Name: Modelo de lesión por isquemia y reperfusión en conejos (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2023-11-03T13:40:00.000+00:00
Duration: 6 min 11 s
Description: Aprende a inducir isquemia y reperfusión miocárdica en conejos mediante mini-toracotomía o esternotomía. Este protocolo reproducible minimiza mortalidad y es accesible para investigadores sin experiencia quirúrgica avanzada.

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El estudio original en el que se utilizó este protocolo fue financiado por las subvenciones HL-103642 y HL-088206 del Instituto Nacional del Corazón, los Pulmones y la Sangre

Esta investigación se llevó a cabo de acuerdo con las pautas de los Institutos Nacionales de Salud sobre el cuidado y uso de animales y fue aprobada por el Comité de Cuidado y Uso de Animales del Boston Children's Hospital (Protocolo 20-08-4247R). Todos los animales recibieron cuidados humanitarios de acuerdo con la Guía para el Cuidado y Uso de Animales de Laboratorio.
1. Especies animales, agentes anestésicos y analgésicos
<ol><li>Especies animales: Utilizar conejos blancos de Nueva Zelanda (cepa de tipo salvaje; sexo femenino; sexualmente maduros de 15 a 20 semanas de edad; 3-4 kg de peso corporal) para estudios experimentales.</li>
	<li>Agentes anestésicos y analgésicos:<ol><li>Usar atropina a una dosis de 0,01 mg/kg por vía intramuscular (IM)</li>
		<li>Use acepromazina a una dosis de 0,5 mg/kg IM para la sedación inicial y de 0,5 mg/kg por vía intravenosa (IV) para anestesia completa.</li>
		<li>Use butorfanol a una dosis de 0,5 mg/kg IM.</li>
		<li>Use isoflurano a través de una mascarilla facial de sistema vaporizado de precisión al 3% para la inducción, seguida de intubación al 1%-2%, oxígeno (O2) al 100% a 2 L/min y anestesia general al 1% para mantenimiento.</li>
		<li>Utilizar medetomidina a una dosis de 0,25 mg/kg IM.</li>
		<li>Use ketamina a una dosis de 10 mg/kg IV.</li>
		<li>Utilizar un bloqueo intercostal de bupivacaína en el sitio de la toracotomía a una dosis no superior a 3 mg/kg IM.</li>
		<li>Utilizar lidocaína al 1% a una dosis de 1-1,5 ml/kg IV.</li>
		<li>Utilizar un parche transdérmico de fentanilo de 1-4 μg/kg durante 72 h.</li>
	</ol></li>
</ol>2. Etapas del procedimiento (Figura 1)
<ol><li>Sedar conejos adultos blancos de Nueva Zelanda con una sola inyección IM combinada de atropina, acepromazina y butorfanol. Inducir al animal con isoflurano al 3% a través de una mascarilla facial con sistema vaporizado de precisión.</li>
	<li>Preparación previa a la intubación endotraqueal a ciegas (es decir, sin visualización de la glotis)<ol><li>Rocíe la laringe con lidocaína al 1% para prevenir el laringoespasmo.</li>
		<li>Mida previamente la longitud del tubo endotraqueal (TET) en el exterior del conejo desde los dientes hasta la carina prevista, y coloque al conejo en decúbito esteral con el cuello extendido.</li>
	</ol></li>
	<li>Intubar al animal con un TET pediátrico de tamaño manguito (3-0 o 3-5 de diámetro interno) bajo anestesia inhalada continua al 1%-2% yØ2 al 100% a 2 L/min.<ol><li>Inserte el TET en la boca y diríjalo más allá del toro hacia la faringe.</li>
		<li>Avance el TET hasta que la punta del tubo entre en contacto con la glotis o se pierdan los sonidos respiratorios, lo que indica que la punta del tubo ha pasado a través de la abertura glótica.</li>
		<li>Retire ligeramente el tubo hasta que se recuperen los sonidos de la respiración, y luego vuelva a avanzar y asegure el tubo en su lugar.</li>
	</ol></li>
	<li>Ventilar al animal con apoyo mecánico (volumen corriente: 10 mL/kg, fracción de O 2 inspirado: 40%, frecuencia respiratoria: 30-40 respiraciones/min, presión positiva al final de la espiración: 5-10 cmH2O).<ol><li>Ajustar la FiO2 según lo tolerado para lograr una saturación de O2 superior al92 % medida por oximetría de pulso para prevenir la hiperoxia, que puede provocar una respuesta inflamatoria sistémica.</li>
	</ol></li>
	<li>Verificar la colocación correcta del TET mediante un examen físico (es decir, auscultación), signos clínicos (es decir, observación de condensación en el extremo del tubo endotraqueal) y con medidas objetivas (es decir, dióxido de carbono al final de la espiración).</li>
	<li>Después de aproximadamente 10 minutos, administre una inyección IM de medetomidina al conejo para proporcionar efectos anestésicos y analgésicos simultáneos.</li>
	<li>Mantener la anestesia general con isoflurano al 1% durante todo el procedimiento quirúrgico.</li>
	<li>Inserte un catéter intravenoso de 22 G en la vena marginal del oído y asegúrelo con cinta adhesiva para obtener un acceso intravenoso periférico. NOTA: La vena femoral se puede utilizar como un sitio alternativo de acceso venoso.<ol><li>Anestesiar completamente al animal con acepromazina IV y ketamina IV.</li>
		<li>Antes de la incisión, inyecte 1.000 U/mL de heparina a una dosis de 3 mg/kg IV.<ol><li>Administrar 1.000 U/mL de heparina a una dosis inicial de 3 mg/kg y volver a administrar cada hora hasta el final del experimento para mantener un tiempo de coagulación activado de >400 s, de acuerdo con el protocolo quirúrgico actual.</li>
		</ol></li>
		<li>Administrar lidocaína IV al 1% y/o desfibrilación asincrónica epicárdica según sea necesario si se produce fibrilación ventricular durante la cirugía. La fibrilación ventricular generalmente se detiene con una o dos dosis de lidocaína.</li>
		<li>Perfundir la solución de lactato de Ringer de forma continua a 10 mL/kg/h. NOTA: Dado el pequeño volumen de líquidos administrados y los cortos tiempos operatorios, los animales en los estudios de supervivencia en este trabajo no requirieron diuresis antes de la extubación ni durante el período de recuperación. Si el animal desarrolla un empeoramiento del estado pulmonar (es decir, aumento de la configuración del ventilador, evidencia de edema pulmonar en la auscultación, etc.), se recomienda la diuresis.</li>
	</ol></li>
