Name: Modelo animal grande de donación después de la muerte circulatoria y perfusión regional norterámica para la evaluación cardíaca (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2022-05-10T16:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 49 s
Description: Aprenda a desarrollar un modelo preclínico de trasplante cardíaco en cerdos usando donación tras muerte circulatoria y perfusión regional normotérmica toracoabdominal. Este método permite evaluar estrategias terapéuticas en investigación traslacional.

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Nos gustaría agradecer a Melanie Borie, Caroline Landry, Henry Aceros y Ahmed Menaouar por su valiosa ayuda y apoyo.

El comité institucional de cuidado y uso de animales del Centre de Recherche du Centre Hospitalier de l'Université de Montréal (CRCHUM) aprobó todos los protocolos experimentales, y los animales fueron tratados de acuerdo con la Guía para el cuidado y uso de animales de laboratorio. Para este protocolo, se utilizaron cerdos machos o hembras grandes blancos de 3-4 meses de edad que pesan 50-60 kg. El tamaño del animal puede variar de acuerdo con los objetivos experimentales de los investigadores.
1. Preparación animal e inducción anestésica
<ol><li>Premedicar al animal usando una inyección intramuscular de atropina (0,04 mg/kg), midazolam (0,3 mg/kg) y ketamina (20 mg/kg). Administrar isoflurano a una concentración corriente final de 1%-3% en 3 L/minO2, utilizando una mascarilla facial para la inducción y mantenimiento de la anestesia.</li>
	<li>Confirme la anestesia adecuada probando un tono de mandíbula relajado y ausencia de dolor usando la respuesta de pellizco del dedo del pie. Asegúrese de que el animal se coloca en posición de decúbito dorsal y se mantiene en normotermia utilizando una manta de calentamiento.</li>
	<li>Después de confirmar la adecuación anestésica, realizar una intubación orotraqueal utilizando un tubo endotraqueal de 6,5-8 mm como se describe en 10.</li>
	<li>Coloque el monitor de saturación de oxígeno en la oreja o el labio inferior del animal para un monitoreo continuo. Ajustar la ventilación a una presión positiva al final de la espiración (PEEP) de 5 cm H2O, una presión inspiratoria máxima (PIP) de 15 cmH2O, una fracciónde oxígeno inspirado (FIO 2) de 0,5 y una frecuencia respiratoria (RR) de 15 respiraciones/min alcanzando un volumen corriente (TV) de 6-8 mL/kg, y una presión parcial normal deO2 y CO2. Ajuste el RR para mantener un nivel deCO2 al final de la marea de 35-45 mmHg.</li>
	<li>Obtenga un acceso intravenoso periférico a través de la vena del oído utilizando un catéter de 20 G. Iniciar una infusión de mantenimiento de solución salina normal (NaCl al 0,9%) y administrar 2 g de sulfato de magnesio (MgSO4) en bolo intravenoso para prevenir arritmias.</li>
	<li>Prepare los sitios quirúrgicos afeitando y frotando adecuadamente el tórax y las ingles. Desinfecte las ingles y el cuello con clorhexidina y cubra adecuadamente mientras proporciona acceso venoso y arterial.</li>
	<li>Coloque la almohadilla del electrodo de cauterio en la espalda del animal. Coloque al animal en posición de Trendelenburg para facilitar el acceso venoso central.</li>
	<li>Localice la vena yugular derecha mediante una ecografía. Una vez localizada, con una aguja, ingrese a la piel en un ángulo de 45 ° hasta que se vea sangre y la aguja se vea en la vena en la ecografía.</li>
	<li>Coloque el alambre guía en la aguja y luego inserte un introductor de vaina venosa central percutánea de 7 Fr sobre el alambre guía.</li>
	<li>Retire el alambre guía mientras mantiene el introductor de la vaina en su lugar, luego inserte un catéter Swans-Ganz para garantizar las mediciones del gasto cardíaco y el cateterismo cardíaco derecho. NOTA: Se puede usar la vena yugular izquierda en lugar de la derecha. Si el acceso no es posible, inserte la vaina directamente en la vena yugular interna (izquierda o derecha) después de la esternotomía de la línea media. En ese caso, asegúrese de diseccionar la vena.</li>
	<li>Usando la misma técnica, inserte un catéter venoso central (por ejemplo, doble lumen) en la vena yugular izquierda.</li>
	<li>Inserte otro introductor de vaina venosa central percutánea de 7 Fr en la vena femoral derecha utilizando la técnica de Seldinger como se describe en los pasos 1.7. a 1.10., para la introducción de un catéter de conductancia en el ventrículo derecho (VD). Esto se puede hacer por vía percutánea con ecoguía, o después de la esternotomía de la línea media.</li>
	<li>Permita un período de estabilidad durante 10 minutos después de la intubación y la manipulación, luego mida los parámetros biodinámicos y de función cardíaca basales, incluidas las presiones pulmonares y sistémicas, el gasto cardíaco, los bucles de presión-volumen del VD y el VI y la ecocardiografía transtorácica.</li>
</ol>2. Establecimiento del acceso quirúrgico
<ol><li>Usando una pluma de cauterio, realice una incisión en la línea media desde la región cervical media hasta la xifoidea. Después de eso, divida la grasa subcutánea, capa por capa, a lo largo de la línea media usando la electrocauterización para llegar al periesternón.</li>
	<li>Corte alrededor de la muesca esternal y use un dedo para retraer y barrer los tejidos blandos de debajo del esternón. Abra el esternón con una sierra para huesos y asegúrese de que el esternón esté completamente dividido mientras se tiene cuidado con la vena debajo de la parte superior del hueso esternal. Cauterizar el esternón y/o aplicar cera ósea para asegurar una hemostasia adecuada.</li>
