Name: Establecimiento de un modelo mínimamente invasivo de embolia pulmonar en ratas mediante coágulos sanguíneos autólogos (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2024-10-25T13:20:00.000+00:00
Duration: 8 min 2 s
Description: Aprende a establecer un modelo mínimamente invasivo de embolia pulmonar en ratas utilizando coágulos sanguíneos autólogos. Este método mejora la fiabilidad y reproducibilidad de los experimentos en investigación cardiovascular.

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Todos los experimentos con animales se llevaron a cabo con la aprobación del Comité de Cuidado y Uso de Animales de la Academia China de Ciencias Médicas y el Colegio Médico de la Unión de Pekín (número de aprobación: IRM/2-1ACUC-2311-015). En este estudio se utilizaron ratas macho Sprague-Dawley, de 6 semanas de edad y con un peso aproximado de 250 g. Los animales fueron alojados en un ambiente específico libre de patógenos con acceso ad libitum a una dieta equilibrada de comida y agua. Se mantuvieron bajo un ciclo de luz/oscuridad de 12 horas a una temperatura ambiente de 22 °C ± 2 °C. Se permitió que los animales se adaptaran al entorno durante 1 semana antes de someterse a cualquier procedimiento quirúrgico. Los detalles de los reactivos y equipos utilizados en este estudio se enumeran en la Tabla de Materiales.
1. Equipos y materiales
<ol>
	<li>Equipo de anestesia: Utilice una máquina de anestesia con gas para animales pequeños e isoflurano.</li>
	<li>Material quirúrgico: Prepare hisopos de algodón, desinfectante de yodofor, un microscopio estereoscópico, una afeitadora, cinta médica, una jeringa de 1 mL con aguja de 27 G, una jeringa de 5 mL, una jeringa de 10 mL, solución salina normal, gasa, 8-0 Hilos de nylon, hilo de nylon 6-0 con aguja de sutura, pinzas micro hemostáticas, micro pinzas y tijeras finas.</li>
	<li>Otros materiales: Obtenga agujas dispensadoras de 19 G y 18 G compatibles con jeringas médicas, un tubo de silicona con un diámetro interior de 1,2 mm y una longitud de 10 cm, un tubo de infusión con un diámetro interior de 3,0 mm y una longitud de 20 cm, un tubo de centrífuga de 1,5 mL, una pipeta y puntas de pipeta.</li>
	<li>Generador de trombos e inyector de coágulos sanguíneos de fabricación propia (Figura 1): Conecte el tubo de silicona a la aguja dispensadora de 19 G conectada a una jeringa de 1 ml para crear el generador de trombos. Conecte un extremo del tubo de infusión a la aguja dispensadora de 18 g y conecte el otro extremo a una jeringa de 5 ml para crear el inyector de coágulo.</li>
</ol>
2. Preparación de coágulos sanguíneos autólogos
<ol>
	<li>Anestesia<ol>
		<li>Colocar al animal dentro de la cámara de inducción de anestesia y administrar una mezcla de isoflurano al 4% con aire ambiente a un caudal de 2 L/min durante 2-3 min (siguiendo los protocolos aprobados institucionalmente).</li>
		<li>Coloque al animal en la plataforma de operaciones en posición supina. Mantener la anestesia administrando isoflurano al 2,5% a un caudal de 0,4 L/min. Pruebe el reflejo del pedal para asegurarse de que se logra una anestesia adecuada.</li>
		<li>Extienda ambas extremidades anteriores horizontalmente desde el cuerpo y extienda las extremidades traseras para exponer adecuadamente el área de la ingle. Asegure al animal en esta posición con cinta médica (Figura 2A).</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Toma de muestras de sangre a través de la vena cava craneal (CVC)<ol>
		<li>Elimine el vello alrededor del manubrio con una afeitadora y una crema depilatoria. Desinfectar la piel con yodóforo.</li>
		<li>Inserte la aguja de 27 G unida a la jeringa de 1 ml verticalmente a una profundidad de 8 mm para perforar el CVC izquierdo o derecho, como se muestra en la figura 2A. NOTA: La proyección de la superficie corporal del CVC es de 5 mm lateral al manubrio. Se pueden utilizar ambos lados y la elección no afecta a los siguientes pasos.</li>
		<li>Sostenga la jeringa y tire suavemente del émbolo hacia atrás para crear una presión negativa dentro del cilindro. Retire gradualmente la aguja hasta que la sangre fluya, luego mantenga esa posición hasta que se recojan 0,3 mL de sangre (Figura 2B).</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Preparación de coágulos de sangre<ol>
		<li>Empuje la sangre recolectada en un tubo centrífugo de 1,5 ml, teniendo cuidado de no producir burbujas.</li>
