Name: Un modelo confiable de colgajo fascio-cutáneo porcino para estudios de bioingeniería de aloinjertos compuestos vascularizados (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2022-03-31T14:10:00.000+00:00
Duration: 5 min 34 s
Description: Aprende la técnica quirúrgica para crear colgajos fascio-cutáneos en cerdos, un modelo confiable para estudiir la vascularización cutánea y tejidos compuestos vascularizados en bioingeniería.

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Este trabajo fue financiado por las subvenciones #85127 (BEU y CLC) y #84702 (AA) de los Hospitales Shriners para Niños. Los autores desean agradecer a la fundación "Gueules Cassées" por el apoyo salarial a los becarios involucrados en ese proyecto.

Todos los animales recibieron atención humana siguiendo la Guía del Instituto Nacional de Salud para el Cuidado y Uso de Animales de Laboratorio. El Comité Institucional de Cuidado y Uso de Animales aprobó el protocolo experimental (IACUC- protocolo #2020N000015). Se utilizaron siete cerdos hembras de Yorkshire (20-25 kg) para todos los experimentos.
1. Cuidados preoperatorios
<ol><li>Ayune al animal para obtener alimentos sólidos 12 h antes de la cirugía.</li>
	<li>Sedar al animal con 4,4 mg/kg de telazol, 2,2 mg/kg de xilazina y 0,04 mg/kg (IM) de sulfato de atropina (ver Tabla de materiales).</li>
	<li>Coloque un catéter intravenoso periférico de 18 G en una vena del oído.</li>
	<li>Intubar a los cerdos con un tubo endotraqueal apropiado (se pueden usar 6-15 mm para cerdos de 10-200 kg) y conectar el tubo a un ventilador. Administrar analgesia preoperatoria con buprenorfina (0,05 mg/kg, IM) (ver Tabla de Materiales).</li>
</ol>2. Monitorización intraoperatoria
<ol><li>Mantener la anestesia con una mezcla de inhalación de isoflurano al 1,5%-3% con flujo de oxígeno de 1,5 L/min.</li>
	<li>Controle continuamente la frecuencia cardíaca, la oximetría de pulso y elCO2 espiratorio final. Evalúe la presión arterial y la temperatura corporal cada 5 minutos. NOTA: El rango objetivo para la frecuencia cardíaca está entre 90-100 latidos / min, la saturación de oxígeno debe ser superior al 93% y el rango deCO2 al final de la espiración está entre 5% -6% de CO2.</li>
	<li>Administrar 5-10 mL/kg por hora de solución salina al 0,9% durante todo el procedimiento para regular la presión arterial media entre 60 mmHg y 90 mmHg.</li>
</ol>3. Contratación bilateral de FCF safena
<ol><li>Coloque al animal en posición supina. Afeite y frote tanto las ingles como las extremidades posteriores, incluya todas las extremidades posteriores en el sitio quirúrgico y cubra de manera estéril.</li>
	<li>Palpar el pulso de la arteria safena ~ 3 dedos de ancho medial desde la rótula y etiquetarlo.</li>
	<li>Identifica y dibuja los límites de la solapa. NOTA: El límite superior es un eje paralelo al pliegue inguinal 3 cm por debajo de él. El límite lateral es un eje desde la columna ilíaca superior anterior hasta la parte medial de la rótula.</li>
	<li>Dibujar un colgajo ovalado de 10 cm de diámetro centrado en el pedículo safeno y contenido en los límites del colgajo descritos anteriormente (paso 3.3).</li>
	<li>Haga una incisión cutánea de 1,5 cm con respecto a la porción distal del pedículo en el punto de referencia del colgajo.</li>
	<li>Abrir la fascia y disección roma para exponer la arteria safena y sus dos venas comitantes. Realizar una ligadura doble y separar en un solo paquete.</li>
	<li>Incise la piel restante del colgajo con una cuchilla.</li>
	<li>Use cauterio para abrir el tejido subcutáneo y la fascia circundante. Realice una hemostasia completa con fórceps bipolares (consulte la Tabla de materiales).</li>
	<li>Fije el componente de la piel del colgajo a la fascia subyacente con suturas 3-0 no absorbibles para evitar la tracción inadvertida y la interrupción de los vasos perforantes.</li>
	<li>Libere el colgajo de la gracilis diseccionando la fascia lejos del músculo. NOTA: La parte distal del pedículo safeno corre en un plano entre el músculo gracilis y la fascia. La tensión adecuada y la hemostasia bipolar cautelosa de las ramas laterales son elementos cruciales para facilitar la disección pedicular.</li>
	<li>Use un bisturí para hacer una incisión de 12 cm en el pliegue inguinal. Realizar una incisión perpendicular uniendo el pliegue inguinal a la parte proximal del colgajo. Levante la piel de conexión y abra la capa subcutánea con cauterio.</li>
	<li>Continúe la disección pedicular siguiendo los vasos safenos hacia abajo hacia los vasos femorales. NOTA: La porción proximal del pedículo safeno puede correr a través del tabique intermuscular o sumergirse en el músculo gracilis.</li>
	<li>Esqueletizar los vasos femorales y ligarlos distalmente a la rama safena en dos haces separados. Continuar la disección de los vasos femorales de distal a proximal hasta alcanzar el nivel del ligamento inguinal. Use fórceps bipolares para cauterizar o clips vasculares y lazos de seda 2-0 para ligar los vasos femorales profundos, luego corte. NOTA: Los clips vasculares también se pueden usar antes de cortar los vasos.</li>
	<li>Repita los pasos 3.2-3.13 en la extremidad posterior contralateral para cosechar el segundo colgajo safeno.</li>
	<li>Heparinizar al animal con una inyección intravenosa (IV) de heparina (100 UI/kg) 5 min antes del paso 3.16.</li>
	<li>Ligate el pedículo femoral (arteria y vena) lo más proximal posible al ligamento inguinal y separa el colgajo del cerdo donante.</li>
	<li>Dilatar los extremos del vaso femoral e insertar un angiocatéter de 20 G tanto en la arteria como en la vena. Use lazos de seda 3-0 para asegurar el catéter a los vasos.</li>
	<li>Enjuague lentamente la arteria fascio-cutánea con 10 ml de solución salina de heparina (100 UI/ml) hasta que se observe una salida venosa clara (Figura 1).</li>
</ol><img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/63557/63557fig01.jpg"> Figura 1: Colgajo fasciocutáneo safeno nativo y descelularizado. (A) Colgajo cutáneo aislado con un angiocatéter de 20 G insertado en la arteria femoral, que permite lavar el colgajo de la sangre y proceder a diferentes experimentos (angiografía, descelularización por perfusión). (B) Colgajo de piel descelularizado. Descelularización de perfusión que produce andamios blancos acelulares después de 10 días de perfusión detergente. Secciones transversales de espesor total teñidas con H&amp;E de (C) colgajo de piel nativa y (D) colgajo de piel descelularizado. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/63557/63557fig01large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<ol start="19"><li>Eutanasia al animal con una inyección intravenosa de fenobarbital sódico (100 mg/kg). Confirmar la muerte por la ausencia de latidos cardíacos y movimientos respiratorios.</li>
</ol>

