Name: Determinación del gasto cardíaco en un modelo porcino para perfusión pulmonar ex vivo (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2024-06-28T13:30:00.000+00:00
Duration: 6 min 10 s
Description: Aprenda a colocar un catéter de termodilución por vía yugular en cerdos para estimar el gasto cardíaco durante perfusión pulmonar ex vivo. Este método permite asegurar flujos adecuados y evaluar cambios estructurales en tejido pulmonar.

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Los autores quieren agradecer a Roberto, Rueda y Sergio Martínez por su inestimable asistencia técnica con el apoyo técnico con los animales.

El protocolo (B09-17) fue aprobado por el comité de bioética del INER (Instituto Nacional de Enfermedades Respiratorias "Ismael Cosío Villegas"). Para este estudio se utilizaron veintitrés cerdos Landrace clínicamente sanos de ambos sexos, con un peso de entre 20 y 25 kg. Los animales fueron manejados de acuerdo a las especificaciones técnicas para el Cuidado y Uso de Animales de Laboratorio de la Norma Oficial Mexicana17 y la Guía para el Cuidado y Uso de Animales de Laboratorio de USA18. Todos los animales fueron obtenidos del Instituto Nacional de Enfermedades Respiratorias Ismael Cosío Villegas y fueron alojados en jaulas individuales en idénticas condiciones ambientales, provistos de agua y alimento ad libitum. En todos los animales, se colocó un catéter de termodilución en la vena yugular derecha y un catéter arterial en la arteria carótida del mismo lado para recoger los gases sanguíneos y luego calcular el CO. Los detalles de los reactivos y equipos utilizados se enumeran en la Tabla de Materiales.
1. Preparación experimental
<ol><li>Diluya 1000 UI de heparina en cada una de las tres soluciones de cloruro de sodio al 0,9% de 250 ml (solución salina, SS).</li>
	<li>Conecte transductores de presión al monitor de signos vitales. Utilice cada transductor para medir la presión en el puerto correspondiente del catéter de termodilución.</li>
	<li>Conecte las soluciones heparinizadas al transductor mediante infusión intravenosa sin aguja. Asegúrese de que estén despejados y listos para conectarse al catéter.</li>
	<li>Retire el catéter de termodilución del envase. Sumerja el extremo distal en NaCl al 0,9% para comprobar la integridad del balón.</li>
	<li>Comprobar la permeabilidad de las conexiones distal y proximal del catéter. Mantenga el catéter en la mesa de instrumentos quirúrgicos hasta su uso.</li>
</ol>2. Preparación animal
<ol><li>Administrar 0,05 mg/kg de atropina y 4 mg/kg de tiletamina-zolazepam por vía intramuscular a todos los cerdos de la sala de preparación animal (siguiendo los protocolos aprobados institucionalmente).</li>
	<li>Deje a los cerdos sin ser molestados, pero bajo vigilancia, hasta que se recuesten y permanezcan en esta posición sin signos de excitación o respuesta a estímulos nociceptivos.</li>
	<li>Coloque al animal sedado en posición prona e inserte un catéter en la vena marginal del oído izquierdo.</li>
	<li>Traslado del animal al quirófano para su cirugía.</li>
	<li>Colocar al animal en posición dorsal y administrar 4 mg/kg de propofol IV, 300 μg/kg de bromuro de vecuronio y 0,1 mg/kg de fentanilo IV.</li>
	<li>Baje la mandíbula del cerdo con la ayuda del personal del laboratorio para mantener la boca abierta y la lengua fuera.</li>
	<li>Rocíe lidocaína al 10% sobre las cuerdas vocales, limpie la saliva acumulada con una gasa sostenida por pinzas de anillo y separe la epiglotis de la abertura laríngea.</li>
	<li>Identifique la entrada traqueal con un laringoscopio y una hoja recta número 3, luego inserte un tubo endotraqueal de 7 Fr con un balón.</li>
	<li>Infle el globo y fije el tubo a la mandíbula después de verificar su ubicación dentro de la vía aérea.</li>
	<li>Conecte el cerdo a la máquina de anestesia para mantener un estado anestésico con sevoflurano al 2,5%-3% (Figura 1).</li>
	<li>Ventilar al animal en modo de ventilación controlada por volumen con una frecuencia de 25 respiraciones/min, volumen corriente de 6-8 mL/kg de peso, FiO2% de 50%-70% para mantenerSaO2 superior al 90%, gatillo de 2, presión positiva al final de la espiración (PEEP) de 5 cmH2O, relación de inspiración de 1:2 s y flujo inspiratorio de 15 L/min y máximo de 30 L/min.</li>
</ol>3. Colocación del catéter de termodilución y medición del gasto cardíaco
<ol><li>Mantener al animal en posición dorsal bajo anestesia general y realizar antisepsia de la región cervical con yodopovidona (Figura 2). Realizar una incisión paramediana de 10 cm con un lápiz de electrocauterización y diseccionar el tejido subcutáneo para exponer la vena yugular externa derecha mediante disección roma.</li>
