Name: Lesión por congelación en el músculo masetero de ratón para establecer un modelo de fibrosis muscular orofacial (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2023-12-29T13:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 33 s
Description: Aprenda a establecer un modelo de lesión por congelación en el músculo masetero de ratón para investigar la regeneración y fibrosis muscular orofacial. Este método permite comparar la regeneración diferencial entre músculos faciales y de las extremidades.

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Este estudio fue financiado por subvenciones del Comité Provincial de Salud y Bienestar de Sichuan (número de subvención: 21PJ063) y la Fundación Nacional de Ciencias Naturales de China (número de subvención: 82001031).

Todos los procedimientos con animales de este estudio fueron revisados y aprobados por el Comité de Ética de la Escuela de Estomatología de China Occidental de la Universidad de Sichuan (WCHSIRB-D-2020-114). Los ratones machos C57BL/6 (5 semanas de edad) se criaron en una instalación con humedad controlada (53 ± 2%) y temperatura controlada (23 ± 2 °C) y se sometieron a un ciclo de luz/oscuridad de 12 h. Consulte la Tabla de materiales para obtener detalles relacionados con todos los materiales, reactivos e instrumentos utilizados en este protocolo.
1. Lesión por congelación
<ol><li>Anestesia: Sedar a los ratones con bolas de algodón empapadas en isoflurano e inyectar tiletamina-zolazepam por vía intraperitoneal a una dosis de 50 mg/kg. La analgesia pre y postoperatoria se proporcionó mediante inyección intraperitoneal de meloxicam a una dosis de 1 mg/kg. Protege sus ojos con ungüento veterinario. Se colocó una almohadilla térmica mantenida a 38 °C debajo del paño quirúrgico durante todo el procedimiento para proporcionar soporte térmico al animal. Fije a los ratones con cinta adhesiva después de acostarlos de lado sobre una mesa quirúrgica (Figura 1). Evaluar la suficiencia de la anestesia mediante la pérdida del reflejo palpebral, el reflejo de enderezamiento y el reflejo de retirada del pedal. NOTA: Cuando aplique anestesia con isofluorano, sostenga el ratón en una mano y la bola de algodón empapada en isofluorano en la otra. Asegúrese de mantener la bola de algodón a distancia del animal para evitar molestias e irritaciones en la piel.</li>
	<li>Depilación preoperatoria: Utilice una maquinilla de afeitar eléctrica para afeitar el vello de la pantorrilla y la cara del ratón y aplique la pasta depilatoria con un bastoncillo de algodón sobre la piel, cubriendo el músculo masetero y el músculo tibial anterior. Después de 1-2 minutos, lave la pasta con una toallita quirúrgica a base de etanol (Figura 2A y Figura 2G). Los sitios quirúrgicos se desinfectaron con tres rondas de un exfoliante a base de yodo y etanol al 75%. NOTA: La maquinilla de afeitar eléctrica por sí sola no era suficiente para la depilación, especialmente en la zona del masetero. A la hora de aplicar la pasta depilatoria, es importante no utilizar una pasta excesiva. Limpie la piel suavemente cuando lave la pasta para evitar quemaduras en la piel.</li>
	<li>Exposición al campo quirúrgico: Cubrir con paños quirúrgicos antes del procedimiento quirúrgico. Para el músculo MAS, palpa primero a lo largo del borde inferior de la mandíbula. A 5 mm del borde, haga una incisión de 7 mm a lo largo de la línea que conecta la comisura oral con el trago (la línea discontinua indica la ubicación de la incisión en la Figura 2B).</li>
	<li>Para el músculo TA, palpa primero a lo largo de la pantorrilla para ubicar el borde anterior del hueso de la tibia. Cortar 2 mm detrás del borde a través de la piel con un bisturí, comenzando desde la rodilla y terminando en el tobillo (la línea discontinua indica la ubicación de la incisión en la Figura 2H). Para cada ratón, si el MAS y el músculo TA del lado izquierdo están lesionados, utilice el otro músculo del lado contralateral como control. NOTA: Este corte es muy superficial para asegurar que los músculos no se lesionen durante la incisión. La incisión en la cara no debe estar demasiado cerca del trago. De lo contrario, la glándula parótida quedará expuesta, lo que provocará un sangrado excesivo durante el siguiente proceso de congelación.</li>
	<li>Congelación con hielo seco: Sostenga una pieza de hielo seco con pinzas preenfriadas a lo largo de los ejes largos de los músculos MAS y TA (Figura 2C y Figura 2I, respectivamente). Coloque el hielo seco directamente sobre la superficie del músculo durante 5 s. Confirme que el músculo se ve rígido y de color blanco pálido inmediatamente después de retirar el hielo seco (Figura 2D y Figura 2J), pero que vuelve a su color y textura normales dentro de 22-25 s, similar al músculo adyacente no lesionado (Figura 2E y Figura 2K). NOTA: Las pinzas que sujetan el hielo seco deben enfriarse previamente para evitar la sublimación rápida del hielo seco. Un temporizador es obligatorio para realizar la lesión por congelación de 5 s y contar el tiempo de recuperación del músculo de 22 a 25 s. Cualquier músculo con un tiempo de recuperación inferior a 22 s o superior a 25 s debe ser abandonado. Este paso requiere práctica.</li>
