Name: Inducción de estenosis uretral seguida de uretroplastia de injerto de mucosa bucal en un modelo de rata (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2023-04-28T13:00:00.000+00:00
Duration: 5 min 9 s
Description: Aprenda a inducir estenosis uretral y realizar uretroplastia con injerto de mucosa bucal en ratas Wistar. Este modelo permite estudiar terapias innovadoras y mecanismos moleculares en urología regenerativa.

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Agradecemos a João Leitão, jefe del departamento de Radiología del Centro Hospitalario Universitario Lisboa Norte, y a Catia Fernandes, técnica del servicio de Radiología del Centro Hospitalario Universitario Lisboa Norte, por su cooperación en la realización de uretrogramas.

Todos los procedimientos con animales se realizaron de acuerdo con la Directiva 2010/63/UE. Los procedimientos fueron aprobados por el Organismo de Bienestar Animal institucional, autorizado por DGAV, la autoridad portuguesa competente para la protección animal (número de licencia 0421/000/000/2021). Para el presente estudio se utilizaron ratas Wistar Han IGS macho (Crl:WI(Han) (400-500 g) a las 12-14 semanas de edad. Los animales se obtuvieron de una fuente comercial (ver Tabla de Materiales).
1. Preparación de soluciones
<ol><li>Solución anestésica<ol><li>Llene una jeringa de 3 ml con 2,3 ml de medetomidina (1 mg/ml; 0,715 mg/kg de peso corporal) y transfiérala a un tubo de centrífuga de 15 ml.</li>
		<li>Llene una jeringa de 3 ml con 1,55 ml de fentanilo (0,05 mg/ml; 0,02 mg/kg de peso corporal) y transfiérala al mismo tubo de centrífuga de 15 ml.</li>
		<li>Llene una jeringa de 10 ml con 6,15 ml de midazolam (5 mg/ml; 9,5 mg/kg de peso corporal) y transfiérala al mismo tubo de centrífuga de 15 ml, haciendo así una solución anestésica de 10 ml.</li>
		<li>Etiquete el tubo y guárdelo a 4 °C en la oscuridad. NOTA: Esta combinación de anestésicos (medetomidina, fentanilo y midazolam) proporciona una ventana quirúrgica anestésica de hasta 3 horas. La administración de atipamezol y flumazenil puede revertir el efecto.</li>
	</ol></li>
	<li>Solución antisedante<ol><li>Llene una jeringa de 1 ml con 0,7 ml de atipamezol (5 mg/ml; 3,72 mg/kg de peso corporal) y transfiérala a un tubo de centrífuga de 15 ml.</li>
		<li>Llene una jeringa de 10 ml con 9,3 ml de flumazenil (0,1 mg/ml; 1,56 mg/kg de peso corporal) y transfiérala al mismo tubo de centrífuga de 15 ml, haciendo así una solución antisedante de 10 ml.</li>
		<li>Etiquete el tubo y guárdelo a 4 °C en la oscuridad.</li>
	</ol></li>
	<li>Soluciones de analgesia postoperatoria<ol><li>Llene una jeringa de 1 ml con 0,5 ml de carprofeno (50 mg/ml; 5 mg/kg de peso corporal) y transfiérala a un tubo de centrífuga de 15 ml.</li>
		<li>Añadir 9,5 mL de solución de NaCl (0,9%), obteniendo una solución de carprofeno de 10 mL.</li>
		<li>Llene una jeringa de 1 ml con 1 ml de buprenorfina (0,3 mg/ml; 0,01-0,05 mg/kg de peso corporal) y transfiérala a un tubo de centrífuga de 15 ml.</li>
		<li>Añadir 9 mL de solución de NaCl (0,9%), obteniendo una solución de buprenorfina de 10 mL.</li>
		<li>Etiquete los tubos y guárdelos a 4 °C en la oscuridad.</li>
	</ol></li>
	<li>Antibiótico perioperatorio<ol><li>Llene una jeringa de 2,5 ml con 2,5 ml de enrofloxacino (25 mg/ml; 10 mg/kg de peso corporal) y transfiérala a un tubo de centrífuga de 15 ml.</li>
		<li>Añadir 7,5 mL de solución de NaCl (0,9%), obteniendo una solución de enrofloxacino de 10 mL.</li>
		<li>Etiquete el tubo y guárdelo a 4 °C en la oscuridad. NOTA: Los detalles de todos los reactivos para preparar las soluciones anteriores se enumeran en la Tabla de Materiales.</li>
	</ol></li>
</ol>2. Inducción quirúrgica de estenosis uretral
NOTA: Los procedimientos quirúrgicos se realizaron con un microscopio estereoscópico (10x) (ver Tabla de Materiales).
<ol><li>Esterilice todas las herramientas quirúrgicas antes de usarlas: hoja de bisturí (número 11), pinzas puntiagudas, tijeras de resorte, pinzas quirúrgicas, portaagujas oftálmicas, tijeras quirúrgicas y un portaagujas. Use bolas de algodón estériles para limpiar el campo quirúrgico.</li>
	<li>Cargue la jeringa con la solución anestésica antes de sostener a la rata.</li>