	<li>Usando la electrocauterización, diseccionar y extraer el timo levantándolo del pericardio. Cauterizar los vasos que irrigan el timo de la aorta y la vena cava superior (VCS) para prevenir el sangrado.</li>
	<li>Corte cuidadosamente el pericardio abierto con la cauterización. Inserte los dedos debajo del pericardio mientras corta para evitar lesiones en el corazón.</li>
	<li>Administrar 300 unidades/kg de heparina IV para lograr la anticoagulación sistémica. Si la prueba está disponible, asegúrese de que se active el tiempo de coagulación (ACT) ˃ 300 s.</li>
</ol>3. Retirada de las terapias de soporte vital y declaración de muerte
<ol><li>Administrar un bolo de 3 mg/kg de propofol IV, y luego detener la ventilación mecánica y desconectar el tubo endotraqueal. NOTA: Este paso corresponde a "Retiro del Soporte Vital" para lanzar la Perfusión Regional Normothermica. Para las condiciones de eutanasia, consultar la sección 8.</li>
	<li>Controlar la presión arterial y la saturación periférica deO2 . Iniciar el tiempo de isquemia caliente funcional cuando la presión sistólica &lt; 50 mmHg.</li>
	<li>Establecer paro circulatorio cuando hay asistolia (o fibrilación ventricular) y ausencia de pulsatilidad arterial. Iniciar una fase mínima de observación de 5 minutos después de que se establezca el paro circulatorio (período de separación) y posteriormente declarar la muerte del animal.</li>
</ol>4. Colocación de perfusión regional normotérmica toracoabdominal
<ol><li>Usando la cauterización, disecciona cuidadosamente el espacio aortopulmonar. Retraiga el tracto de salida del VD hacia abajo, la arteria pulmonar hacia la izquierda y la aorta hacia la derecha para evitar lesiones directas a esta última. Tome la ayuda de un asistente si es necesario durante este paso.</li>
	<li>Diseccionar y ligar los vasos supraaórticos para evitar y excluir la perfusión cerebral. Alternativamente, aplique una abrazadera cruzada grande sobre los vasos.</li>
	<li>Inserte dos catéteres 18 G en las carótidas bilateralmente distalmente a la oclusión para evaluar el flujo sanguíneo potencial al cerebro. Recolectar y medir sangre durante todo el experimento y reinfundir a través del circuito NRP.</li>
	<li>Usando el metzenbaum y las pinzas de ángulo recto, diseccionar delicadamente entre la VCS y la arteria innominada, y entre la VCI y el pericardio. Rodee la VCS y la VCI con una cinta umbilical o una simple sutura de seda 0 y asegúrelas con un torniquete.</li>
	<li>Usando una sutura 3-0, coloque dos suturas concéntricas de cuerda de bolso en la aorta adventicia ascendente distal; Evite las suturas de espesor total. Coloque una sutura de cuerda de bolso en la aurícula derecha (AR). Asegure todas las suturas con un torniquete.</li>
	<li>Configurar y preparar el sistema NRP de acuerdo con las necesidades experimentales y de los investigadores. Para este protocolo, utilice un circuito ECMO con una bomba centrífuga, cebado con 2 L de solución cristaloide que contiene 500 mg de solumedrol, 200 ml de bicarbonato de sodio (NaOH) al 8,4%, 300 unidades/kg de heparina y 2 g de MgSO4. NOTA: La configuración utilizada aquí es similar a la utilizada por los perfusionistas de la institución en la división de cirugía cardíaca.</li>
	<li>Usando una cánula arterial de 17 a 21 F, cannule la aorta y luego apriete el torniquete que sostiene la sutura de la cuerda del bolso para asegurar la cánula en su lugar. NOTA: Alternativamente, inserte una cánula oxigenadora de membrana extracorpórea (ECMO) utilizando la técnica de Seldinger para minimizar la pérdida de sangre. Otro método consiste en utilizar una cánula arterial de derivación estándar. La cánula aórtica se conecta a la línea arterial del circuito NRP mediante un conector 3/8-3/8; Asegurar la desaireación completa para evitar la embolia de aire.</li>
	<li>Cree una incisión de 5 mm en el centro de la cuerda del bolso en el RA, y luego dilate usando un instrumento de ángulo pequeño como un ángulo recto o un chasquido. Cubra la incisión con un dedo para evitar sangrado excesivo.</li>
	<li>Use una cánula venosa de doble etapa para canular la AR y luego apriete las suturas de la cuerda del bolso con un torniquete para asegurar la cánula en su lugar.</li>
	<li>Conecte las cánulas a la línea venosa del circuito NRP utilizando un conector 1/2-3/8 y asegure una desaireación completa para evitar una esclusa de aire en el sistema.</li>
	<li>Asegúrese de que haya pasado un mínimo de 15 minutos entre la declaración de muerte y el inicio de la PRN para abarcar el tiempo necesario en la preparación de la práctica clínica, el drapeado y el acceso al corazón.</li>
	<li>Iniciar NRP 15 min después del inicio del tiempo de isquemia caliente funcional. Mantener la normotermia durante todo el procedimiento. Ajustar los caudales progresivamente para alcanzar un índice de perfusión de 2,5 L/min/m2. Reiniciar la ventilación mecánica con un FIO2 del 50% y un televisor de 6 mL/kg. NOTA: Modifique esta configuración según el diseño experimental.</li>
	<li>Infundir continuamente 10 μg/kg/min de dopamina y 4 unidades/min de vasopresina IV. Use epinefrina y norepinefrina durante la perfusión inicial y luego valore según sea necesario para ayudar en la regulación de la presión mientras mantiene la presión arterial por encima de 50 mmHg.</li>