	<li>Cierre de la herida: Después de la recuperación total del músculo, cierre la herida cutánea con al menos tres suturas 7-0 (Figura 2F y Figura 2L).</li>
	<li>Reanimación: Cuando se complete la sutura, coloque a los ratones en la jaula con soporte térmico y vigílelos continuamente hasta que se hayan recuperado todos los reflejos de adrizamiento.</li>
</ol>2. Colección de músculo
<ol><li>Eutanasia a los ratones con una sobredosis de isoflurano, seguida de dislocación cervical. Extraiga los músculos MAS y TA en ambos lados para el análisis histológico.</li>
	<li>Disección del músculo MAS: Cortar la piel de la cara del ratón y extirpar la glándula parótida para exponer la parte posterior del músculo MAS. Diseccionar el MAS desde su inserción anterior hasta su inserción posterior en la mandíbula. El área punteada blanca indica la parte expuesta del MAS (Figura 3A). NOTA: El músculo MAS está compuesto por compartimentos profundos y superficiales, ambos estrechamente unidos a la superficie de la mandíbula. Asegúrese de presionar las tijeras contra la mandíbula durante la disección para asegurar el aislamiento completo del MAS. Tenga cuidado de distinguir el cigomático-mandibular del SAM por sus límites entre el cigomático y la mandíbula.</li>
	<li>Disección del músculo TA: corte la piel desde el tobillo hasta la rodilla y retire la fascia para exponer el músculo TA. Utilice la punta de las pinzas de microdisección para aislar el tendón del TA y deslícelo hasta la rodilla para romper las fibras que se unen a la tibia. Luego, corte el tendón del tobillo (Figura 3B). NOTA: Para el músculo TA, hay algunos tendones musculares alrededor del tobillo del ratón; se necesitaría práctica para discernir el tendón de TA, que es el más grande y el más cercano a la tibia.</li>
	<li>Preenfriamiento de isopentano: Prepare dos barriles de aislamiento; Llene el barril pequeño con isopentano y el barril grande con nitrógeno líquido. Coloque el barril pequeño dentro del barril grande 10 minutos antes de la disección muscular (Figura 3D).</li>
	<li>Preparación del molde de incrustación: Haga un molde cilíndrico de papel de aluminio para cada muestra y llénelos con compuesto de temperatura óptima de corte (OCT).</li>
	<li>Fresco congelado: Sumerja el músculo en OCT, manteniéndolo perpendicular al compuesto de OCT (Figura 3C). Utilice un portaagujas para transferir el molde al isopentano preenfriado. Espere 40 s para que la OCT se vuelva blanca y sólida (Figura 3D). NOTA: Asegúrese de que la posición del molde no sea demasiado baja. De lo contrario, el isopentano se mezclará con la OCT y perjudicará el proceso de congelación muscular. El nivel de OCT en el molde debe ser comparable a la altura de la muestra de músculo. Evite una cantidad excesiva de OCT para garantizar una congelación rápida y eficiente.</li>
	<li>Almacenamiento de muestras: Almacene muestras de músculo fresco congeladas en placas de 24 pocillos claramente etiquetadas. Seccione las muestras inmediatamente o guárdelas a -80 °C para su uso a largo plazo.</li>
</ol>3. Análisis histológico
<ol><li>Utilice un criostato para cortar secciones de 10 μm de espesor de la muestra de músculo en portaobjetos tratados en la superficie.</li>
	<li>Coloque los portaobjetos en acetona helada durante 20 minutos y séquelos al aire en la campana extractora durante 20 minutos.</li>
	<li>Lave los portaobjetos durante 3 x 5 minutos con solución salina tamponada con fosfato (PBS). NOTA: A partir de este paso, los portaobjetos se mantuvieron en una cámara de humedad para evitar que se secaran.</li>
	<li>Tinción Sirius Red<ol><li>Prepare la solución de trabajo de Sirius Red disolviendo 0,5 g de polvo de Sirius Red en 500 ml de ácido pícrico saturado.</li>
		<li>Tiñir los portaobjetos con la solución de trabajo Sirius Red durante 1 h a temperatura ambiente.</li>
		<li>Lavar los portaobjetos durante 2 x 5 min con ácido acético al 0,5%.</li>
		<li>Después del proceso de tinción, las muestras deben deshidratarse primero en etanol al 95% durante 15 s, seguido de deshidratación en etanol anhidro durante 1 min. El último paso consiste en montar el tobogán con bálsamo neutro.</li>
	</ol></li>
	<li>Tinción inmunohistológica<ol><li>Permeabilizar las secciones con Triton al 0,3% en PBS durante 20 min a temperatura ambiente, seguido de un lavado con PBS.</li>
		<li>Para la tinción con Pax7, bloquee las secciones con el reactivo proporcionado con el kit de referencia; para la tinción de laminina y Pdgfrα, bloquear con 5% de albúmina sérica bovina (BSA) y 5% de suero de burro en PBS durante 1 h a temperatura ambiente.</li>
		<li>Incubar las secciones con anticuerpos primarios contra Pax7, laminina y Pdgfrα durante la noche a 4 °C, seguido de un lavado con PBS durante 3 x 5 min.</li>
		<li>Incubar las secciones con anticuerpos secundarios conjugados con colorante fluorescente durante 1 h a temperatura ambiente, seguido de un lavado con PBS durante 3 x 5 min.</li>
		<li>Incubar con 4',6-diamidino-2-fenilindol (DAPI) durante 3 min a temperatura ambiente, seguido de un lavado con PBS durante 3 x 5 min.</li>
		<li>Coloque el medio de montaje en la sección, coloque el cubreobjetos en la parte superior y use esmalte de uñas para sellar el cubreobjetos.</li>
	</ol></li>
</ol>