	<li>Realizar un corte carotídeo, y colocar 4 o 5 vías arteriales francesas para facilitar el seguimiento intraoperatorio de la presión arterial (PA). NOTA: La arteria femoral se puede utilizar como un sitio alternativo de acceso arterial.</li>
	<li>Monitoriza y registra todas las variables fisiológicas y mecánicas mediante análisis continuos en tiempo real.<ol><li>Monitorizar la PA arterial con la vía arterial carotídea y registrar la saturación deO2 mediante oximetría de pulso a través de un sensor colocado en una pata afeitada.</li>
		<li>Monitor con un electrocardiograma (ECG) con tres derivaciones de las extremidades: I, II y III, y tres derivaciones aumentadas computarizadas: aVL, aVR y aVF.<ol><li>Registre los trazados del ECG en la línea de base preisquémica, durante la isquemia, durante la reperfusión y en serie durante los días 7-28 de recuperación (si se realiza un estudio de supervivencia).</li>
		</ol></li>
		<li>Monitorizar el nivel de sedación mediante la monitorización continua de la PA y la frecuencia cardíaca (FC).</li>
		<li>Controle la temperatura con una sonda rectal.</li>
		<li>Utilice el ECHO 2D desde las vistas paraesternales y apicales izquierdas para evaluar la función miocárdica en los puntos de tiempo deseados tanto en los casos de supervivencia como en los de no supervivencia.<ol><li>Evaluar la función miocárdica mediante el acortamiento fraccional (FS) midiendo la distancia telediastólica del ventrículo izquierdo (DAVI) y la distancia telesistólica del ventrículo izquierdo (DSVI) y utilizando la siguiente fórmula: FS = (LVEDD − LVESD)/LVEDD × 100</li>
		</ol></li>
	</ol></li>
	<li>Durante la cirugía, coloque al animal sobre una manta de agua caliente circulante para mantener una temperatura corporal central estable.</li>
	<li>Preparar y cubrir al animal de forma estéril:<ol><li>Afeitar el sitio quirúrgico y preparar con betadine y alcohol isopropílico al 70%, cada uno aplicado por triplicado. Seque el área con gasas estériles y cubra a todo el animal con toallas estériles.</li>
	</ol></li>
	<li>Minitoracotomía izquierda (estudios de supervivencia)<ol><li>Realizar un bloqueo intercostal en el sitio predeterminado de la toracotomía con bupivacaína IM.</li>
		<li>Administre lidocaína IV al 1% a través de la vena auricular antes de la incisión.</li>
		<li>Realice una minitoracotomía izquierda a través del cuarto espacio intercostal a lo largo de la porción superior de la quinta costilla para evitar el haz neuromuscular, que se encuentra paralelo a la superficie inferior de cada costilla.<ol><li>Realizar una toracotomía anterolateral para la mejor visualización de la superficie anterolateral del corazón (es decir, la ubicación anatómica de las ramas diagonales de la DA).</li>
			<li>Coloque al conejo con el lado izquierdo elevado aproximadamente 30° usando una almohada o una bolsa de frijoles.</li>
			<li>Asegure la pata ipsilateral del conejo por encima de su cabeza para crear espacio tanto para el campo operatorio como entre los espacios de las costillas.</li>
			<li>Palpa y delinea los puntos de referencia óseos, incluidas las costillas, el esternón y la escápula, con un rotulador. Haga una incisión en la piel que recubre la quinta costilla con una cuchilla # 10. Asegúrese de que la incisión permanezca paralela a la costilla.</li>
			<li>Utilice la electrocauterización para dividir el músculo pectoral mayor y el músculo serrato anterior. Divida los músculos intercosteros justo por encima de la quinta costilla con electrocauterización para preservar el haz neurovascular.</li>
			<li>Entrar con precaución en el espacio pleural a través del cuarto espacio intercostal con disección aguda o roma. Extienda la incisión pleural inicial paralela a la costilla en ambas direcciones con una disección aguda o roma hasta que se pueda insertar un separador de costillas o un retractor esternal.</li>
		</ol></li>
		<li>Coloque un separador de costillas o un retractor esternal dentro del espacio de las costillas y ensanche para proporcionar una visualización adecuada del corazón y el saco pericárdico. Levante el pericardio con unas pinzas DeBakey y abra el pericardio con unas tijeras Metzenbaum.</li>
		<li>Aislamiento de la arteria de la DA<ol><li>Rodear la segunda o tercera rama diagonal de la arteria de la DA con una sutura de polipropileno (3-0) en una aguja cónica. Retira la aguja y enhebra ambos extremos del filamento de polipropileno a través de un pequeño tubo de vinilo para formar una caja.</li>
			<li>Coloque un pledget entre el lazo y la arteria coronaria para evitar dañar la coronaria y/o causar vasoespasmo con la ligadura.<ol><li>Con unas pinzas DeBakey, coge una prenda rectangular de fieltro de PTFE (aproximadamente 7 mm x 3 mm). Coloque la prenda entre los dos filamentos de polipropileno de modo que quede intercalada entre la arteria LAD aislada y el tubo de vinilo cuando se apriete la trampa.</li>
			</ol></li>
		</ol></li>
	</ol></li>
	<li>Estesterotomía de la línea media (estudios sin supervivencia) NOTA: El abordaje de esternotomía de línea media es ideal para los casos de no supervivencia, para los cuales se puede utilizar una monitorización más invasiva con LVDP y sonomicrometría.<ol><li>Realiza una esternotomía de la línea media con unas tijeras curvas de Mayo. Coloque un retractor esternal y ensanche para proporcionar una visualización adecuada del corazón y el saco pericárdico.</li>
		<li>Levante el pericardio con unas pinzas DeBakey y abra el pericardio con unas tijeras Metzenbaum.</li>
		<li>Colocación de los tres cristales de sonomicrometría piezoeléctrica:<ol><li>Realiza tres pequeños cortes de 1 mm en el epicardio del VI, formando las esquinas de un triángulo. Coloque los cristales de sonomicrometría piezoeléctrica dentro de los cortes del epicardio.</li>