</ol>5. Mantenimiento de la reperfusión y objetivos de destete
<ol><li>Reperfundir el corazón durante 30 minutos antes de intentar destetar para NRP. Si el destete no tiene éxito, realice 15 minutos adicionales de reperfusión para apoyar con NRP antes de intentar destetar nuevamente para un tiempo máximo total de reperfusión de 180 min.</li>
	<li>Proceder a la evaluación cardíaca después del destete exitoso. Si el destete no se logra después de este tiempo, detenga el experimento e informe el problema. NOTA: Esto debe adaptarse a los objetivos de cada investigador.</li>
	<li>Evalúe los criterios de destete de NRP y asegúrese de que se cumplan todos los criterios como se detalla en la Tabla 1.</li>
</ol>6. Evaluación de la recuperación cardíaca
<ol><li>Generar análisis de asa presión-volumen (PV) para medir la contractilidad cardíaca. El catéter de conductancia permite mediciones continuas de las relaciones VI-PV.<ol><li>Obtenga registros en estado estacionario para generar parámetros dependientes del volumen, trabajo de carrera y presión desarrollada, y ocluya la VCI con una cinta umbilical para generar parámetros independientes del volumen a través de la oclusión, es decir, trabajo de carrera reclutable de precarga.</li>
	</ol></li>
	<li>Mida la presión venosa central, la presión de la arteria pulmonar, el gasto cardíaco, la presión del VD y la presión de la cuña capilar pulmonar utilizando el catéter Swans-Ganz introducido al comienzo del experimento.</li>
	<li>Analizar la función cardíaca a través de la ecocardiografía utilizando una sonda transesofágica estándar y una sonda transtorácica colocada directamente en el corazón.</li>
	<li>Realizar evaluaciones metabólicas mediante la recolección de muestras de sangre arterial y venosa para análisis. Extraer sangre directamente del seno coronario para evaluar específicamente la función metabólica del corazón. Analizar los niveles de gases en sangre y lactato.</li>
	<li>Además, recolecte biopsias de miocardio del RV y del VI si es necesario. Obtener muestras de otros órganos trasplantables de interés (p. ej., pulmones, hígado, riñones), según los objetivos del investigador.</li>
</ol>7. Eliminación de NRP y evaluación cardíaca
<ol><li>Cuando se cumplan los criterios de destete, detenga la NRP. Retire la cánula de la AR y apriete rápidamente la sutura de la cuerda del bolso para minimizar la pérdida de sangre. Asegure la sutura con nudos y siga el mismo procedimiento para extraer la cánula aórtica.</li>
	<li>Evaluar la función cardíaca cada 30 minutos durante 2 h después de que la NRP se haya detenido como se describe en los pasos 6.1. a 6.4.</li>
</ol>8. Finalización del experimento
<ol><li>Después de 2 h, coloque un catéter de cardioplejía de 16 G o 18 G en la aorta ascendente. Conecte la cánula al circuito NRP.</li>
	<li>Después de eso, descomprima las cavidades cardíacas derechas mediante la incisión de la VCI y las cavidades izquierdas mediante la incisión de la aurícula izquierda utilizando la cauterización.</li>
	<li>Pinzar la aorta ascendente después de la inserción de la cánula y administrar 1,5 L de solución de cardioplejía Del Nido a 4 °C al corazón. Asegúrese de que la presión de perfusión sea de 50 mmHg.</li>
	<li>Detenga la ventilación mecánica y coloque granizado de hielo (0,9% de NaCl) en la cavidad torácica después del inicio de la cardioplejía para enfriamiento. Proceda con la cardiectomía de manera tradicional una vez que se complete la infusión de cardioplejia.</li>
	<li>Use el corazón recolectado para obtener biopsias de miocardio extensas para su evaluación y evaluación. Realizar otras biopsias de otros órganos (p. ej., pulmones, hígado, riñones) según el diseño experimental y el objetivo de los investigadores NOTA: La Figura 1 proporciona un resumen de los pasos del protocolo que se muestran y la Tabla 1 proporciona la definición de los parámetros y criterios utilizados en este estudio.</li>
</ol><img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/64009/64009fig01.jpg"> Figura 1: Resumen esquemático del protocolo experimental. Abreviaturas: NRP = Perfusión Regional Normothermica. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/64009/64009fig01large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody><tr><td></td>
			<td>Definición/Criterios</td>
		</tr><tr><td>Período de isquemia caliente funcional</td>
			<td>Período que comienza cuando la presión sistólica &lt; 50 mmHg y termina cuando se inicia la PNR. En este protocolo, este período es de 15 min</td>
		</tr><tr><td>Paro circulatorio</td>
			<td>Se establece cuando el corazón está en asistolia o en fibrilación ventricular</td>
		</tr><tr><td>Período de separación</td>
			<td>Periodo que inicia con la detención circulatoria y finaliza con la declaración de defunción. En este protocolo, este período es de 5 min</td>
		</tr><tr><td rowspan="6">Destete exitoso de NRP</td>
			<td>Uso mínimo de inotrópicos y vasopresores</td>
		</tr><tr><td>IC &gt; 2,2 L/min/m2</td>
		</tr><tr><td>MAPA &gt; 55 mmHg</td>
		</tr><tr><td>RAP &lt; 15 mmHg</td>
		</tr><tr><td>PCWP &lt; 15 mmHg</td>
		</tr><tr><td>Función normal de VI y RV</td>
		</tr></tbody></table>Tabla 1: Definición representativa de los parámetros y criterios utilizados en este protocolo. Abreviaturas: IC = Índice Cardíaco; MAP = presión arterial media; NRP = Perfusión Regional Normothermémica; PCWP = presión capilar pulmonar en cuña; RAP = presión auricular derecha.