Establecimiento de un modelo de fibrosis muscular orofacial en ratones a través de una lesión por congelación

<ol><li>Yoshioka, K., Kitajima, Y., Seko, D., Tsuchiya, Y., Ono, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+body+region+specificity+in+murine+models+of+muscle+regeneration+and+atrophy%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+Physiologica%22%5BJournal%5D)">The body region specificity in murine models of muscle regeneration and atrophy.</a> Acta Physiologica. 231 (1), e13553(2021).</li>
<li>Worley, M. L., Patel, K. G., Kilpatrick, L. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cleft+lip+and+palate%5BTitle%5D)+AND+%22Clinics+in+Perinatology%22%5BJournal%5D)">Cleft lip and palate.</a> Clinics in Perinatology. 45 (4), 661-678 (2018).</li>
<li>Pai, B. C. J., Hung, Y. -T., Wang, R. S. H., Lo, L. -J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Outcome+of+patients+with+complete+unilateral+cleft+lip+and+palate%3A+20-year+follow-up+of+a+treatment+protocol%5BTitle%5D)+AND+%22Plastic+and+Reconstructive+Surgery%22%5BJournal%5D)">Outcome of patients with complete unilateral cleft lip and palate: 20-year follow-up of a treatment protocol.</a> Plastic and Reconstructive Surgery. 143 (2), 359e-367e (2019).</li>
<li>Parsaei, Y., Chandler, L., Smetona, J. T., Lopez, J., Steinbacher, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Aesthetic+repair+of+unilateral+cleft+lip+using+the+modified+inferior+triangle+and+adjunctive+techniques%5BTitle%5D)+AND+%22Plastic+and+Reconstructive+Surgery%22%5BJournal%5D)">Aesthetic repair of unilateral cleft lip using the modified inferior triangle and adjunctive techniques.</a> Plastic and Reconstructive Surgery. 149 (1), 70e-73e (2022).</li>
<li>Schubert, F. R., Singh, A. J., Afoyalan, O., Kioussi, C., Dietrich, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((To+roll+the+eyes+and+snap+a+bite+-+function%2C+development+and+evolution+of+craniofacial+muscles%5BTitle%5D)+AND+%22Seminars+In+Cell+%26+Developmental+Biology%22%5BJournal%5D)">To roll the eyes and snap a bite - function, development and evolution of craniofacial muscles.</a> Seminars In Cell & Developmental Biology. 91, 31-44 (2019).</li>
<li>Vyas, B., Nandkishore, N., Sambasivan, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Vertebrate+cranial+mesoderm%3A+developmental+trajectory+and+evolutionary+origin%5BTitle%5D)+AND+%22Cellular+and+Molecular+Life+Sciences%3A+CMLS%22%5BJournal%5D)">Vertebrate cranial mesoderm: developmental trajectory and evolutionary origin.</a> Cellular and Molecular Life Sciences: CMLS. 77 (10), 1933-1945 (2020).</li>
<li>Sambasivan, R., Kuratani, S., Tajbakhsh, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+eye+on+the+head%3A+the+development+and+evolution+of+craniofacial+muscles%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">An eye on the head: the development and evolution of craniofacial muscles.</a> Development. 138 (12), 2401-2415 (2011).</li>
<li>Cheng, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Head+muscle+fibro-adipogenic+progenitors+account+for+the+tilted+regeneration+towards+fibrosis%5BTitle%5D)+AND+%22Biochemical+and+Biophysical+Research+Communications%22%5BJournal%5D)">Head muscle fibro-adipogenic progenitors account for the tilted regeneration towards fibrosis.</a> Biochemical and Biophysical Research Communications. 589, 131-138 (2022).</li>
<li>Pavlath, G. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Heterogeneity+among+muscle+precursor+cells+in+adult+skeletal+muscles+with+differing+regenerative+capacities%5BTitle%5D)+AND+%22Developmental+Dynamics%22%5BJournal%5D)">Heterogeneity among muscle precursor cells in adult skeletal muscles with differing regenerative capacities.</a> Developmental Dynamics. 212 (4), 495-508 (1998).</li>
<li>Camacho-Alonso, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Regeneration+of+lingual+musculature+in+rats+using+myoblasts+over+porcine+bladder+acellular+matrix%5BTitle%5D)+AND+%22Oral+Diseases%22%5BJournal%5D)">Regeneration of lingual musculature in rats using myoblasts over porcine bladder acellular matrix.</a> Oral Diseases. 27 (6), 1580-1589 (2021).</li>