	<li>Colocar dos suturas de seda 2-0, una en la porción distal y la otra en la porción proximal del vaso disecado (Figura 3).</li>
	<li>Inserte el catéter extracorpóreamente desde el sitio del cuello hasta la región torácica donde se encuentra el corazón. Mida la profundidad de inserción usando marcas en el catéter para llegar a la arteria pulmonar (PA). Libar la porción distal del vaso y colocar un doble bucle en la porción proximal para asegurar el catéter una vez insertado.</li>
	<li>Realice una incisión transversal de 2 mm en la porción ventral del vaso con unas tijeras de iris. Abra los bordes de la incisión con las pinzas hemostáticas para mosquitos de Halsted e inserte el catéter de termodilución 5Fr en la vena yugular derecha (Figura 4, Figura 5 y Figura 6). Dirija el catéter hacia la arteria pulmonar (AP) siguiendo las curvas que se muestran en el monitor.</li>
</ol>4. Colocación del catéter arterial
<ol><li>Una vez diseccionada la vena y colocadas las suturas de referencia, desplazar lateralmente el músculo esternocéfalo (equivalente al esternocleidomastoideo).</li>
	<li>Diseccionar la musculatura pretraqueal (esternohioides) hasta que la arteria carótida quede expuesta.</li>
	<li>Cánula la arteria carótida similar a la vena yugular y conectarla al transductor de presión para controlar la presión arterial sistémica.</li>
</ol>5. Evaluación
<ol><li>Una vez que se coloca el catéter de termodilución en la vena yugular derecha y el catéter arterial se coloca en la arteria carótida del mismo lado, tome muestras para el análisis de gases en sangre.</li>
	<li>Obtener los valores de gasometría y evaluar el gasto cardíaco (CO) utilizando el método de termodilución, la superficie corporal y el método de Fick. NOTA: Para conocer los procedimientos detallados, consulte los informespublicados anteriormente 19-21.</li>
</ol>6. Análisis estadístico
<ol><li>Analice los datos que demuestran una distribución normal utilizando el análisis de varianza (ANOVA) y realice la prueba post hoc de Tukey. Exprese los valores como la media ± error estándar. Considere los valores de p <0,05 como indicadores de significación estadística.</li>
</ol>7. Medición de la termodilución
<ol><li>Inyecte un bolo de 5 mL de SS frío a 4 °C en la luz proximal del catéter de termodilución en menos de 4 s.</li>
	<li>Observe la curva de termodilución (temperatura/tiempo) en la pantalla del monitor. La curva debe mostrar un ascenso rápido seguido de un descenso suave y gradual hasta la línea de base, con valores numéricos mostrados con uno o dos decimales.</li>
	<li>Repita el proceso de inyección en bolo con dos bolos adicionales de SS frío hasta que las curvas sean válidas, similares y dentro del 10% del valor promedio.</li>
	<li>Después de confirmar la validez y similitud de las curvas, calcule el promedio de los tres valores y regístrelo como el valor final de CO en litros por minuto. Obtenga CO y otros índices de la curva de termodilución utilizando cálculos basados en la ecuación21 de Stewart-Hamilton.</li>
</ol>8. Determinación del gasto cardíaco ajustado para el área de superficie corporal (BSA) o el índice cardíaco
<ol><li>Para determinar el gasto cardíaco (IC) ajustado, calcule el área de superficie corporal (ASC) utilizando la fórmula de DuBois-DuBois19: BSA = 0,007184 × (Altura (cm)0,725) × (Peso (kg)0,425).</li>
	<li>Una vez obtenido el BSA, se calcula el IC utilizando la fórmula20: CI = CO/BSA. NOTA: El CO se determina en el paso 7.</li>
</ol>9. Estimación del gasto cardíaco por el método de Fick
<ol><li>Para calcular el gasto cardíaco (GC) mediante el método de Fick, se determina el consumo de oxígeno (VO2) y la diferencia en los niveles de oxígeno obtenidos a partir de los gases arteriales (SaO2) y venosos (SvO2). Calcula VO2 usando la fórmula21: VO2 = CO x (SaO2 - SvO2).</li>
	<li>A continuación, determine el gasto cardíaco utilizando la fórmula21: CO = VO2 / ([SaO2 - SvO2] × 10).</li>
</ol>10. Estimación del gasto cardíaco por peso corporal
<ol><li>Determinar el gasto cardíaco por peso corporal de los animales siguiendo reportes previos 8,15. NOTA: En el protocolo EVLP, varios grupos han reportado que el gasto cardíaco (GC) estimado por peso corporal en cerdos es de 100 mL/kg 8,15.</li>
</ol>11. Eutanasia
<ol><li>Eutanasia a todos los animales con una sobredosis de pentobarbital sódico (150 mg/kg/IV) a través de la vaina de la vena yugular (siguiendo los protocolos aprobados institucionalmente) una vez que se hayan completado todas las mediciones.</li>
	<li>Continuar con la anestesia general y la monitorización cardíaca hasta que el trazado electrocardiográfico (ECG) no muestre actividad eléctrica cardíaca17,18.</li>
</ol>