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<li>Aceros, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Celastrol-type+HSP90+modulators+allow+for+potent+cardioprotective+effects%5BTitle%5D)+AND+%22Life+Sciences%22%5BJournal%5D)">Celastrol-type HSP90 modulators allow for potent cardioprotective effects.</a> Life Sciences. 227, 8-19 (2019).</li>
<li>Aceros, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pre-clinical+model+of+cardiac+donation+after+circulatory+death%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Pre-clinical model of cardiac donation after circulatory death.</a> Journal of Visualized Experiments. (150), e59789(2019).</li>
<li>Der Sarkissian, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Celastrol+protects+ischaemic+myocardium+through+a+heat+shock+response+with+up-regulation+of+haeme+oxygenase-1%5BTitle%5D)+AND+%22British+Journal+of+Pharmacology%22%5BJournal%5D)">Celastrol protects ischaemic myocardium through a heat shock response with up-regulation of haeme oxygenase-1.</a> British Journal of Pharmacology. 171 (23), 5265-5279 (2014).</li>
</ol>

Los autores no tienen nada que revelar.

Este manuscrito describe una donación de modelo de animales grandes después de la muerte circulatoria (DCD) seguida de perfusión regional normotérmica toracoabdominal. En este experimento, el corazón se reperfunde durante un mínimo de 30 minutos y un máximo de 3 h antes de que se retire del circuito ECMO. El corazón funciona por sí solo durante 2 horas, lo que permite una valiosa evaluación cardíaca a corto plazo. Por lo tanto, la principal limitación de este protocolo es el seguimiento a corto plazo; sin embargo, una ev...