		<li>Extraiga la sangre hacia el tubo de silicona del generador de trombos de fabricación propia hasta que la columna de sangre tenga 10 cm de longitud. NOTA: Realice estos dos pasos rápidamente, ya que la coagulación se iniciará y propagará en el tubo de centrífuga, disminuyendo la calidad de los coágulos de sangre recolectados.</li>
		<li>Espere 30 minutos hasta que la sangre esté completamente trombosada. Durante este tiempo, prepare las columnas de sangre para otros animales de la misma manera.</li>
		<li>Enjuague la columna de sangre trombosada en una placa de Petri que contenga solución salina normal y lave la columna de trombo con solución salina normal tres veces (Figura 2C).</li>
		<li>Utilice unas tijeras finas para cortar la columna de trombo en coágulos de sangre uniformes, de 4 mm de longitud cada uno (Figura 2D). Extraiga de 10 a 20 coágulos en el inyector de fabricación propia precargado con 2 ml de solución salina normal. NOTA: La longitud de los coágulos de sangre no debe exceder 1 cm, o quedarán atrapados en el ventrículo derecho.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
3. Preparación del acceso a las venas
<ol>
	<li>Exposición de los vasos epigástricos superficiales<ol>
		<li>Anestesiar y fijar al animal como se describe en el paso 2.1.</li>
		<li>Afeita el vello que rodea la zona izquierda de la ingle. Aplique la crema depilatoria en estas áreas, espere 1 minuto y luego limpie la crema con una gasa. Desinfectar la piel con yodóforo.</li>
		<li>Realizar una incisión cutánea de 5 mm por encima del origen de los vasos epigástricos superficiales en la zona de la ingle. Por lo general, el origen de los vasos epigástricos superficiales se puede rastrear observando una pequeña pulsación en el área de la ingle.</li>
		<li>Con un microscopio estereoscópico de 10 aumentos, separe una capa delgada de grasa subcutánea para exponer los vasos epigástricos superficiales (Figura 3A).</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Aislamiento de la vena epigástrica superficial<ol>
		<li>Aísle cuidadosamente la vena epigástrica superficial de la arteria, el nervio y el tejido graso. Se realiza tanto proximalmente, hasta el punto en que drena en la vena femoral, como distalmente, hasta la bifurcación de la primera vena.</li>
		<li>Ligar el lado distal con 8-0 Enrosque y sujete la rosca con una microabrazadera. Controla el lado proximal con un 8-0 bucle de rosca unido a otra microabrazadera (Figura 3B).</li>
		<li>Haga una pequeña incisión transversal en el lado distal de la vena aislada. Controle el lado proximal para evitar el sangrado. Enjuague la sangre restante en la luz de la vena con solución salina normal. Una vez que la vena esté limpia, use micropinzas para agrandar la incisión venosa.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
4. Embolización
<ol>
	<li>Canulación venosa<ol>
		<li>Inserte suavemente la aguja del inyector de fabricación propia en la vena a través de la incisión de la vena. Asegure la aguja con una tercera pinza para evitar que se salga de la vena.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Procedimiento de embolización<ol>
		<li>Empuje lentamente el émbolo para administrar una pequeña cantidad de solución salina normal. La plenitud de la vena sin resistencia indica un acceso sin obstrucciones a la vena (Figura 3D).</li>
		<li>Continúe empujando el émbolo para administrar los coágulos en la vena femoral a través del acceso superficial de la vena epigástrica. Controlar la velocidad de embolización a 5 émbolos por minuto. Controlar la respiración del animal; La disnea emergente y exacerbada indica una embolización exitosa.</li>
		<li>Después de inyectar la cantidad predefinida de coágulos de sangre, retire la aguja y lige el lado proximal de la vena epigástrica superficial.</li>
		<li>Suturar la incisión y colocar al animal en una caja tibia. Transfiere al animal a su jaula una vez que haya despertado.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
5. Cuantificación del área infartada
<ol>
	<li>Eutanasia y perfusión cardíaca<ol>
		<li>Agregue 25,000 U de heparina sódica a 250 mL de solución salina normal y mezcle bien. Conecte el frasco a un dispositivo de infusión y cuélguelo boca abajo a una altura de 80 cm. Cierre la válvula del dispositivo de infusión.</li>
		<li>Eutanasia de los animales con una sobredosis de isoflurano (siguiendo protocolos aprobados institucionalmente).</li>
		<li>Corta las costillas con unas tijeras grandes y abre el pecho, evitando dañar los pulmones y los vasos grandes.</li>