Técnica quirúrgica para la colocación de catéteres de termodilución de la vena yugular en cerdos

<ol><li>Mohite, P. N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ex+vivo+lung+perfusion+made+easy%5BTitle%5D)+AND+%22Multimed+Man+Cardiothorac+Surg%22%5BJournal%5D)">Ex vivo lung perfusion made easy.</a> Multimed Man Cardiothorac Surg. 23, 2021(2021).</li>
<li>Cypel, M., Keshavjee, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ex+vivo+lung+perfusion%5BTitle%5D)+AND+%22Oper+Tech+Thorac+Cardiovasc+Surg%22%5BJournal%5D)">Ex vivo lung perfusion.</a> Oper Tech Thorac Cardiovasc Surg. 19 (4), 433-442 (2014).</li>
<li>Langmuur, S. J. J., Max, S. A., Çelik, M., Mahtab, E. A. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ex+vivo+lung+perfusion%3A+A+procedural+guide%5BTitle%5D)+AND+%22Multimed+Man+Cardiothorac+Surg%22%5BJournal%5D)">Ex vivo lung perfusion: A procedural guide.</a> Multimed Man Cardiothorac Surg. 2023, 10.1510/mmcts.2023.011 (2023).</li>
<li>Kesseli, S. J., Davis, R. P., Hartwig, M. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Commentary%3A+Making+lungs+great+again-introducing+new+modifications+to+the+Toronto+ex+vivo+lung+perfusion+protocol%5BTitle%5D)+AND+%22J+Thorac+Cardiovasc+Surg%22%5BJournal%5D)">Commentary: Making lungs great again-introducing new modifications to the Toronto ex vivo lung perfusion protocol.</a> J Thorac Cardiovasc Surg. 161 (6), 1974-1975 (2021).</li>
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<li>Machuca, T. N., Cypel, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ex+vivo+lung+perfusion%5BTitle%5D)+AND+%22J+Thorac+Dis%22%5BJournal%5D)">Ex vivo lung perfusion.</a> J Thorac Dis. 6 (8), 1054-1062 (2014).</li>
<li>Beller, J. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Reduced-flow+ex+vivo+lung+perfusion+to+rehabilitate+lungs+donated+after+circulatory+death%5BTitle%5D)+AND+%22J+Heart+Lung+Transplant%22%5BJournal%5D)">Reduced-flow ex vivo lung perfusion to rehabilitate lungs donated after circulatory death.</a> J Heart Lung Transplant. 39 (1), 74-82 (2020).</li>
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</ol>

Los autores han declarado que no existen intereses contrapuestos.