			<li>Asegure los cables a la superficie cardíaca con una puntada en U de polipropileno 5-0. Al grabar con sonomicrometría, detenga la ventilación mecánica para permitir un registro preciso de dos o tres latidos cardíacos. NOTA: Si el corazón fibra, la lidocaína al 1% no es efectiva y se necesita desfibrilación epicárdica, apague el sonomicrómetro y desconéctelo del sistema de adquisición de datos para proteger ambos de la entrada eléctrica.</li>
		</ol></li>
		<li>Aislamiento de la arteria LAD:<ol><li>Rodear la segunda o tercera rama diagonal de la arteria de la DA con una sutura de polipropileno (3-0) en una aguja cónica.</li>
			<li>Retira la aguja y enhebra ambos extremos del filamento de polipropileno a través de un pequeño tubo de vinilo para formar una caja.</li>
			<li>Coloque un pledget entre el lazo y la arteria coronaria para evitar dañar la arteria coronaria y/o causar vasoespasmo con la ligadura.</li>
			<li>Con unas pinzas DeBakey, coge una prenda rectangular de fieltro de PTFE (aproximadamente 7 mm x 3 mm). Coloque la prenda entre los dos filamentos de polipropileno de modo que quede intercalada entre la arteria LAD aislada y el tubo de vinilo cuando se apriete la trampa.</li>
		</ol></li>
		<li>Medición del LVDP:<ol><li>Coloque una puntada en U de polipropileno 5-0 en el ápice del VI. Haga una pequeña incisión de 1 mm con una cuchilla de 11 en el ápice del VI.</li>
			<li>Inserte un catéter de balón de 3 French en el lumen del ventrículo izquierdo. Asegure el catéter al VI atándolo a la sutura de puntada en U de polipropileno 5-0.</li>
			<li>Conecte el catéter al transductor conectado al monitor para registrar el DPVI. Registre el LVDP utilizando el sistema de adquisición de datos (descrito a continuación). Ponga a cero el catéter para registrar las variables hemodinámicas abriendo la llave de paso de tres vías al aire y poniendo a cero el monitor.</li>
		</ol></li>
		<li>Sistema de adquisición de datos<ol><li>Inicie el sistema de adquisición de datos (consulte la Tabla de materiales) en la computadora/computadora portátil que se está utilizando. Conecte el cable del monitor a la computadora/computadora portátil.</li>
			<li>Seleccione el canal 1 en el sistema de adquisición de datos y asígnele el nombre LVDP. Ponga a cero el transductor con el monitor. NOTA: Si conecta la presión arterial y la frecuencia cardíaca al sistema de adquisición de datos, siga el mismo proceso: conecte el cable a la computadora portátil, seleccione Canal y ponga a cero si mide la presión arterial.</li>
		</ol></li>
	</ol></li>
	<li>Ocluya la arteria coronaria apretando la trampa presionando hacia abajo el tubo de vinilo mientras tira hacia arriba de los filamentos de sutura de polipropileno. Mantenga la estanqueidad deseada con una pinza antimosquitos sujetando directamente el tubo y fijándolo en su lugar.</li>
	<li>Confirmar visualmente la isquemia miocárdica por la cianosis regional del epicardio. La isquemia regional también puede confirmarse en el ECG con la presencia de un segmento ST y cambios en la onda T.</li>
	<li>Después de la confirmación visual, inducir isquemia regional durante 30 min bajo anestesia.<ol><li>A los 0 min, 10 min, 20 min y 30 min durante la isquemia regional, evaluar el SF mediante ECHO 2D tanto para los casos de supervivencia como para los de no supervivencia.</li>
		<li>Evaluar la DPVI y la sonomicrometría de forma continua durante el tiempo de preisquemia, el tiempo de isquemia miocárdica y el tiempo postisquémico para los casos de no supervivencia.</li>
		<li>Si es necesario, delinee el área en riesgo ligando la arteria nuevamente con la sutura de polipropileno dejada en su lugar. Pinza cruzada de la aorta e inyecte pigmento azul Monastral al 98% (diluido 1:5 en PBS) a través de la aorta con una aguja de cardioplejia. Las áreas perfundidas del miocardio se teñirán de azul y el área en riesgo permanecerá sin teñir.</li>
		<li>Monitoree y registre continuamente la frecuencia cardíaca, la presión arterial y la saturación deO2 .</li>
		<li>Deje que el animal se recupere durante 2 h (no supervivencia) o 28 días (supervivencia). NOTA: El ECG se puede utilizar para confirmar la reperfusión. Aunque no se observó en el experimento realizado en este estudio, la hipopotasemia a menudo puede ocurrir durante la reperfusión y puede corregirse con control de potasio o una infusión adecuada.</li>
	</ol></li>
	<li>Conclusión del procedimiento<ol><li>Casos de supervivencia<ol><li>En los casos de supervivencia, recorta el hilo de polipropileno 3-0 utilizado para la caja, ata los extremos sin apretar y déjalo en su lugar. Identificar la zona de riesgo y la zona de infarto mediante el hilo de polipropileno 3-0.</li>
			<li>Una vez finalizado el procedimiento, cierre la incisión en tres capas.<ol><li>Cierra la primera capa atando dos puntos en forma de ocho de poliglactina 910 2-0 alrededor de las costillas.</li>
				<li>Cierre las capas musculares y subcutáneas con una sutura de polidioxanona 3-0 de forma corrida.</li>
				<li>Cerrar la piel de forma subcuticular con una sutura de monofilamento 5-0. Use una sutura enterrada para minimizar la irritación que siente el animal.</li>
			</ol></li>
			<li>Evacuar el aire pleural realizando una toracocentesis con aguja.</li>
			<li>Aplicar un parche transdérmico de fentanilo durante 72 h para facilitar el manejo del dolor postoperatorio.</li>
			<li>Realizar ecocardiografía transtorácica a las 1 semanas y 2 semanas del postoperatorio para evaluar las tendencias en el SF.</li>
			<li>Después del período de recuperación predeterminado, sede, intuba y anestesia al animal como se indicó anteriormente. Realizar una esternotomía mediana. Exponer y abrir el saco pericárdico. Sacrificar al conejo bajo anestesia profunda extirpando el corazón en bloque, permitiendo que el animal expire por exanguinación.</li>
		</ol></li>
		<li>Casos de no supervivencia<ol><li>Después del experimento y con la anestesia profunda asegurada, exponer completamente el corazón, y retirarlo en bloque para su análisis bioquímico y tisular. El animal expira por exanguinación.</li>
		</ol></li>
	</ol></li>
</ol>