<ol><li>Dubernard, J. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Human+hand+allograft%3A+Report+on+first+6+months%5BTitle%5D)+AND+%22The+Lancet%22%5BJournal%5D)">Human hand allograft: Report on first 6 months.</a> The Lancet. 353 (9161), 1315-1320 (1999).</li>
<li>Meningaud, J. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Procurement+of+total+human+face+graft+for+allotransplantation%3A+A+preclinical+study+and+the+first+clinical+case%5BTitle%5D)+AND+%22Plastic+and+Reconstructive+Surgery%22%5BJournal%5D)">Procurement of total human face graft for allotransplantation: A preclinical study and the first clinical case.</a> Plastic and Reconstructive Surgery. 126 (4), 1181-1190 (2010).</li>
<li>Cetrulo, C. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Penis+transplantation%3A+First+US+experience%5BTitle%5D)+AND+%22Annals+of+Surgery%22%5BJournal%5D)">Penis transplantation: First US experience.</a> Annals of Surgery. 267 (5), 983-988 (2018).</li>
<li>Lantieri, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Face+transplant%3A+Long-term+follow-up+and+results+of+a+prospective+open+study%5BTitle%5D)+AND+%22Lancet%22%5BJournal%5D)">Face transplant: Long-term follow-up and results of a prospective open study.</a> Lancet. 388 (10052), London, England. 1398-1407 (2016).</li>
<li>Derek, E., Dhanireddy, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Immunosuppression%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Opinion+in+Organ+Transplantation%22%5BJournal%5D)">Immunosuppression.</a> Current Opinion in Organ Transplantation. 17 (6), 616-618 (2012).</li>
<li>Lantieri, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((First+human+facial+retransplantation%3A+30-month+follow-up%5BTitle%5D)+AND+%22Lancet%22%5BJournal%5D)">First human facial retransplantation: 30-month follow-up.</a> Lancet. 396 (10264), London, England. 1758-1765 (2020).</li>
<li>Kauke, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Full+facial+retransplantation+in+a+female+patient-Technical%2C+immunologic%2C+and+clinical+considerations%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Transplantation%22%5BJournal%5D)">Full facial retransplantation in a female patient-Technical, immunologic, and clinical considerations.</a> American Journal of Transplantation. 21 (10), 3472-3480 (2021).</li>
<li>Leonard, D. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Vascularized+composite+allograft+tolerance+across+MHC+barriers+in+a+large+animal+model%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Transplantation%22%5BJournal%5D)">Vascularized composite allograft tolerance across MHC barriers in a large animal model.</a> American Journal of Transplantation. 14 (2), 343-355 (2014).</li>
<li>Kawai, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((HLA-mismatched+renal+transplantation+without+maintenance+immunosuppression%5BTitle%5D)+AND+%22The+New+England+Journal+of+Medicine%22%5BJournal%5D)">HLA-mismatched renal transplantation without maintenance immunosuppression.</a> The New England Journal of Medicine. 368 (19), 1850-1852 (2013).</li>
<li>Badylak, S. F., Taylor, D., Uygun, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Whole-organ+tissue+engineering%3A+Decellularization+and+recellularization+of+three-dimensional+matrix+scaffolds%5BTitle%5D)+AND+%22Annual+Review+of+Biomedical+Engineering%22%5BJournal%5D)">Whole-organ tissue engineering: Decellularization and recellularization of three-dimensional matrix scaffolds.</a> Annual Review of Biomedical Engineering. 13, 27-53 (2011).</li>
<li>Jank, B. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Creation+of+a+bioengineered+skin+flap+scaffold+with+a+perfusable+vascular+pedicle%5BTitle%5D)+AND+%22Tissue+Engineering+Part+A%22%5BJournal%5D)">Creation of a bioengineered skin flap scaffold with a perfusable vascular pedicle.</a> Tissue Engineering Part A. 23 (13-14), 696-707 (2017).</li>