<li>LeBoff, M. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+clinician%27s+guide+to+prevention+and+treatment+of+osteoporosis%5BTitle%5D)+AND+%22Osteoporosis+International%22%5BJournal%5D)">The clinician's guide to prevention and treatment of osteoporosis.</a> Osteoporosis International. 33 (10), 2049-2102 (2022).</li>
<li>Julien, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Direct+contribution+of+skeletal+muscle+mesenchymal+progenitors+to+bone+repair%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Communications%22%5BJournal%5D)">Direct contribution of skeletal muscle mesenchymal progenitors to bone repair.</a> Nature Communications. 12 (1), 2860(2021).</li>
<li>Mahdy, M. A. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Glycerol-induced+injury+as+a+new+model+of+muscle+regeneration%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+and+Tissue+Research%22%5BJournal%5D)">Glycerol-induced injury as a new model of muscle regeneration.</a> Cell and Tissue Research. 374 (2), 233-241 (2018).</li>
<li>Guardiola, O., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Induction+of+acute+skeletal+muscle+regeneration+by+cardiotoxin+injection%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%3A+JoVE%22%5BJournal%5D)">Induction of acute skeletal muscle regeneration by cardiotoxin injection.</a> Journal of Visualized Experiments: JoVE. (119), 54515(2017).</li>
<li>Larouche, J. A., Wallace, E. C., Spence, B. D., Buras, E., Aguilar, C. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Spatiotemporal+mapping+of+immune+and+stem+cell+dysregulation+after+volumetric+muscle+loss%5BTitle%5D)+AND+%22JCI+Insight%22%5BJournal%5D)">Spatiotemporal mapping of immune and stem cell dysregulation after volumetric muscle loss.</a> JCI Insight. 8 (7), e162835(2023).</li>
<li>Anderson, S. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Determination+of+a+critical+size+threshold+for+volumetric+muscle+loss+in+the+mouse+quadriceps%5BTitle%5D)+AND+%22Tissue+Engineering.+Part+C%2C+Methods%22%5BJournal%5D)">Determination of a critical size threshold for volumetric muscle loss in the mouse quadriceps.</a> Tissue Engineering. Part C, Methods. 25 (2), 59-70 (2019).</li>
<li>Lukjanenko, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Aging+disrupts+muscle+stem+cell+function+by+impairing+matricellular+WISP1+secretion+from+fibro-adipogenic+progenitors%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Stem+Cell%22%5BJournal%5D)">Aging disrupts muscle stem cell function by impairing matricellular WISP1 secretion from fibro-adipogenic progenitors.</a> Cell Stem Cell. 24 (3), 433-446.e7 (2019).</li>
<li>Dong, J., Dong, Y., Chen, Z., Mitch, W. E., Zhang, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+pathway+to+muscle+fibrosis+depends+on+myostatin+stimulating+the+differentiation+of+fibro%2Fadipogenic+progenitor+cells+in+chronic+kidney+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Kidney+International%22%5BJournal%5D)">The pathway to muscle fibrosis depends on myostatin stimulating the differentiation of fibro/adipogenic progenitor cells in chronic kidney disease.</a> Kidney International. 91 (1), 119-128 (2017).</li>
<li>Lemos, D. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Nilotinib+reduces+muscle+fibrosis+in+chronic+muscle+injury+by+promoting+TNF-mediated+apoptosis+of+fibro%2Fadipogenic+progenitors%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Medicine%22%5BJournal%5D)">Nilotinib reduces muscle fibrosis in chronic muscle injury by promoting TNF-mediated apoptosis of fibro/adipogenic progenitors.</a> Nature Medicine. 21 (7), 786-794 (2015).</li>
<li>Joe, A. W. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Muscle+injury+activates+resident+fibro%2Fadipogenic+progenitors+that+facilitate+myogenesis%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Cell+Biology%22%5BJournal%5D)">Muscle injury activates resident fibro/adipogenic progenitors that facilitate myogenesis.</a> Nature Cell Biology. 12 (2), 153-163 (2010).</li>
<li>Biferali, B., Proietti, D., Mozzetta, C., Madaro, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fibro-adipogenic+progenitors+cross-talk+in+skeletal+muscle%3A+the+social+network%5BTitle%5D)+AND+%22Frontiers+In+Physiology%22%5BJournal%5D)">Fibro-adipogenic progenitors cross-talk in skeletal muscle: the social network.</a> Frontiers In Physiology. 10, 1074(2019).</li>
</ol>