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<li>Verdouw, P. D., vanden Doel, M. A., de Zeeuw, S., Duncker, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+models+in+the+study+of+myocardial+ischaemia+and+ischaemic+syndromes%5BTitle%5D)+AND+%22Cardiovascular+Research%22%5BJournal%5D)">Animal models in the study of myocardial ischaemia and ischaemic syndromes.</a> Cardiovascular Research. 39 (1), 121-135 (1998).</li>
<li>Bolukoglu, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+animal+model+of+chronic+coronary+stenosis+resulting+in+hibernating+myocardium%5BTitle%5D)+AND+%22The+American+Journal+of+Physiology%22%5BJournal%5D)">An animal model of chronic coronary stenosis resulting in hibernating myocardium.</a> The American Journal of Physiology. 263, H20-H29 (1992).</li>
<li>Heyndrickx, G. R., Millard, R. W., McRitchie, R. J., Maroko, P. R., Vatner, S. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Regional+myocardial+functional+and+electrophysiological+alterations+after+brief+coronary+artery+occlusion+in+conscious+dogs%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Clinical+Investigation%22%5BJournal%5D)">Regional myocardial functional and electrophysiological alterations after brief coronary artery occlusion in conscious dogs.</a> Journal of Clinical Investigation. 56 (4), 978-985 (1975).</li>
</ol>