	<li>Sujete al animal con un tubo o una toalla y eleve la cola para exponer el abdomen.</li>
	<li>Mantener al animal inmovilizado y realizar una inyección intraperitoneal de la solución anestésica (preparada en el paso 1.1).</li>
	<li>Pruebe los reflejos de retirada del pedal de la rata para evaluar la anestesia.</li>
	<li>Aplique gel protector para los ojos en ambos ojos del animal. Realizar una inyección subcutánea de la solución antibiótica (preparada en el paso 1.1), a 10 mg/kg de peso corporal.</li>
	<li>Coloque a la rata en la posición de decúbito dorsal sobre una almohadilla térmica y use un microscopio de disección con un aumento de 10x o 20x para realizar el procedimiento quirúrgico.</li>
	<li>Limpie el pene y la piel abdominal circundante con povidona yodada (100 mg/ml).</li>
	<li>Retraiga manualmente el prepucio y coloque una sutura de soporte superficial (sutura 7.0; ver Tabla de Materiales) en la cara dorsal del glande del pene para aplicar tracción al pene, dejando el soporte de la aguja en su lugar para mantener el pene retraído.</li>
	<li>Coloque un catéter venoso de 22 G en la uretra para su cateterismo con un gel lubricante.</li>
	<li>Con una hoja de bisturí quirúrgico (número 11), realice una incisión ventral longitudinal de 1 cm en la piel del pene.</li>
	<li>Con las pinzas puntiagudas y las tijeras de resorte, diseccione las capas de tejido del pene hasta exponer la uretra a nivel de la diáfisis media.</li>
	<li>Con un dispositivo de electrocauterización (ver Tabla de Materiales), aplique una corriente de 10 W, durante 1 s, en los aspectos laterales de la uretra (en un lugar a cada lado), ventralmente a nivel del eje medio del pene.</li>
	<li>Cierre la incisión con una sutura corrida absorbible 6.0 (ver Tabla de Materiales).</li>
	<li>Retire el catéter uretral. Retire la sutura de tracción del pene.</li>
	<li>Realizar la inyección subcutánea de analgesia: Carprofeno a 5 mg/kg de peso corporal, y buprenorfina a 0,03 mg/kg de peso corporal.</li>
	<li>Cargue la jeringa con la solución antisedante (preparada en el paso 1.2) y, con el animal en decúbito ventral, coloque la piel suelta para administrar una inyección subcutánea de la solución antisedante.</li>
</ol>3. Procedimiento quirúrgico de uretroplastia con injerto de mucosa bucal
NOTA: Los procedimientos quirúrgicos se realizaron con un microscopio estereoscópico (10x) (ver Tabla de Materiales).
<ol><li>Esterilizar todos los instrumentos quirúrgicos necesarios para esta intervención: pinzas puntiagudas, tijeras de resorte, portaagujas oftálmico, tijeras quirúrgicas, porta agujas, tres pinzas para mosquitos y una hoja de bisturí (número 11). Use esponjas pequeñas para limpiar el campo quirúrgico.</li>
	<li>Administrar el anestésico, el antibiótico, la inmovilización y colocar al animal como se ha descrito anteriormente (pasos 2.2-2.8).</li>
	<li>Limpie la mucosa bucal del labio inferior, el pene y la piel abdominal circundante con povidona yodada (100 mg/ml).</li>
	<li>Colocar tres suturas de estancia (7.0 suturas) en el labio inferior, a ambos lados y en el medio, y dejar un mosquito en cada una para retraer el labio inferior y exponer la mucosa interna.</li>
	<li>Con unas tijeras elásticas y unas pinzas puntiagudas, extraer un injerto de 4 mm de diámetro de la mucosa bucal interna del labio inferior y colocarlo en un recipiente pequeño con solución salina estéril (NaCl al 0,9%).</li>
	<li>Aplicar compresión en la zona donante con una esponja para hemostasia.</li>
	<li>Retire las suturas de estancia del labio inferior colocadas anteriormente.</li>
	<li>Exponga el pene como se describió anteriormente (paso 2.9).</li>
	<li>Coloque un catéter venoso de 22 G en la uretra para su cateterismo con un gel lubricante.</li>
	<li>Con unas tijeras de resorte, realice una incisión circunferencial subcoronal y enguanta el pene hasta la base.</li>
	<li>Con las pinzas puntiagudas y las tijeras de resorte, disecciona las capas restantes y expone la uretra.</li>
	<li>Utilizando una hoja de bisturí quirúrgico (número 11) y unas tijeras de resorte, realizar una incisión ventral longitudinal, comenzando 3 mm distal al surco coronal en una extensión de 4 mm, espatulando la uretra a nivel de la estenosis previamente inducida (paso 2).</li>