Más de 300,000 personas mueren en América del Norte cada año de insuficiencia cardíaca (IC); El trasplante cardíaco sigue siendo la única opción de tratamiento para algunos de estos pacientes con enfermedad terminal1. Históricamente, la fuente exclusiva para el trasplante de corazón fueron los corazones de donantes obtenidos después de la determinación neurológica de muerte (NDD), pero incluso entonces, solo alrededor del 40% eran adecuados para el trasplante2. Entre el 15% y el 20% de los pacientes mueren mientras esperan una donación de corazón, siendo la escasez de corazones de donantes una de las razones que crea una discrepancia entre los corazones disponibles y los corazones necesarios2. Con el fin de aumentar el grupo de donantes de órganos, una consideración importante es el uso de corazones donados después de la muerte circulatoria (DCD)3. Hay renuencia a usar corazones DCD porque estos órganos están invariablemente sometidos a un período de isquemia sin protección (caliente) después del cese de la circulación sanguínea y pueden sufrir daños irreversibles. Aunque existen informes para el éxito del trasplante cardíaco con TDC con excelentes resultados tempranos 4,5, existe la necesidad de desarrollar un método de evaluación validado para determinar si estos corazones son utilizables y predecir potencialmente su rendimiento después del trasplante 6,7. Para limitar los períodos isquémicos de los corazones DCD y monitorearlos continuamente durante el almacenamiento y el transporte, se desarrollaron sistemas de perfusión cardíaca ex situ 8. Sin embargo, esta tecnología se basa en máquinas complejas con equipos de perfusión, y tiene un alto costo inicial sin ninguna garantía de que el órgano obtenido sea adecuado para el trasplante. Un nuevo protocolo para el trasplante cardíaco con TDC basado en la perfusión regional normotérmica (NRP) fue propuesto por Messer et al3. Esta técnica consiste en restaurar la perfusión miocárdica mientras el corazón todavía está en el donante y excluyendo la circulación cerebral. Permite una evaluación funcional in situ antes de la adquisición3.
Cuando se utilizan modelos de animales grandes, el corazón porcino es una de las plataformas preferidas para realizar investigaciones quirúrgicas cardíacas teniendo en cuenta su similitud anatómica con el corazón humano. Sin embargo, algunos factores importantes en los corazones porcinos deben considerarse al usar este modelo. Por ejemplo, el tejido cardíaco porcino es muy frágil y friable y es propenso a desgarros, especialmente en la arteria pulmonar y la aurícula derecha9. Otro factor importante a considerar es que el corazón porcino es muy sensible a la isquemia y propenso a las arritmias, por lo que los antiarrítmicos deben administrarse rutinariamente a todos los animales antes del experimento; Sin embargo, todavía se considera un modelo apropiado para el estudio de la isquemia aguda en el trasplante cardíaco9.
Este manuscrito describe un modelo de donación de animales grandes (porcinos) después de la muerte circulatoria seguida de perfusión regional normotérmica toracoabdominal que simula de cerca el escenario clínico en el trasplante de corazón y tiene el potencial de facilitar nuevos estudios terapéuticos y estrategias para la investigación traslacional.

<table><tbody><tr><td>Amiodarona</td><td></td><td></td><td>Tal como está disponible en la institución</td></tr><tr><td>Angiocath 20G</td><td>BD</td><td>381704</td><td></td></tr><tr><td>Atropina 0,4 mg/mL</td><td></td><td></td><td>Como está disponible en la institución</td></tr><tr><td>Biomedicus Bomba centrífuga</td><td>Medtronic</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Solución para cardioplejia (Del Nido)</td><td>de fabricación</td><td></td> propia <td>Otra solución se puede utilizar a discreción del investigador</td></tr><tr><td>Lápiz de cauterización</td><td>Covidien</td><td>E2515H</td><td></td></tr><tr><td>Catéter venoso central de doble luz</td><td>Cook Medical</td><td>C-UDLM-501J-LSC</td><td></td></tr><tr><td>Introductor de vaina venosa central 7 Fr</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Catéter</td><td></td><td></td><td></td>de conductancia</tr><tr><td>CPB pack</td><td>Medtronic</td><td></td><td></td></tr><tr><td>DLP cánula de raíz aórtica</td><td>Medtronic</td><td>12218</td><td></td></tr><tr><td>Cánula venosa de doble etapa DLP (29 o 37 F)</td><td>Medtronic</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Dobutamina</td><td></td><td></td><td>Según esté disponible en la institución</td></tr><tr><td>Dopamina</td><td></td><td></td><td>Según esté disponible en la institución</td></tr><tr><td>Electrodo polihesivo</td><td>Covidien</td><td>E7507</td><td></td></tr><tr><td>EOPA Cánula arterial (17 o 21 F)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Epinefrina</td><td></td><td></td><td>Disponible en la institución</td></tr><tr><td>Mascarilla O2 Disponible</td><td></td><td></td><td>en la institución</td></tr><tr><td>Guantes, Nitrilo, Medio</td><td>Fischer</td><td>27-058-52</td><td></td></tr><tr><td>Heparina 1000 UI/mL</td><td></td><td></td><td>Disponible en la institución</td></tr><tr><td>Isofurano</td><td></td><td></td> inhalado <td>Proporcionado por el animalario de la institución</td></tr><tr><td>Catéter Jelco de 16 o 18 G</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Ketamina inj. vial de 50 mL (100 mg/mL)</td><td>Health Canada</td><td></td><td>Se requiere la aprobación de Health Canada</td></tr><tr><td>Lidocaína/xilocaína 1%</td><td></td><td></td><td>Disponible en la institución</td></tr><tr><td>Sulfato de magnesio 5 g/10 mL</td><td></td><td></td><td>Según esté disponible en la institución</td></tr><tr><td>Midazolam inj. vial de 10 mL (5 mg/mL)</td><td>Health Canada</td><td></td><td>Se requiere la aprobación de Health Canada</td></tr><tr><td>MPS Quest entrega paquete desechable</td><td>Quest Medical</td><td>5001102-AS</td><td></td></tr><tr><td>Norepinefrina</td><td></td><td></td><td>Disponible en la institución</td></tr><tr><td>Solución salina normal (NaCl 0.9%) bolsa de 1L</td><td>Baxter</td><td>JB1324</td><td></td></tr><tr><td>Puntas de pipeta 1 mL</td><td>Fisherbrand</td><td>02-707-405</td><td></td></tr><tr><td>Propofol 1 mg/mL</td><td></td><td></td><td>Según esté disponible en la institución</td></tr><tr><td>Rocuronio</td><td></td><td></td><td>Según esté disponible en la institución</td></tr><tr><td>Set Admin Prim NF PB W/ Válvula de retención</td><td>Smith Medical</td><td>21-0442-25</td><td></td></tr><tr><td>Bicarbonato de sodio (NaOH) 8.4%</td><td></td><td></td><td>Como disponible en la institución</td></tr><tr><td>Sofsil 0 recubierto de cera</td><td>Covidien</td><td>S316</td><td></td></tr><tr><td>Solumedrol 500 mg/5 mL</td><td></td><td></td><td>Según esté disponible en la institución</td></tr><tr><td>Punta de succión</td><td>Covidien</td><td>8888501023</td><td></td></tr><tr><td>Tubo de succión 1/4'' x 120'</td><td>'Med-Rx</td><td>70-8120</td><td></td></tr><tr><td>Sutura 3.0 Prolene Blu M SH</td><td>Ethicon</td><td>8523H</td><td></td></tr><tr><td>Sutura 5.0 Prolene BB</td><td>Ethicon</td><td>8580H</td><td></td></tr><tr><td>Sutura Prolene Blum 4-0 SH 36</td><td>Ethicon</td><td>8521H</td><td></td></tr><tr><td>Sutura BB 4.0 Prolene</td><td>Ethicon</td><td>8881H</td><td></td></tr><tr><td>Tubo Traqueal, 6,5 mm</td><td>Mallinckrodt</td><td>86449</td><td></td></tr><tr><td>Vasopresina</td><td></td><td></td><td>Disponible en la institución</td></tr></tbody></table>