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<li>Lupon, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Engineering+Vascularized+composite+allografts+using+natural+scaffolds%3A+A+systematic+review%5BTitle%5D)+AND+%22Tissue+Engineering+Part+B%3A+Reviews%22%5BJournal%5D)">Engineering Vascularized composite allografts using natural scaffolds: A systematic review.</a> Tissue Engineering Part B: Reviews. , (2021).</li>
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<li>Haughey, B. H., Panje, W. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+porcine+model+for+multiple+musculocutaneous+flaps%5BTitle%5D)+AND+%22The+Laryngoscope%22%5BJournal%5D)">A porcine model for multiple musculocutaneous flaps.</a> The Laryngoscope. 99 (2), 204-212 (1989).</li>
<li>Ibrahim, Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+modified+heterotopic+swine+hind+limb+transplant+model+for+translational+vascularized+composite+allotransplantation+%28VCA%29+research%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">A modified heterotopic swine hind limb transplant model for translational vascularized composite allotransplantation (VCA) research.</a> Journal of Visualized Experiments. (80), e50475(2013).</li>
<li>Rosh, E. H., Vistnes, L. M., Ksander, G. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+panniculus+carnosus+in+the+domestic+pic%5BTitle%5D)+AND+%22Plastic+and+Reconstructive+Surgery%22%5BJournal%5D)">The panniculus carnosus in the domestic pic.</a> Plastic and Reconstructive Surgery. 59 (1), 94-97 (1977).</li>
<li>Alessa, M. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Porcine+as+a+training+module+for+head+and+neck+microvascular+reconstruction%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Porcine as a training module for head and neck microvascular reconstruction.</a> Journal of Visualized Experiments. (139), e58104(2018).</li>
<li>Minqiang, X., Jie, L., Dali, M., Lanhua, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transmidline+abdominal+skin+flap+model+in+pig%3A+Refinements+and+advancements%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Reconstructive+Microsurgery%22%5BJournal%5D)">Transmidline abdominal skin flap model in pig: Refinements and advancements.</a> Journal of Reconstructive Microsurgery. 28 (02), 111-118 (2012).</li>
<li>Bodin, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Porcine+model+for+free-flap+breast+reconstruction+training%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Plastic%2C+Reconstructive+%26+Aesthetic+Surgery%22%5BJournal%5D)">Porcine model for free-flap breast reconstruction training.</a> Journal of Plastic, Reconstructive & Aesthetic Surgery. 68 (10), 1402-1409 (2015).</li>
<li>Kadono, K., Gruszynski, M., Azari, K., Kupiec-Weglinski, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Vascularized+composite+allotransplantation+versus+solid+organ+transplantation%3A+Innate-adaptive+immune+interphase%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Opinion+in+Organ+Transplantation%22%5BJournal%5D)">Vascularized composite allotransplantation versus solid organ transplantation: Innate-adaptive immune interphase.</a> Current Opinion in Organ Transplantation. 24 (6), 714-720 (2019).</li>
<li>Kruit, A. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rectus+Abdominis+flap+replantation+after+18+h+hypothermic+extracorporeal+perfusion-A+Porcine+Model%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Clinical+Medicine%22%5BJournal%5D)">Rectus Abdominis flap replantation after 18 h hypothermic extracorporeal perfusion-A Porcine Model.</a> Journal of Clinical Medicine. 10 (17), 3858(2021).</li>
</ol>