	<li>Colocar dos suturas de tirante de material 7.0, una a cada lado de la espatulación, y dejar un mosquito en cada una para retraer la uretra.</li>
	<li>Colocar dos suturas 7.0 no absorbibles, una en cada extremo de la espatulación.</li>
	<li>Coloque el injerto de mucosa bucal en forma de incrustación ventral con el lado de la mucosa mirando hacia la luz uretral.</li>
	<li>Pasar una de las suturas por el extremo del injerto y realizar una media elipse con una sutura corrida.</li>
	<li>Repita los pasos 3.15 y 3.16 con la otra sutura en el otro lado del injerto.</li>
	<li>Retire el catéter uretral. Vuelva a colocar la piel del pene.</li>
	<li>Cierre la incisión circunferencial subcoronal con una sutura interrumpida absorbible 6.0.</li>
	<li>Retire la sutura de tracción del pene.</li>
	<li>Administrar la analgesia seguida de la solución antisedante, como se describe en los pasos 2.16-2.17.</li>
</ol>4. Seguimiento postoperatorio
<ol><li>Observe a las ratas de tres a cuatro veces cada hora, confirmando su recuperación de la anestesia. Controle la respiración y evalúe los reflejos pedales y oculares.</li>
	<li>Inyectar analgesia por vía subcutánea cada 12 h durante 48 h. NOTA: El carprofeno se administró a 1 mL/500 mg de peso corporal, y la buprenorfina a 0,5 mL/500 mg de peso corporal (ver Tabla de Materiales).</li>
	<li>Proporcionar alimentos blandos durante 48 h después de cada procedimiento y agua ad libitum.</li>
	<li>Monitoree a las ratas diariamente después de la cirugía y registre su estado de salud y la apariencia del sitio de la cirugía. Los signos evaluados incluyen la expresión facial, la vocalización, el estado de actividad, cualquier signo de dolor, la ingestión de alimentos y bebidas, la micción y el sangrado.</li>
</ol>5. Evaluación de la perfusión sanguínea
NOTA: El flujo sanguíneo se mide inmediatamente antes de la inducción de la estenosis, inmediatamente antes de la uretroplastia e inmediatamente después de la uretroplastia.
<ol><li>Realizar imágenes de perfusión Doppler con láser.<ol><li>Anestesiar a las ratas con la solución anestésica (paso 1.1).</li>
		<li>Coloque a la rata en decúbito supino sobre una almohadilla térmica a 37 °C con tracción del pene, como se describe en el paso 2.9.</li>
		<li>Ponga en marcha el generador de imágenes de perfusión láser Doppler (ver Tabla de Materiales) para obtener datos. Preestablezca el área de interés que leerá el rayo láser.</li>
		<li>Aplique la solución antisedante (paso 1.2) para revertir la anestesia.</li>
		<li>Con el software de análisis de imágenes, dibuje la región de interés (ROI) alrededor del área del pene y registre los valores de flujo a lo largo del tiempo.</li>
	</ol></li>
</ol>6. Evaluación radiográfica
NOTA: La confirmación de la inducción de la estenosis y la resolución de la estenosis después de la uretroplastia se confirman con un uretrograma retrógrado. Esta evaluación se realiza 1 semana después de la inducción de la estenosis (antes de la uretroplastia) y 2 semanas después de la uretroplastia.
<ol><li>Realizar una uretrograma retrógrada utilizando un sistema de angiografía monoplana (ver Tabla de Materiales).<ol><li>Anestesiar a las ratas con la solución anestésica.</li>
		<li>Coloque al animal en el colchón de angiografía en un decúbito oblicuo derecho, con tracción del pene, como se describe en el paso 2.9.</li>
		<li>Enfoca el haz cónico en el área pélvica del animal, incluido el pene.</li>
		<li>Colocar un catéter venoso de 22 G avanzado 2 mm en la uretra distal.</li>
		<li>Comience a instilar 1 mL de material de contraste radiográfico de yodo (proporción 1:1 de solución de yopromida de 623 mg/ml y NaCl al 0,9%) en la uretra.</li>
		<li>Simultáneamente, realizar radiografía simple para identificar el contraste radiográfico que completa la luz uretral y evaluar el diámetro uretral.</li>
		<li>Al finalizar la toma de imágenes, revierta la anestesia con la solución antisedante.</li>
	</ol></li>
</ol>7. Eutanasia
NOTA: La eutanasia se realiza 3 semanas después de la uretroplastia (4 semanas después de la inducción de la estenosis), inmediatamente después de la última evaluación de perfusión.
<ol><li>Llene una jeringa de 2,5 ml con 2 ml/kg de pentobarbital sódico (400 mg/ml).</li>
	<li>Realizar una inyección intraperitoneal de la solución para la eutanasia del animal.</li>
</ol>