Los autores no tienen conflictos de intereses que revelar.

Existe una variedad de modelos de lesiones para estudiar la regeneración del músculo esquelético, incluyendo el uso de estímulos físicos, químicos y quirúrgicos 10,11,12,13,14,15,16. La cardiotoxina y el cloruro de bario son los dos productos químicos más utilizados para iniciar la regenerac...

Los músculos orofaciales son fundamentales en las actividades fisiológicas diarias, como la masticación, el habla, la respiración yla expresión facial. Sin embargo, en las deformidades orofaciales congénitas, estos músculos exhiben alteraciones atróficas y fibróticas, lo que conduce a un deterioro de la salud corporal y de la cognición social2. La cirugía reconstructiva facial sigue siendo el tratamiento de primera línea, pero hasta el 30-70% de los pacientes postoperatorios aún sufren pérdida de masa muscular y disfunción muscular 3,4 El fracaso de la regeneración del músculo orofacial se ha atribuido a factores intrínsecos, que no pueden corregirse solo con cirugía.
La aparición de los músculos orofaciales es una novedad evolutiva, que acompaña a la compleja cabeza de vertebrado y al corazón con cámara 5,6. A diferencia de sus contrapartes de extremidades derivadas de los somitas, los músculos orofaciales se originan en el arco branquial7. Estos caracteres filogenéticos y ontogenéticos pueden predisponerlos a distintos comportamientos regenerativos8. Se ha descrito que el músculo masetero (MAS) desarrolló fibrosis severa en el momento en que el músculo tibial anterior (TA) se regeneró completamente después de la exposición al mismo grado de lesión 1,9. Sin embargo, el mecanismo subyacente de la regeneración sigue siendo poco conocido.
En este estudio, se estableció un modelo de lesión por congelación del músculo masetero de ratones para facilitar la investigación sobre la regeneración del músculo orofacial. Elegimos 14 días después de la lesión como punto de tiempo para evaluar el fenotipo de la fibrosis, ya que fue el punto de tiempo más temprano en el que se detectó una divergencia perceptible entre dos músculos. La regeneración completa del MAS después de una lesión requiere al menos 40 semanas1. Consistentemente, este estudio reveló una notable deposición de colágeno después de la lesión por congelación de MAS en comparación con la regeneración regular del AT a los 14 días después de la lesión. Con la ayuda de este modelo, se pueden llevar a cabo más estudios mecanicistas de la atrofia muscular y la fibrosis, lo que a su vez ayudará al desarrollo de posibles vías terapéuticas para promover la regeneración del músculo orofacial después de la cirugía.