Los autores no tienen nada que revelar.

Este artículo describe un colgajo fasciocutáneo confiable y reproducible cosechado en extremidades posteriores porcinas. Seguir este protocolo quirúrgico paso a paso permitirá la obtención de dos colgajos en un solo animal en menos de 2 h. El paso más crítico de la cirugía es la esqueletización del pedículo vascular dentro de las fibras musculares de gracilis, que requiere una disección completa por parte de un cirujano experto. Asegurar la piel a la fascia con suturas cutáneas es un consejo crucial para evitar un efecto...

Los aloinjertos compuestos vascularizados (VCA) han revolucionado el tratamiento de las pérdidas de partes del cuerpo difíciles de reparar, como las manos, la cara y el pene 1,2,3. Desafortunadamente, los primeros resultados a largo plazo4 han demostrado que la administración a lo largo de toda la vida de agentes inmunosupresores en dosis altas puede conducir a afecciones médicas colaterales graves, como diabetes, infecciones, neoplasia y disfunción renovascular5. Últimamente, los equipos expertos de VCA han tenido que gestionar el riesgo de rechazo crónico que conduce a la pérdida del injerto y realizar los primeros casos de retrasplante de cara 6,7. Se han descrito diferentes estrategias para superar las limitaciones de la inmunosupresión en VCA. El primero se basa en establecer tolerancia al injerto a largo plazo mediante la inducción de un estado de quimerismo mixto inmune en el receptor del aloinjerto 8,9. El segundo implica la creación de novo de un injerto específico para el paciente a través de la ingeniería de tejidos.
Recientemente, la descelularización por perfusión de tejidos biológicos ha generado andamios nativos de matriz extracelular (MEC), permitiendo la preservación de la red vascular y la arquitectura tisular de órganos enteros10. Por lo tanto, la recelularización de estas ECM con células específicas del receptor crearía un injerto personalizado libre de restricciones inmunes. En la investigación sobre bioingeniería VCA, múltiples equipos han descelularizado y obtenido dicha ECM preservando toda la arquitectura11,12,13. Sin embargo, el proceso de recelularización sigue siendo desafiante y no ha tenido éxito en modelos animales grandes14,15. El desarrollo de estas tecnologías innovadoras crea la necesidad de modelos de tejido compuesto de animales grandes fiables y reproducibles. Los modelos porcinos representan la mejor opción en la línea de desarrollo de la bioingeniería, ya que la piel porcina presenta las características anatómicas y fisiológicas más cercanas a la piel humana16. El uso de colgajos fasciocutáneos (FCF) es ideal durante los primeros pasos hacia la creación de injertos de tejido compuesto vascularizados "a medida". De hecho, FCF es un modelo elemental de VCA que contiene piel, grasa, fascia y células endoteliales. Una descripción de los colgajos miocutáneos porcinos17 y los colgajos osteomiocutáneos18 se puede encontrar en la literatura. Sin embargo, hay una falta de enfoque en las técnicas de recolección de colgajos fascio-cutáneos.
Por lo tanto, este estudio tiene como objetivo proporcionar a los investigadores una descripción detallada de una técnica de obtención de FCF safena porcina y representar todas las características del colgajo para su uso en muchos campos de investigación, especialmente en ingeniería de tejidos compuestos vascularizados.