		<li>Inserte la aguja del dispositivo de infusión en el ventrículo izquierdo. Abra la válvula del dispositivo de infusión para permitir la infusión de solución salina heparinizada. Utilice unas tijeras para cortar la vena cava inferior y el apéndice izquierdo para permitir el drenaje. Controlar la velocidad de perfusión a 50 mL/min. NOTA: Durante este procedimiento, el tejido pulmonar normal se volverá blanco, mientras que la zona embolizada permanece oxidada.</li>
		<li>Después de completar la perfusión con solución salina heparinizada, punción del tronco de la arteria pulmonar a través del ventrículo derecho con una jeringa de 10 ml llena de una solución de paraformaldehído al 4%. Fije el tejido pulmonar realizando una perfusión de paraformaldehído al 4% a través de los pulmones para un volumen total de 30 mL.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Introducción de un índice llamado Índice de Infarto<ol>
		<li>Después de la fijación, extirpe los pulmones, el corazón, la tráquea, el esófago, el timo y los vasos grandes en su totalidad de la columna vertebral y el diafragma11.</li>
		<li>Extirpe con cuidado el esófago, el timo y el tejido graso de la masa inicial, dejando solo el corazón, los pulmones y los vasos sanguíneos grandes.</li>
		<li>Sumerja la parte restante en un volumen adecuado de solución de paraformaldehído al 4% durante al menos 48 h.</li>
		<li>Use una balanza analítica para pesar todos los pulmones. Utilice unas tijeras finas para separar la parte infartada de los pulmones y pesar el tejido infartado con la misma balanza. Calcule la razón de infarto usando la siguiente ecuación: 
		<img alt="Equation 1" src="/files/ftp_upload/66776/66776eq01.jpg" style="margin: auto;"> 
		i es el peso del tejido infartado, w es el peso de todos los pulmones, i representa la relación de infarto.</li>
		<li>Después de cuantificar el área infartada, recorte el tejido pulmonar fijado con paraformaldehído para la inclusión en parafina11.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
6. Visualización del árbol arterial pulmonar
<ol>
	<li>Escayola de la arteria pulmonar<ol>
		<li>Sacrificar al animal y realizar la perfusión cardíaca como se describe en el paso 5.1.</li>
		<li>Agregue una cantidad igual (en peso) de diluyente al compuesto de fundición de silicona, mezcle la mezcla y luego agregue un 5% (en peso o volumen) del agente de curado. Vuelve a licuar la mezcla.</li>
		<li>Extraiga 1 mL de la mezcla en una jeringa de 1 mL, expulse el aire e inserte la aguja en el tronco de la arteria pulmonar a través del ventrículo derecho. Asegure la aguja a la arteria pulmonar para evitar el deslizamiento y el reflujo.</li>
		<li>Presione suavemente el émbolo para permitir que la mezcla de fundición de silicona llene el árbol arterial pulmonar. Las áreas pulmonares normales se teñirán con la mezcla de yeso, mientras que las áreas infartadas permanecerán de color rojo oxidado. NOTA: El yeso de la arteria pulmonar solo debe aplicarse al tejido pulmonar intacto. Por lo general, 0,6-0,8 ml de la mezcla de yeso es suficiente para llenar el árbol arterial pulmonar. La inyección excesiva de la mezcla de yeso puede provocar el yeso de las venas pulmonares, lo que afecta a la visualización del árbol arterial pulmonar. La mezcla de fundición debe usarse dentro de los 20 minutos posteriores a la adición del agente de curado, ya que cristalizará más allá de este tiempo.</li>
		<li>Extraiga la jeringa después de enyesar la perfusión, ligar el tronco de la arteria pulmonar y extraer los pulmones, el corazón y los vasos grandes como se describe en el paso 5.2. Coloque toda la masa en una placa de Petri y guárdela en un refrigerador a 4 °C durante la noche para permitir que la mezcla de fundición se cristalice.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Limpieza y visualización<ol>
		<li>Retire el corazón y los vasos grandes de los pulmones con unas tijeras, luego limpie los restos de la mezcla de curado de la superficie pulmonar.</li>
		<li>Sumerja los pulmones secuencialmente en soluciones de alcohol etílico al 25%, 50%, 75%, 95% y 100%, cada una durante 24 horas. Este procedimiento deshidratará completamente los pulmones.</li>
		<li>Sumerja los pulmones deshidratados en salicilato de metilo durante 24 h. Después de este proceso de limpieza, el árbol arterial pulmonar será visible, y también se pueden ver los émbolos, ya que el salicilato de metilo no elimina la hemoglobina (Figura 4B, D).</li>
	</ol>
	</li>
</ol>