<table><tbody><tr><td>Jeringa de 1 ml</td><td>Shifeng Medical Apparatus and Instrument (Chengdu, Sichuan, China)</td><td>Jeringa de 1 ml</td><td>/</td></tr><tr><td>Acetona</td><td>Chron Chemicals</td><td>Aceton</td><td>/</td></tr><tr><td>Portaobjetos de microscopio de adhesión</td><td>Citotest Scientific</td><td>188105</td><td>/</td></tr><tr><td>Depilatorio animal</td><td>Phygene Scientific</td><td>PH1877</td><td>/</td></tr><tr><td>BSA (albúmina sérica bovina)</td><td>Solarbio Life Ciencias</td><td>A8010</td><td>/</td></tr><tr><td>DAPI</td><td>Solarbio Ciencias de la Vida</td><td>C0065</td><td>/</td></tr><tr><td>Burro anti-cabra Alexa Fluor 488</td><td>Abcam</td><td>ab150129</td><td>1:200</td></tr><tr><td>suero de burro</td><td>Solarbio Life Sciences</td><td>SL050</td><td>/</td></tr><tr><td>Dry Ice</td><td>Sinrro Technology (Chengdu, Sichuan, China)</td><td>hielo seco en forma de arroz</td><td>/</td></tr><tr><td>IFKine Red Donkey anti-conejo</td><td>Abbkine Scientific Company</td><td>A24421</td><td>1:200</td></tr><tr><td>Barriles aislantes (grandes)</td><td>Thermos</td><td>D600</td><td>/</td></tr><tr><td>Barriles aislantes (pequeños)</td><td>Polar Ware</td><td>250B</td><td>/</td></tr><tr><td>Isoflurano</td><td>RWD Life Technology Company (Shenzhen, Guangdong, China)</td><td>R510-22</td><td>/</td></tr><tr><td>Isopentano</td><td>MACKLIN</td><td>M813375</td><td>/</td></tr><tr><td>Laminina</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>L9393</td><td>1:1000</td></tr><tr><td>Nitrógeno líquido</td><td>Tecnología Sinrro (Chengdu, Sichuan, China)</td><td>/</td><td>/</td></tr><tr><td>M.O.M</td><td>kit Vector Laboratories</td><td>BMK-2202</td><td></td></tr><tr><td>Ratones&nbsp;</td><td>&nbsp; Dashuo Biological Technology Company (Chengdu, Sichuan, China)</td><td>5 semanas de edad</td><td>/</td></tr><tr><td>medio de montaje</td><td>Solarbio Life Sciences</td><td>S2100</td><td>/</td></tr><tr><td>Bálsamo Nertral</td><td>Solarbio Life Sciences</td><td>G8590</td><td>/</td></tr><tr><td>Pax7</td><td>Developmental Studies Hybridoma Bank&nbsp;</td><td>Pax7</td><td>1:5</td></tr><tr><td>Pdgfra</td><td>R& D systems</td><td>AF1062</td><td>1:40</td></tr><tr><td>Sirus Red Staining Kit</td><td>Solarbio Life Sciences</td><td>G1472</td><td>/</td></tr><tr><td>Instrumentos quirúrgicos (pinzas, tijeras, portaagujas, bisturí y sutura)</td><td>Zhuoyue Medical Instrument (Suqian, Jiangsu, China)</td><td>/</td><td>/</td></tr><tr><td>Tissue-tek OCT</td><td>Sakura</td><td>4583</td><td>/</td></tr><tr><td>Triton</td><td>Shanghai Scigrace Biotech</td><td>ABIO-Biofroxx-0006A</td><td>/ </td></tr><tr><td>Zoletil</td><td>Virbac</td><td>Zoletil 50</td><td>/</td></tr></tbody></table>

lesión por congelación en el músculo masetero de ratón para establecer un modelo de fibrosis muscular orofacial