<table><tbody><tr><td>Angiocatéter de 18 G</td><td>BD Insyte Autoguard</td><td>381409</td><td></td></tr><tr><td>Angiocatéter de 20 G</td><td>BD Insyte Autoguard</td><td>381411</td><td></td></tr><tr><td>Pinzas de Tejido Adson, 11 cm, 1 x 2 Dientes con Plataforma de Atado</td><td>ASSI</td><td>ASSI. </td><td></td></tr><tr><td>ATK26426 Sulfato de atropina</td><td>AdvaCare</td><td>212-868</td><td></td></tr><tr><td>Cordones bipolares</td><td>ASSI</td><td>228000C</td><td></td></tr><tr><td>Buprenorfina HCl</td><td>Pharmaceutical, Inc</td><td>42023-179-01</td><td></td></tr><tr><td>Pinzas de dilatación</td><td>Herramientas de ciencia fina (FST)</td><td>18131-12</td><td></td></tr><tr><td>Tubo de endotraquilo</td><td>Jorgensen Labs</td><td>JO615X</td><td>tamaño de 6 a 15 mm dependiendo de la peso porcino</td></tr><tr><td>Ethilon 3-0 16 mm 3/8</td><td>Ethicon</td><td>MPVCP683H</td><td></td></tr><tr><td>Euthasol</td><td>Virbac AH</td><td>200-071</td><td></td></tr><tr><td>Heparin Lock Flush Solution, USP, 100 unidades/mL</td><td>BD PosiFlush</td><td>306424</td><td></td></tr><tr><td>Isoflurano</td><td>Patterson Veterinary</td><td>14043-704-06</td><td></td></tr><tr><td>Pinzas Bipolares de Joyería Antiadherente 11 cm, punta recta, diámetro de la punta de 0,25 mm</td><td>ASSI</td><td>Assi. </td><td></td>BPNS11223</tr><tr><td>Tijeras Metzenbaum 180 mm</td><td>B Braun</td><td>BC606R</td><td></td></tr><tr><td>Microfil azul</td><td>Flow tech</td><td>LMV-120</td><td></td></tr><tr><td>Dilución de Microfil</td><td>Flow tech</td><td>LMV-112</td><td>solución de limado coloreada</td></tr><tr><td>Cuchillo monopolar</td><td>ASSI</td><td>221230C</td><td></td></tr><tr><td>N&deg; 15 hojas de bisturí</td><td>Swann Morton</td><td>NS11</td><td></td></tr><tr><td>Omnipaque</td><td>General Electric</td><td>4080358</td><td>producto</td></tr><tr><td>de contraste Perma-Hand Silk 3-0</td><td>Ethicon</td><td>A184H</td><td></td></tr><tr><td>Pequeño Ligaclip</td><td>Ethicon</td><td>MCM20</td><td></td></tr><tr><td>Tijeras Stevens 115 mm</td><td>B Braun</td><td>BC008R</td><td></td></tr><tr><td>Telazol</td><td>Zoetis</td><td>106-111</td><td></td></tr><tr><td>Xilamed (xilacina)</td><td>Bimeda</td><td>200-529</td><td></td></tr></tbody></table>

un modelo confiable de colgajo fascio-cutáneo porcino para estudios de bioingeniería de aloinjertos compuestos vascularizados