modelo animal grande de donación después de la muerte circulatoria y perfusión regional norterámica para la evaluación cardíaca

Large-Animal Model of Donation after Circulatory Death and Normothermic Regional Perfusion for Cardiac Assessment

El aumento en la demanda de trasplante cardíaco a lo largo de los años ha alimentado el interés en la donación después de la muerte circulatoria (DCD) para ampliar el grupo de donantes de órganos. Sin embargo, el proceso DCD se asocia con el riesgo de lesión del tejido cardíaco debido al inevitable período de isquemia caliente. La perfusión regional norterámica (NRP) permite una evaluación de órganos in situ , lo que permite la obtención de corazones que se determina que son viables. Aquí, describimos un modelo de animal grande clínicamente relevante de DCD seguido de NRP. La muerte circulatoria se establece en cerdos anestesiados al detener la ventilación mecánica. Después de un período de isquemia caliente preestablecido, se utiliza un oxigenador de membrana extracorpórea (OMEC) durante un período de PRN que dura al menos 30 minutos. Durante este período de reperfusión, el modelo permite la recolección de varias biopsias de miocardio y muestras de sangre para la evaluación cardíaca inicial. Una vez que se destete la NRP, se pueden realizar evaluaciones bioquímicas, hemodinámicas y ecocardiográficas de la función cardíaca y el metabolismo antes de la obtención de órganos. Este protocolo simula de cerca el escenario clínico descrito previamente para DCD y NRP en el trasplante de corazón y tiene el potencial de facilitar estudios dirigidos a disminuir la lesión por isquemia-reperfusión y mejorar la preservación y recuperación funcional cardíaca.

Este modelo preclínico ha sido utilizado con éxito en nuestra institución para múltiples experimentos. Primero, demostramos que los corazones DCD, inicialmente reperfundidos con NRP, demostraron una recuperación funcional similar después del trasplante en comparación con la donación convencional de corazón latido preservada con almacenamiento en frío. Además, hemos utilizado este protocolo para mostrar que la evaluación funcional cardíaca después de la NRP fue predictiva de la recuperación posterior al trasplante. Finalm...

El protocolo describe un modelo de donación de animales grandes (porcinos) después de la muerte circulatoria, seguido de perfusión regional normotérmica toracoabdominal que simula de cerca el escenario clínico en el trasplante cardíaco y tiene el potencial de facilitar estudios y estrategias terapéuticas.

Modelo animal grande de donación después de la muerte circulatoria y perfusión regional norterámica para la evaluación cardíaca

The increase in demand for cardiac transplantation throughout the years has fueled interest in donation after circulatory death (DCD) to expand the organ ...