Freezing Injury in Mouse Masseter Muscle to Establish an Orofacial Muscle Fibrosis Model

El músculo orofacial constituye un subconjunto del tejido muscular esquelético, con una trayectoria evolutiva y un origen de desarrollo distintos. A diferencia de los músculos de las extremidades derivados de los somitas, los músculos orofaciales se originan en los arcos branquiales, con contribuciones exclusivas de la cresta neural craneal. Un estudio reciente ha revelado que la regeneración también es diferente en el grupo de músculos orofaciales. Sin embargo, el mecanismo regulatorio subyacente aún no se ha descubierto. Los modelos actuales de regeneración del músculo esquelético se centran principalmente en el músculo de las extremidades y el tronco. En este protocolo, se utilizó hielo seco para inducir lesiones por congelación en el músculo masetero del ratón y el músculo tibial anterior para crear un modelo de fibrosis del músculo orofacial. La dinámica temporal de las células satélite musculares y los progenitores fibroadipogénicos fue diferente entre los dos músculos, lo que provocó un deterioro de la regeneración de las miofibras y una deposición excesiva de la matriz extracelular. Con la ayuda de este modelo, se podría llevar a cabo una investigación más profunda sobre la regeneración muscular en el área orofacial para desarrollar enfoques terapéuticos para pacientes con enfermedades orofaciales.

La tinción de HE y Sirius Red (Figura 4 y Figura Suplementaria S1) reveló una regeneración muscular completa de la AT en este modelo de lesión por congelación. Por el contrario, el MAS mostró una regeneración alterada de las miofibras y una deposición excesiva de la matriz extracelular. La histología del músculo MAS y TA intacto se muestra en la Figura 4A,B, donde las miofibras están alineadas y el área fibrótic...

El objetivo de este protocolo es establecer un modelo de fibrosis muscular orofacial. La comparación de la histología entre ratones maseteros y músculo tibial anterior después de la lesión por congelación confirmó la fibrosis del músculo masetero. Este modelo facilitará una mayor investigación sobre el mecanismo subyacente a la fibrosis del músculo orofacial.

Lesión por congelación en el músculo masetero de ratón para establecer un modelo de fibrosis muscular orofacial

Orofacial muscle constitutes a subset of skeletal muscle tissue, with a distinct evolutionary trajectory and development origin. Unlike the somite-derived ...

Los estudios actuales de regeneración del músculo esquelético se centran únicamente en el músculo de la extremidad y el tronco, dejando en gran medida inexploradas las características y el mecanismo de la regeneración del músculo orofacial. El objetivo de esta investigación es crear un modelo de ratón más fácil y fiable para facilitar una mayor investigación sobre la regeneración muscular en el área orofacial. Los desarrollos recientes revisan que los músculos orofaciales constituyen un subconjunto único del músculo esquelético con una trayectoria evolutiva y un origen de desarrollo distintos.También exhiben diferentes rendimientos de regeneración en comparación con sus contrapartes de extremidades. Se justifica una investigación más profunda sobre la regeneración del músculo orofacial para descubrir el mecanismo que subyace a estas marcadas diferencias. El estudio presenta un método rápido y reproducible para estudiar la regeneración del músculo orofacial.El proceso de lesión a mitad de congelación tomó 20 minutos, y el proceso de cosecha tomó solo 10 minutos para cada ratón, y los ratones pueden tolerar bien la lesión sin ningún deterioro de la locomoción. Dado que nuestro modelo permite la comparación posterior entre el músculo masetero fibrótico y el músculo tibial anterior completamente regenerado desde los aspectos de morfología, histología y regulación molecular, nos sirve para profundizar en el mecanismo subyacente. Nuestra investigación futura se centrará en los efectos causales entre las alteraciones de las células madre musculares residentes y las células de nicho múltiple, y las intervenciones desarrolladas en consecuencia para el proceso de fibrosis muscular orofacial.