A Reliable Porcine Fascio-Cutaneous Flap Model for Vascularized Composite Allografts Bioengineering Studies

Los aloinjertos compuestos vascularizados (VCA), como el trasplante de mano, cara o pene, representan el tratamiento de vanguardia para defectos cutáneos devastadores, fallidos por los primeros pasos de la escalera reconstructiva. A pesar de los prometedores resultados estéticos y funcionales, el principal factor limitante sigue siendo la necesidad de una inmunosupresión de por vida aplicada drásticamente y sus riesgos médicos bien conocidos, evitando indicaciones más amplias. Por lo tanto, levantar la barrera inmune en VCA es esencial para inclinar la balanza ética y mejorar la calidad de vida de los pacientes utilizando las técnicas quirúrgicas más avanzadas. La creación de novo de un injerto específico para el paciente es el próximo avance en el trasplante reconstructivo. Utilizando técnicas de ingeniería tisular, los VCA pueden liberarse de células donantes y personalizarse para el receptor a través de la perfusión-descelularización-recelularización. Para desarrollar estas nuevas tecnologías, es necesario un modelo de VCA animal a gran escala. Por lo tanto, los colgajos fascio-cutáneos porcinos, compuestos de piel, grasa, fascia y vasos, representan un modelo ideal para estudios preliminares en VCA. Sin embargo, la mayoría de los modelos VCA descritos en la literatura incluyen músculo y hueso. Este trabajo reporta una técnica confiable y reproducible para la cosecha de colgajo fascio-cutáneo safeno en cerdos, una herramienta práctica para diversos campos de investigación, especialmente la ingeniería de tejidos compuestos vascularizados.

Este trabajo en animales vivos fue precedido por la determinación del perforasoma safeno en tres especímenes cadavéricos (Figura 2). Se inyectó una solución de relleno coloreada en la arteria safena para opacificar la red vascular específica proveniente de la arteria. La solución está compuesta de 10 ml de agente de glicerina de color azul mezclado con 10 ml del agente diluyente (ver Tabla de materiales). Esto generó un mapa coloreado de la piel vascularizada por la arteria ...

El presente protocolo describe el modelo de colgajo fascio-cutáneo porcino y su uso potencial en la investigación de tejidos compuestos vascularizados.

Un modelo confiable de colgajo fascio-cutáneo porcino para estudios de bioingeniería de aloinjertos compuestos vascularizados

Vascularized Composite Allografts (VCA) such as hand, face, or penile transplant represents the cutting-edge treatment for devastating skin defects, ...

Nuestro protocolo describe el evento clínico de colgajos fasciocutáneos en cerdos. La principal ventaja de esta técnica es la fiabilidad de la vascularización de la piel. La técnica quirúrgica proporciona una herramienta adecuada para estudiar aeronaves compuestas vascularizadas en perfusión de máquinas, ingeniería de tejidos e inmunología en un modelo animal grande.Para comenzar, palpa el pulso de la arteria safena, que debe tener aproximadamente tres dedos de ancho medial desde la rótula, y etiquétalo. Identifica y dibuja los límites de la solapa. El límite superior es un acceso paralelo al pliegue inguinal, tres centímetros por debajo de él.Y el límite lateral es un eje desde la columna ilíaca superior anterior hasta la parte medial de la rótula. Dibuje un colgajo ovalado de 10 centímetros de diámetro, centrado en el pedículo safeno y contenido en los límites del colgajo establecidos. Haga una incisión de ocho centímetros en la piel en la porción distal del pedículo en el punto de referencia del colgajo.Abrir la fascia y disección roma para exponer la arteria safena y sus dos venas comitantes. Realizar una ligadura doble y separarla en un solo paquete. Incise la piel restante de

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Bioengineering

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Vascularizado Allotransplantations Composite (VCA) se han convertido en una realidad clínica. Sin embargo, la amplia aplicación clínica de AVC está limitada por la inmunosupresión crónica a múltiples fármacos. Los autores presentan un modelo animal grande fiable y reproducible para traducir nuevas estrategias inmunomoduladoras que pueden minimizar o potencialmente eliminar la necesidad de la inmunosupresión en el AVC.