La EVLP en cerdos tiene una traslación directa a la práctica clínica humana, dada la comparabilidad en el tamaño, la fisiología y la secuencia genómica de las dos especies22. De acuerdo con el protocolo EVLP seleccionado por el investigador, la medición de CO es esencial para determinar el flujo requerido para perfundir los pulmones. Además, en función de los recursos y conocimientos disponibles, se puede elegir el método adecuado. Sin embargo, ningún estudio ha comparado los métodos para evaluar el CO simultáneamente con un método de referencia. Por lo tanto, este estudio fue diseñado para comparar cuatro técnicas de medición de CO para estimar el flujo pulmonar durante la EVLP. Incluimos dos técnicas típicamente utilizadas en estudios experimentales de laboratorio de hemodinámica y dos técnicas que emplean parámetros cardiovasculares calculados utilizados en la atención clínica. Este estudio mostró que en cerdos sanos, cuando se compararon directamente las cuatro técnicas, el valor producido por el método BSA ajustado fue significativamente diferente.
El método de referencia, la termodilución, ofrece mediciones rápidas, sencillas e instantáneas; Por lo tanto, si se tiene acceso a instrumentos de medición y adquisición de datos, y dependiendo de las necesidades del protocolo, los catéteres de termodilución son ideales. Además, este método se basa en principios físicos simples y es muy preciso, ya que utiliza indicadores que cuantifican indirectamente el flujo sanguíneo23. Este método se describió por primera vez en 1970; Después de inyectar un volumen predeterminado de solución salina fría en el puerto proximal de un catéter de arteria pulmonar, se miden las variaciones térmicas en la sangre. En este estudio se utilizó la disección vascular abierta para la canulación de la vena yugular y la arteria carótida debido a la facilidad de visibilidad al incidir la piel y separar los músculos del cuello, lo que ha llevado al uso rutinario de esta técnica en nuestro laboratorio. Cabe mencionar que en este modelo experimental se puede utilizar la técnica de Seldinger; Sin embargo, además de requerir equipo adicional, en nuestra experiencia, esta técnica es difícil de realizar en cerdos si se carece de suficiente entrenamiento.
Las ventajas de la técnica de termodilución incluyen su fiabilidad y la facilidad de realizar mediciones seriadas sin necesidad de obtener muestras de sangre, como se requiere para el método de Fick23. Por otro lado, los parámetros cardiovasculares calculados son herramientas clínicas importantes que complementan las mediciones directas a la hora de evaluar el estado del sistema cardiovascular. El IC se utiliza para mostrar cómo se correlacionan el CO y el BSA. Este índice cardiovascular derivado es importante y fácil de calcular, lo que lo hace atractivo para su uso en la toma de decisiones en entornos con recursos limitados20. Sin embargo, en este estudio, el método BSA arrojó valores significativamente mayores que los otros métodos, lo que puede indicar una sobreestimación del flujo de perfusión pulmonar en comparación con el flujo obtenido con los otros métodos.
La medición del gasto cardíaco de Fick se describió por primera vez en 1870 como un método para medir el CO en humanos. Fick postuló que la absorción o liberación total de oxígeno por parte de los pulmones es el producto del flujo sanguíneo a través de los pulmones y la diferencia arteriovenosa en el oxígeno en la sangre. Esta técnica se utiliza en los laboratorios de cateterismo cardíaco porque es muy precisa y proporciona información sobre tendencias numéricas basadas en modelos matemáticos; sin embargo, no es práctico para su uso en entornos clínicos ni para la medición continua de CO21,24.
En cuanto al CO obtenido por el método del peso, encontramos que este valor es menor que los de los otros métodos, pero podría ser útil para aquellos que realizan EVLP en cerdos. Tal y como describen Beller et al.8, que compararon la EVLP con flujos del 20% del CO predicho, se encontró que este abordaje mejoró la función pulmonar, redujo el edema y atenuó la inflamación después del trasplante.
Por último, la literatura indica que las diferentes técnicas de monitorización del CO tienen sus propias limitaciones y que ningún dispositivo puede cumplir con todos los requisitos de la práctica. Sin embargo, dependiendo de las necesidades del investigador, si el acceso a herramientas de medición avanzadas es limitado, la determinación de CO por cálculo también es confiable, simple, reproducible y requiere menos tiempo que las técnicas invasivas 2,20. Aunque estos métodos para estimar el CO son fiables, existen diferencias significativas entre ellos. Por lo tanto, cada método debe ser evaluado por el investigador para determinar cuál cumple con las necesidades de su protocolo.
Es necesario mencionar que este estudio tiene una limitación porque no se incluyó una comparación con otras técnicas de medición de CO ampliamente utilizadas, como la tecnología Doppler (transtorácica, transesofágica y ecocardiografía) o la bioimpedancia-biorreactancia eléctrica torácica. La inclusión de estos métodos podría proporcionar información valiosa sobre la concordancia entre estas técnicas y el cateterismo de la arteria pulmonar (PAC) para la medición de CO en cerdos.

