, sirviendo como biomarcador diagnóstico en estudios terapéuticos de enfermedades neuromusculares.

Realización de miografía de impedancia eléctrica in vivo y ex vivo en roedores

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