<ol><li>Souza, G. F., Calado, A. A., Delcelo, R., Ortiz, V., Macedo, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Histopathological+evaluation+of+urethroplasty+with+dorsal+buccal+mucosa%3A+an+experimental+study+in+rabbits%5BTitle%5D)+AND+%22International+Brazilian+Journal+of+Urology%22%5BJournal%5D)">Histopathological evaluation of urethroplasty with dorsal buccal mucosa: an experimental study in rabbits.</a> International Brazilian Journal of Urology. 34 (3), 345-354 (2008).</li>
<li>Andrich, D. E., Mundy, A. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Urethral+strictures+and+their+surgical+treatment%5BTitle%5D)+AND+%22BJU+International%22%5BJournal%5D)">Urethral strictures and their surgical treatment.</a> BJU International. 86 (5), 571-580 (2000).</li>
<li>Bhargava, S., Chapple, C. R., Bullock, A. J., Layton, C., MacNeil, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tissue-engineered+buccal+mucosa+for+substitution+urethroplasty%5BTitle%5D)+AND+%22BJU+International%22%5BJournal%5D)">Tissue-engineered buccal mucosa for substitution urethroplasty.</a> BJU International. 93 (6), 807-811 (2004).</li>
<li>Fu, Q., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Substitution+urethroplasty+for+anterior+urethral+stricture+repair%3A+comparison+between+lingual+mucosa+graft+and+pedicled+skin+flap%5BTitle%5D)+AND+%22Scandinavian+Journal+of+Urology%22%5BJournal%5D)">Substitution urethroplasty for anterior urethral stricture repair: comparison between lingual mucosa graft and pedicled skin flap.</a> Scandinavian Journal of Urology. 51 (6), 479-483 (2017).</li>
<li>Blain, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Vascular+grafts+in+the+rat+model%3A+an+anatomic+study%5BTitle%5D)+AND+%22Microsurgery%22%5BJournal%5D)">Vascular grafts in the rat model: an anatomic study.</a> Microsurgery. 21 (3), 80-83 (2001).</li>
<li>Schmauss, D., Weinzierl, A., Schmauss, V., Harder, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Common+rodent+flap+models+in+experimental+surgery%5BTitle%5D)+AND+%22European+Surgical+Research%22%5BJournal%5D)">Common rodent flap models in experimental surgery.</a> European Surgical Research. 59 (3-4), 255-264 (2018).</li>
<li>You, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+rat+orthotopic+renal+transplantation+model+for+renal+allograft+rejection%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">A rat orthotopic renal transplantation model for renal allograft rejection.</a> Journal of Visualized Experiments. (180), e63464(2022).</li>
<li>Park, J. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Balloon-expandable+biodegradable+stents+versus+self-expandable+metallic+stents%3A+a+comparison+study+of+stent-induced+tissue+hyperplasia+in+the+rat+urethra%5BTitle%5D)+AND+%22Cardiovascular+and+Interventional+Radiology%22%5BJournal%5D)">Balloon-expandable biodegradable stents versus self-expandable metallic stents: a comparison study of stent-induced tissue hyperplasia in the rat urethra.</a> Cardiovascular and Interventional Radiology. 42 (9), 1343-1351 (2019).</li>
<li>Martín-Cano, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Histological+and+immunohistochemical+changes+in+the+rat+oral+mucosa+used+as+an+autologous+urethral+graft%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Pediatric+Surgery%22%5BJournal%5D)">Histological and immunohistochemical changes in the rat oral mucosa used as an autologous urethral graft.</a> Journal of Pediatric Surgery. 48 (7), 1557-1564 (2013).</li>
<li>Hofer, M. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Analysis+of+primary+urethral+wound+healing+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Urology%22%5BJournal%5D)">Analysis of primary urethral wound healing in the rat.</a> Urology. 84 (1), e1-7 (2014).</li>
<li>Tavukcu, H. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Protective+effect+of+platelet-rich+plasma+on+urethral+injury+model+of+male+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Neurourology+and+Urodynamics%22%5BJournal%5D)">Protective effect of platelet-rich plasma on urethral injury model of male rats.</a> Neurourology and Urodynamics. 37 (4), 1286-1293 (2018).</li>
</ol>