En los centros de trasplante pulmonar, la perfusión pulmonar ex vivo (EVLP) es una herramienta que ayuda a aumentar el potencial de donación de pulmones que no cumplen con los criterios estándar para el trasplante1. Esto se logra preservando y mejorando la funcionalidad pulmonar de los donantes con muerte encefálica o paro cardíaco, así como evaluando el rendimiento pulmonar antes del trasplante 2,3,4. En la EVLP, una bomba de circulación extracorpórea permite trasplantar la perfusión del pulmón a través de un intercambiador de gases de membrana y un filtro de captura de leucocitos5.
Hasta la fecha, se han descrito varios protocolos de EVLP (Toronto, Lund y Organ Care System). Se diferencian por el tipo de solución de perfusión utilizada, si la aurícula izquierda se mantiene abierta o cerrada durante la perfusión, y por el flujo de perfusión, que varía del 40% al 100% (dependiendo de la técnica utilizada) del gasto cardíaco (GC) estimado del donante 6,7,8. El CO es la cantidad de sangre bombeada por el corazón por minuto9 y es el mecanismo por el cual se mantiene la perfusión tisular. Por lo tanto, el monitoreo de CO asegura una correcta oxigenación de los tejidos. El CO, un producto de la frecuencia cardíaca y el volumen sistólico, se mide en litros 10,11,12. Sin embargo, este abordaje para mantener la perfusión tisular también depende de otros factores, como el retorno venoso, el uso periférico de oxígeno, la resistencia vascular sistémica, la respiración, el volumen sanguíneo total y la posición corporal12.
Existen varios dispositivos para medir y monitorear el CO, algunos de los cuales usan principios físicos simples, mientras que otros usan modelos matemáticos. Estos métodos incluyen el principio de Fick, la termodilución (dilución transpulmonar o de litio), el análisis de la onda de presión arterial para estimar el volumen sistólico (VS) y métodos menos invasivos como el Doppler o la biorreactancia torácica. Sin embargo, ningún dispositivo de monitorización de CO puede cumplir con todos los requisitos clínicos debido a las limitaciones de la técnica de monitorización correspondiente10,13.
La medición de CO por termodilución transcardíaca es un método sencillo y fácilmente reproducible en cerdos. Consiste en colocar un catéter con un termistor en la arteria pulmonar e inyectar un volumen de líquido con una temperatura inferior a la de la sangre. El termistor detecta cambios de temperatura a lo largo del tiempo, que luego se trazan en forma de curva, con el área debajo de la curva que representa el volumen minuto14. Diversos estudios han descrito que para modelos animales de EVLP, el CO puede calcularse por peso (100 mL/kg)15, termodilución y método de Fick10,13. Sin embargo, en la clínica, el CO se calcula utilizando el índice cardíaco (IC), que es el CO ajustado a la superficie corporal del donante16. Sin embargo, no existen estudios que comparen estos métodos en modelos experimentales de cerdos.
El objetivo de este estudio fue reproducir la medición de CO por termodilución en cerdos y comparar su precisión y exactitud con las obtenidas utilizando CO ajustado por BSA, peso y el método de Fick para establecer el flujo de perfusión durante la EVLP.