<ol><li>Götzinger, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Interventional+therapies+for+pulmonary+embolism%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Rev+Cardiol%22%5BJournal%5D)">Interventional therapies for pulmonary embolism.</a> Nat Rev Cardiol. 20 (10), 670-684 (2023).</li>
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</ol>

<table><tbody><tr><td>Balanza analítica</td><td>METTLER TOLEDO</td><td>MA55/A</td><td>Ninguna</td></tr><tr><td>Aguja dispensadora</td><td>Jinrong electronics</td><td>Ninguna</td><td>19 G y 18 G</td></tr><tr><td>Tijeras finas</td><td>Más fuerte</td><td>XGJ1300</td><td>Ninguna</td></tr><tr><td>Sal sódica de heparina</td><td>Solarbio</td><td>01-08-9041</td><td>140U/mg</td></tr><tr><td>Isoflurano</td><td>RWD</td><td>R510-22-10</td><td>Ninguna</td></tr><tr><td>Salicilato de metilo</td><td>Macklin</td><td>M813577</td><td>AR, 99%</td></tr><tr><td>Micro abrazadera</td><td>JZ&nbsp;</td><td>W40160</td><td>Ninguno</td></tr><tr><td>Micropinzas</td><td>Más fuerte</td><td>XGN1310</td><td>Ninguno</td></tr><tr><td>Compuesto de fundición de silicona</td><td>Flow Tech</td><td>MV-130</td><td>Ninguno</td></tr><tr><td>Ratas Sprague-Dawley</td><td>Vital River</td><td>SD-IGS</td><td>Ninguno</td></tr><tr><td>Microscopio estereoscópico</td><td>Murzider</td><td>MSD204</td><td>Ninguno</td></tr></tbody></table>

establecimiento de un modelo mínimamente invasivo de embolia pulmonar en ratas mediante coágulos sanguíneos autólogos

Establishment of a Minimally Invasive Rat Model of Pulmonary Embolism Using Autologous Blood Clots