Los autores no tienen nada que revelar.

La uretroplastia con injertos de mucosa bucal es una piedra angular importante en la reconstrucción uretral. Sin embargo, se deben desarrollar procedimientos innovadores para optimizar los ya descritos y establecer otros nuevos, como los materiales de ingeniería tisular y los injertos biológicos, para reducir las complicaciones y la morbilidad. Se han publicado varios procedimientos para establecer modelos preclínicos y definir técnicas quirúrgicas. Souza et al.1 realizaron un estudio que incluyó ...

La reconstrucción uretral es un reto importante para los cirujanos urológicos en el manejo de la lesión uretral en el contexto de estenosis, traumatismos o defectos congénitos1. Con intención curativa, la uretroplastia es el tratamiento de elección para la mayoría de los pacientes, con defectos uretrales largos (>2 cm) y anteriores que requieren algún tipo de uretroplastia de sustitución2. Muchos tejidos se han utilizado como sustitutos uretrales, incluidos los injertos de piel de espesor completo o dividido de áreas genitales o extragenitales, la mucosa de la pared de la vejiga o la mucosa bucal generalizada2. Los injertos de mucosa bucal tienen varias ventajas, como provenir de un ambiente húmedo y sin pelo, ser fáciles de cosechar, ser resistentes a las infecciones, un epitelio grueso, una probabilidad reducida de formación de pseudodivertículos y una lámina delgada, lo que permite la imbibición e inosculación tempranas3. A diferencia de los colgajos, los injertos no tienen riego sanguíneo, dependiendo del lecho vascular del receptor para sobrevivir4.
Los modelos animales de injertos o colgajos se han utilizado ampliamente para desarrollar o refinar técnicas quirúrgicas, estudiar y comprender la fisiología de los tejidos, los mecanismos subyacentes y las causas del fracaso, y evaluar estrategias de tratamiento innovadoras 5,6. Aunque los animales más grandes facilitan la ejecución técnica, los roedores, es decir, las ratas y los ratones, son más fáciles de manejar y mantener, resistentes a las enfermedades, más rentables y, lo que es más importante, cuentan con las herramientas para investigar los mecanismos moleculares, cruciales para probar terapias innovadoras 5,6. Se han descrito varios modelos de colgajos e injertos en ratas utilizando diferentes tejidos, a saber, piel, hueso, músculo6, vasos5 e incluso órganos sólidos7. Sin embargo, hay escasa investigación en modelos murinos sobre injertos para reconstrucción uretral o ingeniería de tejidos.
Sin embargo, los avances en la ciencia traslacional dependen de modelos animales que imitan la enfermedad. Hasta el momento, no se ha abordado el ambiente fisiopatológico local, ya que la reconstrucción uretral se realiza inmediatamente después de su estenosis. El objetivo de este estudio es realizar una reconstrucción uretral mediante un injerto de mucosa bucal en un ambiente fisiopatológico local. Con este objetivo, se indujo la estenosis uretral 1 semana antes de su reconstrucción. Este modelo experimental, realizado en ratas, permite probar terapias innovadoras e investigar sus mecanismos moleculares y ventajas clínicas en el futuro.