Este protocolo describe un modelo animal grande de donación después de la muerte circulatoria seguida de perfusión regional normotérmica toracoabdominal que imita con precisión el trasplante clínico de corazón. Esto podría usarse para evaluar estrategias potenciales en investigación traslacional. La principal ventaja de este protocolo es que proporciona un modelo preclínico adecuado para el trasplante cardíaco dadas las similitudes anatómicas y quirúrgicas de las técnicas entre el cerdo verraco y el corazón humano.Comience usando una pluma de cauterio para realizar una incisión en la línea media en un animal anestesiado desde la región cervical media hasta la xifoidea. Luego, divida la grasa subcutánea, capa por capa, a lo largo de la línea media usando electrocauterio para llegar al peristernón. Después de cortar alrededor de la muesca esternal, use un dedo para retraer y barrer los tejidos blandos de debajo del esternón.Abra el esternón con una sierra para huesos, asegurándose de que el esternón esté completamente dividido, teniendo cuidado con la vena debajo de la parte superior del hueso esternal. Luego, cauterice el esternón o aplique cera ósea para asegurar una hemostasia adecuada. Luego, usando electrocauterio, diseccionar y extraer el timo levantándolo del pericardio y cauterizar los vasos que irrigan el timo desde la aorta y la vena cava superior para prevenir el sangrado.Corte cuidadosamente el pericardio abierto con cauterio. Mientras corta, inserte los dedos debajo del pericardio para evitar lesiones en el corazón. Luego, administrar 300 unidades por kilogramo de heparina por vía intravenosa para lograr la anticoagulación sistémica.Si la prueba está disponible, asegúrese de que el tiempo de coagulación activado sea superior a 300 segundos. Administrar un bolo de tres miligramos por kilogramo de propofol por vía intravenosa. Luego, detenga la ventilación mecánica y desconecte el tubo endotraqueal.Controlar la presión arterial y la saturación periférica de oxígeno. Cuando la presión sistólica es inferior a 50 milímetros de mercurio, inicie el tiempo de isquemia caliente funcional. Establecer paro circulatorio cuando hay asistolia y ausencia de pulsatilidad arterial.Después de la retirada de las terapias de soporte vital y la confirmación de la muerte, retraiga el tracto de salida del ventrículo derecho inferiormente, la arteria pulmonar a la izquierda y la aorta a la derecha. Luego, disecciona cuidadosamente el espacio pulmonar de la aorta usando cauterio. Aplique una pinza cruzada grande sobre los vasos supraaórticos para evitar y excluir la perfusión cerebral.A continuación, utilizando el Metzenbaum y pinzas de ángulo recto, diseccionar delicadamente entre la vena cava superior y la arteria innominada y entre la vena cava inferior y el pericardio. Y rodee la vena cava superior e inferior con una cinta umbilical o una simple sutura de seda cero y asegúrelos con un torniquete. Usando una sutura 3-0, coloque dos suturas concéntricas de cuerda de bolso en la aorta adventicia ascendente distal, evitando suturas de espesor total.Luego, coloque una sutura de cuerda de bolso en la aurícula derecha antes de asegurar todas las suturas con un torniquete. A continuación, configure y prepare el sistema de perfusión regional normotérmica. Luego, cannule la aorta usando una cánula arterial francesa de 17 a 21 y asegúrela en su lugar apretando el torniquete, sosteniendo la sutura de la cuerda del bolso.Cree una incisión de cinco milímetros en el centro de la cuerda del bolso en la aurícula derecha y extiéntela con un pequeño instrumento en ángulo, como un ángulo recto o un chasquido. Cubra la incisión con un dedo para evitar sangrado excesivo. A continuación, use una cánula venosa de doble etapa para canular la aurícula derecha.Luego, asegure la cánula apretando las suturas de la cuerda del bolso con un torniquete. Conecte las cánulas a la línea venosa del circuito de perfusión regional normotérmico utilizando un conector de media a tres pulgadas de más de ocho pulgadas, asegurando una desaireación completa para evitar una esclusa de aire en el sistema. Asegurar que ha transcurrido un mínimo de 15 minutos entre la declaración de defunción y el inicio de la perfusión regional normotérmica para abarcar el tiempo necesario en la preparación de la práctica clínica, el drapeado y el acceso al corazón.15 minutos después de iniciar el tiempo de isquemia caliente funcional, iniciar la perfusión regional normotérmica y ajustar los caudales progresivamente para alcanzar un índice de perfusión de 2,5 litros por minuto por metro cuadrado. Reinicie la ventilación mecánica con una fracción del 50% de oxígeno inspirado y seis mililitros por kilogramo de volumen corriente. Cuando se cumplan los criterios de destete, detener la perfusión regional normotérmica.Retire la cánula de la aurícula derecha y apriete rápidamente la sutura de la cuerda del bolso para minimizar la pérdida de sangre. Asegure la sutura con nudos. Luego siga el mismo procedimiento para extraer la cánula aórtica.Analizar la función cardíaca a través de la ecocardiografía utilizando una sonda transesofágica estándar y una sonda transtorácica colocada directamente en el corazón. Los resultados representativos de la función cardíaca demostraron una disminución significativa de la función cardíaca después de la donación después de la muerte circulatoria. Sin embargo, estos órganos demostraron una recuperación funcional similar después del trasplante en comparación con los corazones trasplantados convencionalmente.Las mediciones de oximetría cerebral durante la perfusión regional normotérmica con los vasos supraaórticos pinzados confirmaron la ausencia de perfusión cerebral adecuada, mientras que las mediciones de distensibilidad pulmonar durante la perfusión regional normotérmica y después del destete del soporte no mostraron cambios significativos desde el inicio. El desarrollo de esta técnica introdujo la importancia de evaluar la trasplantabilidad de otros órganos como los pulmones, los riñones y el hígado en el contexto de la donación después de la muerte circulatoria y la perfusión regional normotérmica.