Síntomas y patología del modelo de EP Durante la embolización, las ratas experimentaron dificultad para respirar y el tórax mostró fluctuaciones ensanchadas. Casi todos los animales sobrevivieron al episodio de embolia pulmonar cuando se administraron menos de 10 cm de coágulos de sangre (14 de 15 animales modelados). Después de ser devueltos a sus jaulas, los animales se acurrucaron en las esquinas y mostraron un menor interés en la comida y el agua. Sin embargo, estos síntomas se resolvieron rápidamente y, en pocas horas, los animales se comportaron normalmente. No hubo diferencia significativa en el peso entre el inicio y las 24 h después de la embolización (341,8 ± 10,4 vs. 343,3 ± 8,5, p = 0,25).
La anatomía patológica macroscópica reveló que las áreas embolizadas (infartadas) tenían forma de cuña, en su mayoría localizadas en la parte inferior de los pulmones, con bordes claros. Los émbolos se encontraron en el ápice de las áreas infartadas, bloqueando la primera y las ramas secundarias de la arteria pulmonar. La anatomía patológica microscópica con tinción con hematoxilina-eosina confirmó la embolización de una rama de la arteria pulmonar (Figura 4F).
Carga de coágulos sanguíneos y área infartada En una investigación preliminar sobre el impacto de la carga de coágulos sanguíneos en el infarto pulmonar, analizamos tanto la carga baja de coágulos sanguíneos (columna de trombo de 6 cm, 15 coágulos) como la carga alta de coágulos sanguíneos (columna de trombo de 10 cm, 25 coágulos). Como era de esperar, una mayor carga de émbolos resultó en un área más grande de infarto pulmonar (Figura 5A-C).
Fibrinólisis intrínseca en 24 h En comparación con las muestras pulmonares tomadas inmediatamente después de la embolización, las muestras pulmonares recogidas 24 h después de la embolización mostraron áreas infartadas marcadamente disminuidas, lo que indica un fuerte potencial intrínseco de fibrinólisis en ratas (Figura 5D).
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66776/66776fig01.jpg"> 
Figura 1: Construcción del generador de trombos y del inyector de coágulos sanguíneos. (A) El generador de trombos se ensambló conectando un tubo de silicona a una aguja dispensadora de 18 G (diámetro exterior de 12 mm) y una jeringa de 1 mL precargada con solución salina normal de 0,5 mL. (B) El inyector de coágulos sanguíneos se construyó conectando una aguja dispensadora de 19 g (0,84 mm de diámetro interior, 1,08 mm de diámetro exterior) a un tubo de infusión (contenedor de coágulos) y una jeringa de 5 mL precargada con 2 mL de solución salina normal. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66776/66776fig01large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66776/66776fig02.jpg"> 
Figura 2: Toma de muestras de sangre y preparación del coágulo. (A) La rata fue anestesiada y fijada en posición supina. El círculo blanco con una línea punteada indica el manubrio, sirviendo como marcador de la superficie del cuerpo. Los puntos rojos junto al círculo blanco indican los sitios de punción para acceder a las venas cavas craneales bilaterales (CVC). La parte inferior de la figura muestra una ilustración de la autopsia de las posiciones relativas del manubrio, los CVC y los sitios de punción. (B) Muestreo de sangre exitoso a través del CVC derecho. (C) Columna de sangre trombosada que se expulsa del generador de trombos de fabricación propia. (D) Coágulos de sangre derivados de la columna de sangre trombosada. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66776/66776fig02large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66776/66776fig03.jpg"> 
Figura 3: Acceso venoso y embolización. (A) Exposición de los vasos epigástricos superficiales a través de una incisión cutánea de 5 mm, con la flecha azul que indica la vena epigástrica superficial y la flecha roja que indica la arteria epigástrica superficial. (B) Aislamiento de la vena epigástrica superficial del tejido circundante y control de la vena con hilos de nylon. (C) El inyector de fabricación propia que contiene coágulos de sangre. (D) Canulación de la vena con la aguja dispensadora del inyector de fabricación propia y administración de coágulos de sangre a través del acceso a la vena. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66776/66776fig03large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66776/66776fig04.jpg"> 
Figura 4: Patología de la embolia pulmonar. (A) Pulmones normales después de la perfusión salina cardíaca y la fijación de paraformaldehído al 4%. (B) Pulmones normales visualizados por mezcla de fundición de silicona y aclarado de salicilato de metilo, mostrando un árbol de arteria pulmonar permeable y microvasculatura. (C) Pulmones inmediatamente después de la embolización con coágulos de sangre autólogos, con áreas marcadas que indican infarto pulmonar debido a la embolización. (D) Pulmones enfermos visualizados por fundición de mezcla de silicona y aclarado de salicilato de metilo, con flechas negras que indican émbolos que obstruyen las ramas de la arteria pulmonar y círculos blancos discontinuos que indican sus áreas afectadas, que están infartadas. (E) Disección del lóbulo pulmonar izquierdo que muestra émbolos (flechas rojas) en las ramas de la arteria pulmonar. (F) Imágenes microscópicas de la embolización de coágulos sanguíneos en una rama de la arteria pulmonar mediante tinción con hematoxilina y eosina. Barra de escala: 200 μm. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66776/66776fig04large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66776/66776fig05.jpg"> 
Figura 5: Cuantificación de la tasa de infarto pulmonar. (A) Pulmones tomados inmediatamente de una rata después de la embolización con 10 cm de coágulos de sangre (longitud total). (B) Pulmones tomados inmediatamente de una rata después de la embolización con 6 cm de trombo. (C) Pulmones tomados inmediatamente de una rata después de la embolización con 8 cm de coágulos de sangre. (D) Pulmones extraídos de una rata 24 horas después de la embolización con 8 cm de coágulos de sangre. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66776/66776fig05large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>

Establecimiento de un modelo mínimamente invasivo de embolia pulmonar en ratas mediante coágulos sanguíneos autólogos

Pulmonary embolism (PE) is one of the leading causes of cardiovascular death, resulting in a significant socioeconomic burden. Although current treatments ...