<table><tbody><tr><td>Atipamezole</td><td>OrionPharma</td><td></td><td>El antisedán (atipamezol) está indicado para revertir los efectos sedantes y analgésicos.</td></tr><tr><td>Buprenorfina</td><td>RichterPharma</td><td></td><td>La buprenorfina es un derivado del alcaloide teabaino, que es un analgésico más potente (25-40 veces) y de mayor duración que la morfina.</td></tr><tr><td>Carl Zeiss Opmi-1 FC Microscopio Quirúrgico Estereoscópico</td><td>Carl Zeiss Microscopy, Alemania</td><td></td><td>OPMI 1 FC de ZEISS simboliza calidad, precisión y fiabilidad. El sistema manual es fácil de usar y ofrece imágenes de alta fidelidad gracias a la legendaria óptica ZEISS.</td></tr><tr><td>Carprofeno</td><td>Zoetis</td><td></td><td>El carprofeno es un fármaco antiinflamatorio (AINE) no esteroideo de la clase del ácido propiónico.</td></tr><tr><td>Catéter 22 G. x 1''</td><td>B Braun</td><td>Seguridad en Introcan</td><td>Catéter IV de etileno propileno fluorado (FEP) con construcción más firme para acceso arterial.</td></tr><tr><td>Enrofloxacina</td><td>Bayer</td><td></td><td>La enrofloxicina es un antibiótico fluoroquinolona.</td></tr><tr><td>Fentanilo</td><td>Braun</td><td>3644960</td><td>El fentanilo es un potente analgésico opioide sintético.</td></tr><tr><td>Flumazenil</td><td>Fresenius Kabi</td><td></td><td>El antagonista de las benzodiacepínicas se utiliza para la reversión total o parcial de los efectos sedantes causados por las benzodiacepinas.</td></tr><tr><td>Cauterización a altas temperaturas</td><td>Fiab</td><td>F7244</td><td>Cauterización desechable, estéril, alta temperatura (1200 ºC; C), punta fina de 28 mm.</td></tr><tr><td>Gel Instillagel</td><td>Farco-pharma</td><td></td><td>Lubricante a base de celulosa con propiedades anestésicas locales y desinfectantes.</td></tr><tr><td>Iopromida</td><td>Bayer</td><td></td><td>Medio de contraste inyectable no iónico, con yodo.</td></tr><tr><td>Sistema de imagen láser Doppler (imagen de perfusión moorLDI2-HIR y software dedicado)</td><td>MoorLDI-V6.0, Moor Instruments Ltd, Axminster, Reino Unido</td><td>5710</td><td>Los modelos de angiogénesis utilizan imágenes Doppler láser para evaluar la perfusión sanguínea en las extremidades posteriores, una de las cuales se liga quirúrgicamente. Un software dedicado a la medición y comparación permite definir las regiones de interés para la evaluación del flujo sanguíneo en el miembro isquémico frente al no isquémico para establecer una "relación de reperfusión" que puede evaluarse tantas veces como sea necesario y durante varios días sobre el mismo sujeto.</td></tr><tr><td>Gel Lubrithal para los ojos</td><td>Dechra</td><td></td><td>Gel ocular utilizado en animales para prevenir la sequedad ocular durante la anestesia. Acción lubricante e hidratante sobre córnea y conjuntiva.</td></tr><tr><td>Ratas Wistar Han Han (Crl:WI(Han)</td><td>Laboratorios Charles River, España</td><td></td><td>De doce a catorce semanas</td></tr><tr><td>Metedomidina</td><td>Virbac</td><td>037/01/07RFVPT</td><td>La medetomidina es un fármaco sintético utilizado como anestésico quirúrgico.</td></tr><tr><td>Midazolam</td><td>Labesfal</td><td></td><td>La medicación con benzodiacepinas se utiliza para anestesia y sedación procedimental.</td></tr><tr><td>Sistema de Angiografía Monoplan</td><td>Philips Sistemas Médicos</td><td>Azurion 7 M20</td><td>Un sistema fijo de rayos X fluoroscópicos diagnósticos diseñado específicamente para optimizar la capacidad de los usuarios para evaluar visual y cuantitativamente la anatomía y función de los vasos sanguíneos del corazón, el cerebro y otros órganos, así como el sistema linfático.</td></tr><tr><td>Pinzas para mosquitos</td><td>Henry Schein</td><td>102-4346</td><td>Pinza hemostática Hartman-Mosquito de acero inoxidable curvado de 3-1/2"</td></tr><tr><td>Portaagujas</td><td>Henry Schein</td><td>100-2570</td><td>Portaagujas Mayo-Hegar, acero inoxidable, 14 cm</td></tr><tr><td>Soporte para agujas oftálmicas</td><td>Asico</td><td>AE-6143</td><td>Portaagujas de barranquer, más delicado sin bloqueo</td></tr><tr><td>Pentobarbital sódico</td><td>Ecupar</td><td></td><td>El pentobarbital sodio es la sal sódica del pentobarbital utilizada para la eutanasia.</td></tr><tr><td>Pinzas puntiagudas</td><td>Esculap</td><td>BD335R</td><td>Microfórceps, punta de 0,30 mm</td></tr><tr><td>Polysorb 6.0</td><td>Medtronic (Covidien)</td><td>UL-101</td><td>Sutura sintética absorbible recubierta tenía como objetivo reducir la reacción inflamatoria en los tejidos, seguida de una encapsulación gradual de la sutura mediante tejido conectivo fibroso.</td></tr><tr><td>Providona-yodo</td><td>Mylan</td><td></td><td>Povidona-yodo 10% es un fármaco antiséptico, que se utiliza como desinfectante antes y después de la cirugía.</td></tr><tr><td>Bisturí n&ordm; 11</td><td>B Braun</td><td>BB511</td><td>Acero al carbono, estéril</td></tr><tr><td>Tijeras de primavera</td><td>Henry Schein</td><td>600-4826</td><td>Tijeras quirúrgicas 31 castroviejo</td></tr><tr><td>Pinzas quirúrgicas</td><td>Esculap</td><td>BD33R</td><td>Microfórceps, punta de 0,20 mm</td></tr><tr><td>Tijeras Quirúrgicas</td><td>Esculap</td><td>MA873R</td><td>Micro Iris Scissor, puntas curvas para fragmentos</td></tr><tr><td>SurgiPro 7.0</td><td>Medtronic (Coviden)</td><td>VP-702-X</td><td>Sutura de polipropileno monofilamento no absorbible indicada para su uso en ligaduras generales de tejidos blandos.</td></tr></tbody></table>