Los autores no declaran ningún conflicto de intereses, financiero o de otro tipo.

Nuestro protocolo demuestra una metodología fiable para la realización de la isquemia miocárdica regional aguda en el conejo. El abordaje de la minitoracotomía izquierda es ideal para los casos de supervivencia, en los que se debe minimizar la incisión y el dolor asociado. Es importante destacar que el tratamiento con diuréticos no fue necesario antes de la extubación, y no hubo mortalidad intraoperatoria en el grupo de no supervivencia ni a las 4 semanas después de la operación en el grupo de supervivencia. Cuando el di...

Las enfermedades cardiovasculares son la principal causa de muerte en el mundo y contribuyen a más de 18 millones de muertes cada año1,2,3. El infarto agudo de miocardio (IM) es una emergencia médica común que se desarrolla cuando un coágulo de sangre o un trozo de placa de ateroma bloquea el flujo sanguíneo de una arteria coronaria. Esto provoca isquemia miocárdica regional en el territorio que perfunde la arteria.
El presente estudio describe un protocolo que utiliza una metodología simple y confiable para crear isquemia miocárdica regional aguda in situ en un modelo de conejo para experimentos de no supervivencia y supervivencia. El objetivo inicial de este método fue evaluar los efectos del trasplante mitocondrial en la modulación de la necrosis miocárdica y el aumento de la función cardíaca post-isquémica después de un evento isquémico. Investigaciones previas han demostrado la aparición de alteraciones mitocondriales y una rápida disminución de los niveles de fosfato de alta energía tras el inicio de la isquemia y una reducción en el suministro de oxígeno, lo que resulta en una disminución drástica de las reservas de energía cardíaca4. Los investigadores han intentado mejorar la función post-isquémica y disminuir la necrosis tisular miocárdica utilizando intervenciones farmacológicas y/o técnicas de procedimiento, pero estas técnicas proporcionan una cardioprotección limitada y tienen un impacto mínimo en el daño y la disfunción mitocondrial 5,6,7. Nuestro equipo y otros han demostrado previamente que el daño mitocondrial ocurre principalmente durante la isquemia y que la recuperación contráctil puede mejorarse y el tamaño del infarto de miocardio puede disminuir con la preservación de la función respiratoria mitocondrial durante la reperfusión 8,9,10. Por lo tanto, planteamos la hipótesis de que el trasplante mitocondrial de tejidos no afectados por la isquemia al área de isquemia antes de la reperfusión proporcionaría un enfoque alternativo para reducir la necrosis miocárdica y mejorar la función miocárdica. En este trabajo se detalla el protocolo utilizado para probar esta teoría y los resultados representativos obtenidos del análisis inicial de nuestro estudio.
Además, varios investigadores se han centrado en otros temas integrales para definir el impacto de la lesión por isquemia-reperfusión miocárdica y establecer intervenciones terapéuticas adecuadas. Una de esas áreas de investigación es la del preacondicionamiento. El preacondicionamiento miocárdico isquémico es un mecanismo cardioprotector activado por un breve estrés isquémico que da lugar a una reducción de la tasa de necrosis de las células cardíacas durante los episodios posteriores de isquemia prolongada. Estos mecanismos pueden ser activados por hipoxia u oclusión coronaria. Mandel et al. demostraron que el preacondicionamiento hipóxico-hiperóxico ayudó a mantener el equilibrio de los metabolitos del óxido nítrico, redujo la hiperproducción de endotelina-1 y apoyó la protección de los órganos11. Además, se ha explorado el concepto de precondicionamiento isquémico remoto, un fenómeno por el cual el precondicionamiento de un solo órgano proporciona protección sistémica. Ali et al. encontraron que, en pacientes sometidos a reparación electiva de aneurisma de aorta abdominal abierta, el preacondicionamiento remoto, realizado mediante pinzamiento cruzado intermitente de la arteria ilíaca común para que sirviera como estímulo, redujo la incidencia de lesión miocárdica postoperatoria, infarto de miocardio e insuficiencia renal12.
Los modelos de conejo ofrecen ventajas potenciales sobre los modelos con otras especies y se han utilizado en múltiples escenarios diferentes durante décadas, incluyendo la inducción de arritmias, modelos isquémicos globales y regionales, y la investigación de contracción cardíaca, entre otros13,14,15. Aunque el corazón del conejo es más pequeño que el de un perro o un cerdo, es lo suficientemente grande como para realizar fácilmente procedimientos quirúrgicos aun costo mucho menor. El corazón de conejo se usa a menudo, ya que es muy paralelo al corazón humano; De hecho, tiene una tasa metabólica similar, expresa β-cadena pesada de miosina y carece de xantina oxidasa16 miocárdica significativa. La técnica aquí descrita para inducir isquemia miocárdica regional es simple, repetible y costo-efectiva. Este método permite tanto los casos de no supervivencia como los de supervivencia, ya que solo se induce isquemia regional en lugar de isquemia global, y los materiales necesarios no son especializados. Se pueden utilizar dos enfoques quirúrgicos diferentes (es decir, esternotomía y minitoracotomía), lo que proporciona al operador y a los protocolos experimentales más libertad en cuanto al diseño del estudio. Además, el procedimiento no requiere el uso de un bypass cardiopulmonar. En este contexto, los abordajes mínimamente invasivos para el injerto de revascularización de la arteria coronaria se han convertido en alternativas valiosas para los pacientes que necesitan revascularización multivaso17,18. Este modelo podría utilizarse para estudiar las diferencias entre estos enfoques y proporcionar una herramienta de aprendizaje basada en animales para los aprendices de cirugía. Además, la realización de cateterismo cardíaco utilizando este modelo puede ser útil para la investigación fisiológica y/o el entrenamiento quirúrgico.
Nuestro modelo proporciona una metodología para aplicaciones en las que la inducción de isquemia miocárdica regional y la posterior medición del tamaño del infarto, la función miocárdica y los cambios celulares son importantes. Con este protocolo, hemos podido evaluar varios marcadores de función celular y adaptación a la isquemia y la intervención terapéutica propuesta (es decir, trasplante mitocondrial) examinando la internalización de orgánulos, el consumo de oxígeno, la síntesis de fosfato de alta energía y la inducción de mediadores de citoquinas y vías proteómicas. Estos resultados son importantes para preservar la energía miocárdica, la viabilidad celular y la función cardíaca y permiten la evaluación objetiva de las técnicas cardioprotectoras después de la lesión por isquemia-reperfusión. Este modelo podría utilizarse para estudiar vías biológicas similares y alternativas en el campo de la patología y recuperación miocárdica post-isquémica.
El objetivo de este protocolo es proporcionar una metodología altamente reproducible para inducir isquemia miocárdica regional aguda in situ en el conejo para experimentos de no supervivencia y supervivencia. Este modelo proporciona una metodología con alta supervivencia, baja mortalidad intraoperatoria y mínima morbilidad19. Otros modelos de isquemia miocárdica regional aguda han sido descritos utilizando materiales radiomarcados, agentes de contraste, resonancia magnética o simulaciones computacionales20,21,22. Nuestro protocolo proporciona una metodología fiable y sencilla que es rentable, reproducible de forma consistente y tiene una baja demanda técnica y, por lo tanto, puede ser realizada por investigadores sin experiencia quirúrgica. Este protocolo se adapta a un proyecto de supervivencia mediante una minitoracotomía izquierda o a un modelo de no supervivencia mediante una esternotomía de línea media.