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Research

Investigación

JoVE Journal

Biology

Biología

Varios modelos murinos de oclusión de la arteria cerebral media (MCAO) son ampliamente utilizados en la investigación experimental cerebro. Aquí, nos demuestran el modelo de transcraneal permanente MCAO distal que produce infarto cortical consistente de un tamaño correspondiente a los daños impuesta por la mayoría de los accidentes cerebrovasculares isquémicos humanos.

Carrera Modelado en ratones: Coagulación permanente de la arteria cerebral media Distal

Presentamos un protocolo quirúrgico que detalla cómo realizar una axotomía cortada o aplastada en el nervio facial en el ratón. La axotomía del nervio facial se puede emplear para estudiar la respuesta fisiológica a la lesión nerviosa y probar técnicas terapéuticas.

Axotomía nervio facial en ratones: un modelo para estudiar las motoneuronas respuesta a la lesión

Este protocolo muestra detalles paso a paso de cómo extraer el primer molar mandibular en el ratón. Proporciona un método alternativo para los investigadores que se centran en la curación y regeneración de la mandíbula.

El establecimiento de un modelo de curación del alvéolo de extracción molar mandibular murina

En este trabajo describimos un protocolo para la creación quirúrgica de una lesión por pérdida muscular volumétrica (VML) en el masetero de ratas, proporcionando un modelo reproducible y accesible para el estudio de las lesiones musculares craneofaciales y su tratamiento utilizando biomateriales como el novedoso hidrogel.

Modelo de roedores de pérdida muscular volumétrica de masetero para el estudio de materiales de bioingeniería

Aquí, presentamos un protocolo que combina la electroporación in vivo y la denervación del músculo elevador del auris largo craneal (LAL). Este procedimiento permite estudiar el papel potencial de las proteínas derivadas del músculo en la regeneración de la sinapsis neuromuscular.

Electroporación in vivo combinada y reinervación a corto plazo del músculo esquelético elevador del auris largo craneal

Este protocolo presenta un método completo y eficiente para analizar la reparación del hueso mandibular. Describimos una técnica reproducible para la fractura mandibular no estabilizada en un modelo de ratón, que permite analizar el proceso de reparación ósea endocondral con un mínimo daño tisular y pérdida ósea.

Técnica menos invasiva para la fractura mandibular no estabilizada en modelos murinos

Las lesiones por pérdida muscular volumétrica (VML) superan la capacidad regenerativa endógena, lo que resulta en déficits funcionales permanentes. La investigación actual de VML se centra principalmente en los músculos de las extremidades y el tronco. Para extender los estudios mecanicistas de la VML a los músculos craneofaciales, este artículo describe un método in vivo para la evaluación longitudinal de la función del músculo masetero antes y después de la lesión de la VML.

Evaluación funcional in vivo del músculo masetero de ratas después de la creación quirúrgica de una lesión de pérdida muscular volumétrica (VML)

Ortotópico modelos animales de cáncer de ovario reproducir mejor las enfermedades humanas y por lo tanto, mejorar nuestra comprensión de la progresión del cáncer y la respuesta del tumor a la terapia. Un modelo de ratón recibe una inyección intrabursal de luciferasa que expresan las células tumorales de ovario. El tratamiento se administra a través de una sonda nasogástrica. El crecimiento del tumor está controlado...

En vivo de imágenes y tratamientos terapéuticos en un modelo de ratón ortotópico de cáncer de ovario

La extensión de la tienda que funciona con...

Basado en la fluorescencia de medición de la entrada de calcio de la tienda que funciona en las células vivas: a partir de células cancerosas cultivadas de fibra muscular esquelética

Se describe un método para medir directamente la fuerza muscular, la fuerza muscular, la cinética de contracción y fatigabilidad de los músculos esqueléticos aislados en...

Evaluación ex vivo de la contractilidad, fatigabilidad y alternancia en aislados músculos esqueléticos

Aprenda a establecer un modelo de lesión por congelación en el músculo masetero de ratón para investigar la regeneración y fibrosis muscular orofacial. Este método permite comparar la regeneración diferencial entre músculos faciales y de las extremidades.

Lesión por congelación en el músculo masetero de ratón para establecer un modelo de fibrosis muscular orofacial

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