inducción de estenosis uretral seguida de uretroplastia de injerto de mucosa bucal en un modelo de rata

Urethral Stricture Induction Followed by Buccal Mucosa Graft Urethroplasty in a Rat Model

La reconstrucción uretral es un área importante de especialización para los urólogos. La mucosa bucal se considera la mejor opción cuando es necesario un injerto uretral, aunque en algunos casos es inadecuado o necesita ser optimizado para reparar una estenosis determinada. Por lo tanto, el desarrollo de procedimientos innovadores y la evaluación de su supuesto éxito en modelos experimentales es crucial para adaptarse a la necesidad clínica. Con este objetivo, este estudio describe un protocolo en el que la estenosis uretral fue inducida por electrocauterización en ratas Wistar. La reconstrucción uretral se realizó 1 semana después con un injerto de mucosa bucal, extraído del labio inferior, y colocado en forma de incrustación ventral. Un uretrograma retrógrado mostró una mejoría significativa en el diámetro uretral después de la uretroplastia en comparación con el valor respectivo después de la inducción de estenosis. Además, la colocación del injerto se evaluó mediante análisis de perfusión sanguínea mediante láser Doppler. Como era de esperar, un área azul oscuro correspondió al injerto de mucosa bucal no vascularizada. Este procedimiento puede simular con éxito el proceso fisiopatológico normal de la lesión uretral y la modulación tisular, así como la reconstrucción uretral mediante un injerto de mucosa bucal de forma reproducible, y servir de base para futuras investigaciones basadas en ingeniería tisular o injertos uretrales.

Un total de 12 ratas Wistar macho, con un peso de 400-500 g y 12-14 semanas de edad, se utilizaron para la inducción de la estenosis uretral. Se realizó un uretrograma retrógrado (RUG1) 1 semana después8, confirmando el éxito de la técnica. El diámetro uretral se midió en milímetros a nivel de la inducción de la estenosis. Tras esto, se realizó una uretroplastia con un injerto de mucosa bucal en la cara ventral de la uretra de rata. Las mismas ratas fueron sometidas a un segundo uretrograma retróg...