<table><tbody><tr><td>#10 cuchilla</td><td>Bard Parker</td><td>371210</td><td></td></tr><tr><td>#11 cuchilla</td><td>Fisher Scientific</td><td>B3L</td><td></td></tr><tr><td>22 G Aguja PIV</td><td>BD Insyte</td><td>381423</td><td></td></tr><tr><td>Acepromazine</td><td>VETONE</td><td>NDC 13985-587-50</td><td>0,5 mg/kg IM y IV</td></tr><tr><td>Bolsa de presión Aline</td><td>Infu-Stat</td><td>2139</td><td></td></tr><tr><td>Angiocath</td><td>Becton Dickinson</td><td>382512</td><td></td></tr><tr><td>Catéter arterial</td><td>Teleflex</td><td>MC-004912</td><td></td></tr><tr><td>Atropina</td><td>Hikma Pharmaceuticals</td><td>NDC 0641-6006-01</td><td>&nbsp; 0,01 mg/kg IM</td></tr><tr><td>Betadine y alcohol isopropílico al 70%</td><td>McKesson</td><td>NDC 68599-2302-6</td><td></td></tr><tr><td>Máquina de gas en sangre</td><td>Siemens</td><td>MRK0025</td><td></td></tr><tr><td>Bovie</td><td>Valleylab</td><td>E6008</td><td></td></tr><tr><td>Pinzas Bulldog</td><td>World Precision Instruments</td><td>14119</td><td></td></tr><tr><td>Bupivacaine</td><td>Auromedics</td><td>NDC 55150-249-50</td><td>&nbsp; 3 mg/kg</td></tr><tr><td>IM Butorfanol</td><td>Roxane</td><td>NDC 2054-3090-36</td><td>0,5 mg/kg IM</td></tr><tr><td>Lámina de acetato transparente</td><td>Oxford</td><td>Instruments ID 51-1625-0213</td><td></td></tr><tr><td>Pinzas</td><td>Clipers Andis</td><td>AGC2</td><td></td></tr><tr><td>DeBakey</td><td>Integra</td><td>P6280</td><td></td></tr><tr><td>Máquina de ecocardiografía</td><td>Philips</td><td>IE33 F1</td><td></td></tr><tr><td>Máquina de electrocardiografía</td><td>Meditech</td><td>MD908B</td><td></td></tr><tr><td>Tubo endotraqueal</td><td>Medline</td><td>#922774</td><td></td></tr><tr><td>Fentanilo</td><td>West-Ward</td><td>NDC 0641-6030-01</td><td>1&ndash; 4 y micro; g/kg parche transdérmico</td></tr><tr><td>Solución de formaldehído 10%</td><td>Epredia</td><td>94001</td><td></td></tr><tr><td>Placas de vidrio</td><td>&nbsp; United Scientific</td><td>B01MUHX6MR</td><td></td></tr><tr><td>Heparina Sódica Sódica</td><td>NDC</td><td>69-0058-02</td><td>1000U en 1 mL 3 mg/kg</td></tr><tr><td>Manta de agua caliente</td><td>3M</td><td>55577</td><td></td></tr><tr><td>Isoflurano</td><td>Penn Veterinary Supply, INC</td><td>NDC 50989-606-15</td><td>1%&ndash; 3%</td></tr><tr><td>Ketamina</td><td>Dechra</td><td>NDC 42023-138-10</td><td>10 mg/kg</td></tr><tr><td>IV Lab Chart 7 Software de adquisición</td><td>Adinstruments</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Solución de Ringer lactato</td><td>ICUmedical</td><td>NDC 0990-7953-09</td><td>10 mL/kg/h</td></tr><tr><td>Laringoscopio</td><td>Welch Allyn</td><td>68044</td><td></td></tr><tr><td>Catéter de luz del ventrículo izquierdo&nbsp; 3Fr</td><td>McKesson</td><td>385764-EA</td> Lidocaína <td></td></tr><tr><td>(1%)</td><td>Pfizer</td><td>4276-01</td><td>1&ndash; 1,5 mL/kg</td></tr><tr><td>IV Transductor LVDP</td><td>Edward</td><td>PDP-ED</td><td></td></tr><tr><td>Rotulador</td><td>Viscot</td><td>1451SR-100 Tijeras de mayonesa no estériles</td><td></td></tr><tr><td></td><td>Mayo</td><td>S7-1098</td><td></td></tr><tr><td>Medetomidina</td><td>Entera Mascotas Farmacia</td><td>NDC 015914-005-01</td><td>0,25 mg/kg</td></tr><tr><td>Tijeras IM Metzenbaum</td><td>Cole-Parmer</td><td>UX-10821-05</td><td></td></tr><tr><td>Monastra. Pigmento azul 98%</td><td>Chemsavers</td><td>MBTR1100G</td><td></td></tr><tr><td>Monocryl 5-0</td><td>Ethicon</td><td>Y463G</td><td></td></tr><tr><td>Pinza antimosquitos</td><td>Shioda</td><td>802N</td><td></td></tr><tr><td>PDS 3-0</td><td>Ethicon</td><td>42312201</td><td></td></tr><tr><td>Cristales de sonomicrometría piezoeléctricos</td><td>Sonometrics</td><td>Pequeño 2mm redondo</td><td></td></tr><tr><td>Plegets</td><td>DeRoyal</td><td>32-363</td><td></td></tr><tr><td>Povuine Iodine Prep Solutions</td><td>Medline</td><td>MDS093940</td><td></td></tr><tr><td>Mascarilla facial de sistema vaporizado de precisión</td><td>Yuwell</td><td>B07PNH69BF</td><td></td></tr><tr><td>Prolene 3-0</td><td>Ethicon</td><td>8665G</td><td></td></tr><tr><td>Proline 5-0</td><td>Ethicon</td><td>8661G</td><td></td></tr><tr><td>Sonda de oximetría de pulso</td><td>Masimo</td><td>9216-U</td><td></td></tr><tr><td>Esparcidor de costillas</td><td>Medline</td><td>MDS5621025</td><td></td></tr><tr><td>S12 Sonda para el sector pediátrico</td><td>Phillips</td><td>21380A</td><td></td></tr><tr><td>Sonomicrómetro</td><td>Sonometría</td><td>BZ10123724</td><td></td></tr><tr><td>Gasa estéril</td><td>Medline</td><td>3.00802E+13</td><td></td></tr><tr><td>Toallas estériles</td><td>McKesson</td><td>MON 277860EA</td><td></td></tr><tr><td>Retractor esternal</td><td>Medline</td><td>MDS5610321</td><td></td></tr><tr><td>Suturas para cierre</td><td>J& J Dental</td><td>8698G</td><td></td></tr><tr><td>Monitor de telemetría</td><td>Meditech</td><td>MD908B</td><td></td></tr><tr><td>Sonda de temperatura</td><td>Omega</td><td>KHSS-116G-RSC-12</td><td></td></tr><tr><td>Cloruro de trifenilo tetrazolio (1%)</td><td>Millipore</td><td>MFCD00011963</td><td></td></tr><tr><td>Ventilador</td><td>MedGroup</td><td>MSLGA 11</td><td></td></tr><tr><td>Vicryl 2-0</td><td>Ethicon</td><td>V635H Vinilo</td><td></td></tr><tr><td> tubo</td><td>ABE</td><td>DISW 3001</td><td></td></tr></tbody></table>