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Research

Investigación

JoVE Journal

Medicine

Medicina

Un modelo de gran alcance para los cuidados perioperatorios y críticos relacionados con la insuficiencia renal aguda se presenta. Utilizando todo el cuerpo hipoperfusión inducida por paro cardíaco, es posible reproducir casi los cambios histológicos y funcionales de la clínica AKI.

Arresto normotérmica cardiaca y reanimación cardiopulmonar: un modelo de ratón de la lesión por isquemia-reperfusión

Hay una escasez de donantes de hígado significativa, y se han ampliado los criterios de los donantes de hígado. Perfusión normotérmica ex vivo hígado (NEVLP) ha sido desarrollada para evaluar y modificar la función del órgano. Este estudio muestra un modelo de rata de NEVLP y pone a prueba la capacidad de pegilado-catalasa, para mitigar la lesión hepática de preservación.

Un pequeño modelo de la perfusión hepática normotérmica Ex Vivo

Normotérmica ex situ corazón perfusión (ESHP), conserva el corazón en un estado semi-fisiológico, paliza. Cuando se realiza en un modo de trabajo, ESHP proporciona la oportunidad de realizar evaluaciones sofisticadas de donantes viabilidad de función y órgano de corazón. Aquí, describimos nuestro método para la evaluación del desempeño miocardio durante ESHP.

Normotérmica Ex Situ corazón perfusión en modo de trabajo: evaluación de la función cardiaca y el metabolismo

Aquí, describimos un modelo preclínico de gran animal (porcino) de trasplante de corazón ortotópico que ha sido firmemente establecido y utilizado para investigar nuevas estrategias cardioprotectoras.

Un modelo preclínico porcino de trasplante ortotópico de corazón

Este protocolo muestra un enfoque simple y flexible para la evaluación de nuevos agentes acondicionadores o estrategias para aumentar la viabilidad de la donación cardíaca después de la muerte circulatoria.

Modelo preclínico de donación cardíaca después de la muerte circulatoria

Falta un enfoque no invasivo fiable para la evaluación funcional del corazón del donante durante la perfusión cardíaca ex situ normotérmica (NESP). A continuación se describe un protocolo para la evaluación ex situ del rendimiento miocárdico utilizando el método de ecocardiografía epicárdica y catéter de conductancia.

Evaluación funcional del corazón donante durante la perfusión ex situ : perspectivas de los bucles de presión-volumen y la ecocardiografía de superficie

El presente estudio demuestra un modelo animal altamente reproducible de isquemia miocárdica regional aguda y lesión por reperfusión en conejos utilizando una minitoracotomía izquierda para los casos de supervivencia o una esternotomía de línea media para los casos de no supervivencia.

Modelo de lesión por isquemia y reperfusión en conejos

En este trabajo se presenta un protocolo de evaluación de un corazón implantado heterotópicamente tras la preservación ex situ normotérmica en el modelo de rata.

Modelo de rata de trasplante cardíaco heterotópico con perfusión ex-situ normotémica

Describimos un protocolo de corazón de rata aislado ex vivo para probar estrategias de preservación del corazón de donantes. En este trabajo se describe el protocolo para su uso en el almacenamiento estático en frío de corazones de donantes de roedores; Sin embargo, el protocolo también se puede utilizar para corazones de donantes obtenidos después de la donación después de la muerte circulatoria y la muerte encefálica.

Uso de un modelo aislado de corazón de rata funcional para probar estrategias de preservación del corazón de un donante

El protocolo describe un modelo porcino de alta fidelidad de trasplante cardíaco después de la donación después de la muerte circulatoria utilizando la perfusión ex vivo del aloinjerto.

Un modelo porcino de alta fidelidad de trasplante ortotópico de corazón después de la donación después de la muerte circulatoria

Aprenda a desarrollar un modelo preclínico de trasplante cardíaco en cerdos usando donación tras muerte circulatoria y perfusión regional normotérmica toracoabdominal. Este método permite evaluar estrategias terapéuticas en investigación traslacional.

Modelo animal grande de donación después de la muerte circulatoria y perfusión regional norterámica para la evaluación cardíaca

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