En el presente protocolo, se desarrolló una inducción de estenosis uretral en ratas Wistar, seguida de una reconstrucción uretral con un injerto de mucosa bucal. Se realizó un uretrograma retrógrado y una evaluación Doppler láser, validando la reconstrucción uretral (después de la formación de estenosis) y la colocación del injerto.

Inducción de estenosis uretral seguida de uretroplastia de injerto de mucosa bucal en un modelo de rata

Urethral reconstruction is an important area of expertise for urologists. The buccal mucosa is considered the best option when urethral grafting is ...

En este protocolo, la reconstrucción uretral mediante un injerto de mucosa bucal se desarrolla por primera vez en un entorno fisiopatológico local, que es crucial para imitar la enfermedad. Esta técnica nos permite desarrollar terapias innovadoras y estudiar sus mecanismos moleculares y ventajas clínicas de forma traslacional. Para comenzar, aplique gel protector para los ojos en ambos ojos de la rata anestesiada.Coloque al animal en la posición de decúbito dorsal sobre una almohadilla térmica y coloque un microscopio de disección sobre la rata para el procedimiento quirúrgico. Después de retraer el prepucio del pene, coloque dorsalmente una sutura superficial de siete ceros en las glándulas del pene. Deje un soporte para agujas en su lugar para mantener el pene retraído.Coloque un catéter venoso de calibre 22 en la uretra para su cateterismo con gel lubricante. Realice una incisión ventral de un centímetro de largo en la piel del pene con una hoja de bisturí quirúrgico. Diseccione las capas de tejido del pene con pinzas y tijeras de resorte hasta que la uretra quede expuesta al nivel medio del cuerpo.Aplique corriente con un dispositivo de electrocauterización en un lado lateral de la uretra y ventralmente en la mitad del cuerpo del pene. Cierre la incisión con una sutura absorbible de seis ceros. Retire el catéter uretral y la sutura de tracción del pene.Coloque a la rata en decúbito ventral y administre una inyección subcutánea de la solución antisedante. Limpie el labio inferior, la mucosa bucal, el pene y la piel abdominal de una rata anestesiada con povidona yodada. Coloque tres suturas de siete ceros en ambos lados y en el centro del labio inferior.Coloca un mosquito en cada uno para retraer el labio y exponer la mucosa interna. Con unas tijeras de resorte y unas pinzas puntiagudas, extraiga un injerto de cuatro milímetros de la mucosa bucal interna del labio inferior. Coloque el injerto en un recipiente pequeño con solución salina estéril al 0,9%.Comprima el área donante con una esponja. Retire las suturas de soporte previamente colocadas del labio inferior y exponga el pene. Coloque un catéter venoso de calibre 22 en la uretra para cauterizarlo con un gel lubricante.Con unas tijeras de resorte, haga una incisión subcoronal circunferencial y desguante el pene hasta la base. Disecciona las capas restantes para exponer la uretra. Realizar una incisión ventral longitudinal de cuatro milímetros a unos tres milímetros distal al surco coronal, espatulando la uretra a la altura de la estenosis.Coloque dos suturas de siete tirantes a cada lado de la espatulación. Deja un mosquito en cada uno para retraer la uretra. Coloque dos suturas no absorbibles de siete ohs en cada extremo de la espatulación.Coloque el injerto de mucosa bucal en forma de incrustación ventral con el lado de la mucosa mirando hacia la luz uretral. Pasar una de las suturas a través del injerto y realizar una media elipse con una sutura corrida. Retire el catéter uretral y vuelva a colocar la piel del pene.Cierre la incisión subcoronal circunferencial con una sutura interrumpida absorbible de seis ceros. Retire la sutura de tracción del pene y, a continuación, administre la solución antisedante como se ha demostrado anteriormente. La rata sometida a inducción de estenosis mostró un diámetro de uréter de 0,92 milímetros, que mejoró a 1,59 milímetros dos semanas después de la uretroplastia del injerto.El flujo sanguíneo medio se redujo significativamente después de la uretroplastia en comparación con los animales antes de la uretroplastia. Demasiada corriente puede conducir a un riesgo de cierre uretral. El injerto debe colocarse con la mucosa orientada hacia la luz uretral con una sutura corredera estanca para evitar fístulas.Se puede realizar cualquier tipo de uretroplastias con injertos, se pueden evaluar diferentes tipos de injertos. Este modelo experimental nos permite optimizar el uso de injertos y explorar nuevas estrategias terapéuticas, como materiales de ingeniería tisular con impacto en la investigación traslacional para adaptarse a las necesidades clínicas.

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