Un modelo de trasplante heterotópico porcina Hind extremidades Modificado traslacional vascularizado compuesto Allotransplantation (VCA) Investigación

Hasta la fecha, los defectos de tejido grueso se reconstruyen típicamente mediante la aplicación de colgajos de tejido autólogo o tejidos de ingeniería. En este protocolo, presentamos un nuevo método para diseñar un colgajo de tejido vascularizado con un pedículo autólogo, para que sirva como sustituto de los colgajos autólogos.

Diseñado vascularizado colgajo de músculo

Actualmente cualquier tipo de vascularizado compuesto allotransplantation depende largo-plazo-inmunosupresión, difícil apoyar indicaciones vida crítica. Presentamos un nuevo tibial VCA modelo porcino que puede usarse para estudiar hueso VCA y demostrar el uso de la angiogénesis quirúrgica para mantener la viabilidad del hueso sin la necesidad de modulación inmune a largo plazo.

Angiogénesis quirúrgica en porcino Allotransplantation Tibial: un hueso de Animal grande nuevo vascularizado compuesto Allotransplantation modelo

Aquí presentamos un protocolo para el uso de la aleta de perforador de la arteria epigástrica superior de cerdo como un módulo de aprendizaje para la reconstrucción microvascular de cabeza y cuello.

Porcina como un módulo de capacitación para la reconstrucción Microvascular de cabeza y cuello

El aloinjerto compuesto vascularizado ofrece beneficios que alteran la vida a los receptores de trasplante, pero las causas biológicas del rechazo del injerto y la vascutropatía permanecen poco comprendidas. El modelo quirúrgico de roedores presentado aquí ofrece un modelo reproducible, clínicamente relevante de trasplante, permitiendo a los investigadores evaluar eventos de rechazo y posibles estrategias terapéuticas para prevenir su ocurrencia.

Modelo de colgajo Osteomiocucutáneo de extremidades posteriores modificados en la rata para investigación de compuestos alotransplante de compuesto translacional vascularizado

El protocolo describe la obtención quirúrgica y la posterior descelularización de colgajos porcinos vascularizados mediante la perfusión de detergente dodecil sulfato de sodio a través de la vasculatura del colgajo en un biorreactor de perfusión personalizado.

Obtención y perfusión-descelularización de colgajos vascularizados porcinos en un biorreactor de perfusión personalizado

Este protocolo describe la recolección, sutura y monitoreo de colgajos fasciocutáneos en ratas que permiten una buena visualización y manipulación del flujo sanguíneo a través de los vasos epigástricos inferiores superficiales mediante el pinzamiento y la ligadura de los vasos femorales. Esto es crítico para los estudios que involucran preacondicionamiento isquémico.

El colgajo axial superficial de la arteria epigástrica inferior para estudiar los efectos del preacondicionamiento isquémico en un modelo de rata

Este protocolo describe la técnica quirúrgica para la extracción de un modelo de colgajo perforante humano basado en el pedículo profundo de la arteria epigástrica inferior, destinado a la investigación experimental.

Un modelo experimental de colgajo DIEP humano para investigar estrategias de preservación de aloinjertos compuestos vascularizados y colgajos libres

Este protocolo detalla la técnica quirúrgica utilizada para extraer y preparar un aloinjerto facial completo para trasplante en pacientes con deformaciones faciales graves, centrándose principalmente en la obtención de tejidos blandos con una extracción ósea limitada restringida al marco nasal.

Enfoque quirúrgico para la obtención completa de alloginjeto facial de tejidos blandos para alotrasplante compuesto vascularizado

El dispositivo de cámara de flujo tridimensional es una...

Un dispositivo de cámara de flujo tridimensional Novel para el Estudio de quimioquinas-dirigida extravasación de células circulantes en condiciones de flujo fisiológicas

Aprende la técnica quirúrgica para crear colgajos fascio-cutáneos en cerdos, un modelo confiable para estudiir la vascularización cutánea y tejidos compuestos vascularizados en bioingeniería.

Un modelo confiable de colgajo fascio-cutáneo porcino para estudios de bioingeniería de aloinjertos compuestos vascularizados

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