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Investigación

JoVE Journal

Medicine

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Este video muestra el procedimiento para establecer un modelo de rata con hemorragia subaracnoidea. A una rata anestesiada se le implantan sondas para medir la presión intracraneal y el flujo sanguíneo cerebral. Se identifica el sitio objetivo y se inserta la aguja en una posición prequiasmática. A continuación, se inyecta sangre autóloga en el espacio subaracnoideo, aumentando la presión intracraneal y disminuyendo el flujo sanguíneo cerebral, estableciendo el modelo.

Establecimiento de un modelo de rata con hemorragia subaracnoidea inducida por inyección de sangre autóloga

El pulmón se perfundieron por tanto la arteria sistémica bronquial y las arterias pulmonares. En la mayoría de las patologías de pulmón, que es más pequeño de la vasculatura sistémica que muestra neovascularización robusto. La cesación del flujo sanguíneo pulmonar promueve la angiogénesis bronquial a paso ligero. Ofrecemos detalles quirúrgicos de la inducción de isquemia arteria pulmonar que promueve la neovascularización bronquial.

La angiogénesis en el pulmón de rata isquémico

En este artículo, demostramos un método estándar para producir una oclusión embólica de la arteria cerebral media con coágulos sanguíneos homólogos (ricos en fibrina) en ratas adultas. Este modelo imita de cerca el accidente cerebrovascular isquémico humano y es adecuado para el estudio preclínico de la terapia trombolítica para el accidente cerebrovascular isquémico.

Arteria embólico cerebral media oclusión (MCAO) para el ictus isquémico con homólogas coágulos de sangre en las ratas

Aquí, establecemos un modelo nuevo de la rata de Sprague-Dawley (SD) de la trombosis sagital superior del sino (SSS) vía un método del hilo-embolization, y la estabilidad y la confiabilidad del modelo fueron verificadas.<br...

Establecimiento De Un Modelo De Rata De La Oclusión Superior Sagital-Seno A Través De Un Método De Hilo-Embolia

Aquí, presentamos optimizaciones para un modelo de trasplante de pulmón de rata que sirven para mejorar los resultados. Proporcionamos una guía de tamaño para los puños basada en el peso corporal, una estrategia de medición para determinar el4º espacio intercostal y métodos de cierre de heridas y recolección de líquido y tejido BAL (lavado broncoalveolar).

Un modelo de trasplante de pulmón de rata de lesión por isquemia/reperfusión caliente: optimizaciones para mejorar los resultados

El protocolo describe un método factible, fiable y reproducible de pinzamiento del hiliar pulmonar izquierdo que puede utilizarse para estudiar la lesión por isquemia-reperfusión pulmonar en modelos de ratón.

Modelo murino de pinzamiento del hiliar pulmonar izquierdo de lesión por isquemia pulmonar y reperfusión

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En este estudio se presenta un modelo porcino de embolia pulmonar (EP) utilizando grandes émbolos autólogos que replican la embolia pulmonar aguda de riesgo intermedio. El modelo es adecuado para la evaluación tanto de la fisiopatología como de las respuestas al tratamiento.

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Aquí, se presenta el método de inducción de hipertensión arterial pulmonar asociada con fibrosis pulmonar (PF-PH) modelo de rata mediante la inyección de bleomicina en la vía aérea. También proporcionamos un enfoque paso a paso para validar este modelo animal.

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Este protocolo describe una técnica mejorada para el trasplante ortotópico de pulmón izquierdo en ratas, centrándose en la reducción de la dificultad operativa y la mejora de las tasas de supervivencia.

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Aprende a establecer un modelo mínimamente invasivo de embolia pulmonar en ratas utilizando coágulos sanguíneos autólogos. Este método mejora la fiabilidad y reproducibilidad de los experimentos en investigación cardiovascular.

Establecimiento de un modelo mínimamente invasivo de embolia pulmonar en ratas mediante coágulos sanguíneos autólogos

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