modelo de lesión por isquemia y reperfusión en conejos

Model of Ischemia and Reperfusion Injury in Rabbits

El protocolo aquí proporciona una metodología simple y altamente replicable para inducir isquemia miocárdica regional aguda in situ en el conejo para experimentos de supervivencia y no supervivencia. El conejo blanco adulto de Nueva Zelanda está sedado con atropina, acepromazina, butorfanol e isoflurano. El animal es intubado y colocado en ventilación mecánica. Se inserta un catéter intravenoso en la vena marginal del oído para la infusión de medicamentos. El animal se medica previamente con heparina, lidocaína y solución de Ringer lactada. Se realiza un corte carotídeo para obtener acceso a la vía arterial para el control de la presión arterial. Los parámetros fisiológicos y mecánicos seleccionados se monitorean y registran mediante análisis continuos en tiempo real.
Con el animal sedado y completamente anestesiado, se realiza una pequeña toracotomía izquierda en el cuarto espacio intercostal (supervivencia) o una esternotomía de la línea media (no supervivencia). Se abre el pericardio y se localiza la arteria descendente anterior izquierda (DA).
Se pasa una sutura de polipropileno alrededor de la segunda o tercera rama diagonal de la arteria LAD, y el filamento de polipropileno se enhebra a través de un pequeño tubo de vinilo, formando una trampa. El animal es sometido a 30 min de isquemia regional, lograda ocluyendo la DA apretando la trampa. La isquemia miocárdica se confirma visualmente por cianosis regional del epicardio. Después de la isquemia regional, la ligadura se afloja y se permite que el corazón se vuelva a perfundir.
Tanto para los experimentos de supervivencia como para los de no supervivencia, la función miocárdica puede evaluarse mediante una medición ecocardiográfica (ECO) del acortamiento fraccional. En el caso de los estudios de no supervivencia, los datos de la sonomicrometría recogidos mediante tres sondas ultrasónicas piezoeléctricas digitales implantadas en el área isquémica y la presión desarrollada en el ventrículo izquierdo (DPVI) mediante un catéter de ventrículo izquierdo (VI) insertado apicalmente pueden adquirirse de forma continua para evaluar la función miocárdica regional y global, respectivamente.
Para los estudios de supervivencia, se cierra la incisión, se realiza una toracocentesis con aguja izquierda para la evacuación del aire pleural y se logra el control del dolor postoperatorio.

Siguiendo el protocolo (Figura 1), la isquemia miocárdica fue confirmada inmediatamente por la visualización directa de la cianosis del epicardio.
Los ECG estándar (tres derivaciones de la extremidad: I, II y III, y tres derivaciones aumentadas computarizadas: aVL, aVR y aVF) se registraron de forma continua antes de la isquemia, durante la isquemia y en la reperfusión (Figura 2). Los ECG muestran taquicardia, arritmias (es decir, fib...

El presente estudio demuestra un modelo animal altamente reproducible de isquemia miocárdica regional aguda y lesión por reperfusión en conejos utilizando una minitoracotomía izquierda para los casos de supervivencia o una esternotomía de línea media para los casos de no supervivencia.

Modelo de lesión por isquemia y reperfusión en conejos

The protocol here provides a simple, highly replicable methodology to induce in situ acute regional myocardial ischemia in the rabbit for non-survival and ...

Este protocolo proporciona una metodología simple, confiable y reproducible para inducir isquemia miocárdica regional aguda in situ y lesión por reperfusión en un modelo de conejo para experimentos de no supervivencia y supervivencia. Esta técnica tiene una mortalidad y morbilidad mínimas a través de dos abordajes quirúrgicos diferentes. La metodología es rentable y tiene una baja demanda técnica, por lo que puede ser realizada por investigadores sin experiencia quirúrgica.Exponer la DA a través de una minitoracotomía puede ser un desafío. Se recomienda realizar una incisión paraesternal anterior en el cuarto espacio intercostal que se extienda de cinco a seis centímetros lateralmente y practicar dicha exposición y necropsia de conejo previamente. Para realizar una minitoracotomía izquierda para estudios de supervivencia, eleve el lado izquierdo del conejo anestesiado aproximadamente 30 grados con una almohada.Palpa y delinea los puntos de referencia óseos con un rotulador. Con una cuchilla número 10, haga una incisión en la piel que recubre la quinta costilla, extendiéndose desde adyacente al borde lateral del esternón hasta cinco o seis centímetros lateralmente. Mediante electroc

model-of-ischemia-and-reperfusion-injury-in-rabbits

Research

Investigación

JoVE Journal

Medicine

Medicina

El trauma quirúrgico induce una respuesta inflamatoria. Las citocinas y los ligandos endógenos se sabe que modulan el tamaño del infarto de miocardio después de la isquemia y la reperfusión. Se presenta una versión modificada de tórax cerrado, el modelo murino de isquemia y reperfusión con pesas colgantes para minimizar los efectos de la toracotomía.

Un murino tórax cerrado modelo de isquemia y reperfusión miocárdica

En este video, demostramos un procedimiento quirúrgico para inducir isquemia periférica a través de la ligadura de la arteria femoral en un conejo. Este método proporciona un modelo experimental eficaz para la investigación de las enfermedades vasculares periféricas.

Un modelo experimental de isquemia periférica: un procedimiento para generar isquemia periférica mediante ligadura de arterias femorales en un conejo

Fuente: Wanderer, S., et al. Modelo de aneurisma de bifurcación microquirúrgica con bolsa arterial en conejo. J. Vis. Exp. (2020)Este video muestra la creación de un modelo experimental de aneurisma en un conejo utilizando una bolsa de recipiente tratada con elastasa. Después de extirpar un segmento del CCA derecho, la bolsa se trata con elastasa y luego se sutura al CCA izquierdo para restaurar el flujo sanguíneo. La tensión resultante en las paredes debilitadas de la bolsa induce la formación...

Desarrollo de un modelo experimental de aneurisma en un conejo utilizando una bolsa vascular tratada con elastaso

Se introduce un método quirúrgico para inducir experimental de isquemia / reperfusión (I / R) lesión para simular el infarto de miocardio (MI) en modelos de ratón que permite una mayor claridad en el posicionamiento de la ligadura en la arteria descendente anterior izquierda (LAD) para aumentar la reproducibilidad de experimentos en ratones MI.

Un modelo murino de isquemia-reperfusión miocárdica lesión a través de la ligadura de la arteria descendente anterior

El corazón de rata aislado es un modelo duradero para la lesión por isquemia y reperfusión. Aquí, describimos el proceso de recolección del corazón latiendo de una rata a través de la canulación aórtica in situ, la perfusión de Langendorff del corazón, la lesión simulada por isquemia-reperfusión y la tinción del infarto para confirmar la extensión de la agresión isquémica.

Inducción y Evaluación de la isquemia-reperfusión en perfundidos Langendorff corazones de ratas

A continuación se describe el procedimiento detallado de isquemia-reperfusión intestinal en ratones que produce lesiones reproducibles sin mortalidad para fomentar la estandarización de esta técnica a través del campo. Este modelo de lesión de isquemia-reperfusión intestinal puede ser utilizado para estudiar los mecanismos celulares y moleculares de la lesión y regeneración.

Modelo murino de isquemia-reperfusión intestinal Lesiones

Describimos un procedimiento quirúrgico utilizado para inducir isquemia periférica en conejos con hiperlipidemia y diabetes. Esta cirugía actúa como un modelo preclínico para afecciones experimentadas en la enfermedad arterial periférica en pacientes. La angiografía también se describe como un medio para medir la magnitud de la isquemia introducida y la recuperación de la perfusión.

Modelo preclínico de isquemia de extremidades traseras en conejos diabéticos

La lesión por isquemia-reperfusión renal se asocia con una alta morbilidad y mortalidad en pacientes hospitalizados. Aquí, presentamos un modelo de ratón simple y efectivo de lesión unilateral por isquemia-reperfusión renal y proporcionamos una visión general secuencial de los cambios patológicos representativos observados en el riñón.

Un modelo de ratón eficaz de lesión unilateral por isquemia-reperfusión renal

El modelo de isquemia-reperfusión miocárdica del corazón de rata se mejora mediante el uso de un retractor de fabricación propia, un tubo de cloruro de polivinilo y un método de anudado único. El electrocardiograma, el cloruro de trifeniltetrazolio y la tinción histológica, y los resultados del análisis de supervivencia porcentual mostraron que el grupo modelo mejorado tiene mayores tasas de éxito y supervivencia que el grupo modelo ya existente.

Modelo mejorado de roedores de isquemia miocárdica y lesión por reperfusión

El registro continuo de la presión arterial permite la investigación de los impactos de diversos parámetros hemodinámicos. Este informe demuestra la aplicación de la monitorización continua de la presión arterial en un modelo animal grande de accidente cerebrovascular isquémico para la determinación de la fisiopatología del accidente cerebrovascular, el impacto de diferentes factores hemodinámicos y la evaluación de nuevos enfoques de tratamiento.

Monitorización en tiempo real y modulación de la presión arterial en un modelo de conejo de accidente cerebrovascular isquémico

Aprende a inducir isquemia y reperfusión miocárdica en conejos mediante mini-toracotomía o esternotomía. Este protocolo reproducible minimiza mortalidad y es accesible para investigadores sin experiencia quirúrgica avanzada.

Modelo de lesión por isquemia y reperfusión en conejos

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