<table><tbody><tr><td>Máquina de anestesia</td><td>General Electric</td><td>Carescape 620</td><td></td></tr><tr><td>Atropine</td><td>Amixteria, Stern Pharma GmbH</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Catéter Insyte Autoguard 20 GA</td><td>Becton Dickinson</td><td>381434</td><td></td></tr><tr><td>Lápiz de electrocauterio</td><td>BBraun Aesculap</td><td>GN211</td><td></td></tr><tr><td>Tubo endotraqueal con un balón de 7 Fr</td><td>Rush</td><td>MG 027770 002</td><td></td></tr><tr><td>Fentanilo</td><td>Janssen-Cilag</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Yodopovidone</td><td>Degasa</td><td>NDC6732635208</td><td></td></tr><tr><td>Laringoscopio</td><td>Riester</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Lidocaína Spray</td><td>Pisa</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Transductores</td><td>de presión Edwards Lifesciences</td><td>PX260</td><td></td></tr><tr><td>Propofol</td><td>Pisa</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Sevofluorano</td><td>Pisa</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Suturas de seda 2-0</td><td>Covidien</td><td>GS833</td><td></td></tr><tr><td>Pentobarbital sódico</td><td>Pfizer</td><td></td><td></td></tr><tr><td>hoja recta de laringoscopio #3</td><td>Miller; Catéter</td> de termodilución Riester <td></td><td></td></tr><tr><td>Swan-Ganz 5Fr</td><td>Catéter Ballon de termodilución</td><td>Arrow Ref AI-07165</td><td></td></tr><tr><td>Tiletamina-zolazepam</td><td>Virbac</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Bromuro de vecuronio</td><td>Pisa</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

determinación del gasto cardíaco en un modelo porcino para perfusión pulmonar ex vivo

Determination of Cardiac Output in a Porcine Model for Ex Vivo Pulmonary Perfusion

Debido a sus similitudes fisiológicas con los humanos, los cerdos se utilizan como modelos experimentales para la perfusión pulmonar ex vivo (EVLP). La EVLP es una técnica que perfunde pulmones que no son aptos para el trasplante a través de una bomba de circulación extracorpórea para mejorar su función y aumentar su viabilidad. Los protocolos de EVLP existentes se diferencian por el tipo de solución de perfusión y el flujo de perfusión, que varía entre el 40% y el 100% del gasto cardíaco (CO) estimado según el área de superficie corporal (BSA). Los dispositivos para medir el CO utilizan principios físicos simples y otros modelos matemáticos. La termodilución en modelos animales sigue siendo el estándar de referencia para la estimación de CO debido a su simplicidad y facilidad de reproducción. Por lo tanto, el objetivo de este estudio fue reproducir la medición de CO por termodilución en cerdos y comparar su precisión y exactitud con las obtenidas por el BSA, el peso y el método de Fick, para establecer el flujo de perfusión durante la EVLP. En 23 cerdos, se colocó un catéter de termodilución en la vena yugular derecha y se canuló la arteria carótida del mismo lado. Las muestras de sangre se obtuvieron para gasometría, y el CO se estimó por termodilución, área superficial corporal ajustada, principio de Fick y por peso corporal. El CO obtenido por el BSA fue mayor (p = 0,0001, ANOVA, Tukey) que el obtenido por los otros métodos. Se concluye que si bien los métodos utilizados en este estudio para estimar el CO son confiables, existen diferencias significativas entre ellos; Por lo tanto, cada método debe ser evaluado por el investigador para determinar cuál cumple con las necesidades del protocolo.

Todos los animales sobrevivieron al procedimiento quirúrgico y al tiempo de estudio. Un animal (4,3%) desarrolló un desgarro de la vena yugular debido a una tracción excesiva durante la inserción del catéter. Además, ninguno de los vasos intervenidos presentaba sangrado. En los animales estudiados, se requirió un promedio de 25-30 cm de inserción del catéter para llegar a la AP. En tres casos (13%) el catéter se dirigió hacia la extremidad superior derecha del cerdo. En estos casos, el catéter se retrajo al sitio de inserción, la extremidad superior del cerdo se reposicionó hacia su cabeza y la vena yugular se ocluyó manualmente para guiar el catéter hacia el corazón. Dos animales (8,6%) desarrollaron taquicardia y arritmias durante la inserción del catéter. Estos se resolvieron por sí solos y no requirieron tratamiento farmacológico. Al comparar el CO obtenido por los cuatro métodos, el valor ajustado por la superficie corporal (p &lt; 0,05; ANOVA, Tukey) fue mayor que la obtenida con el método de termodilución y el CO ajustado en peso (Figura 7).
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66798/66798fig01.jpg"> Figura 1: Configuración de la intubación y la anestesia. Cerdo intubado y conectado a una máquina de anestesia inhalada. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66798/66798fig01large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66798/66798fig02.jpg"> Figura 2: Antisepsia de la región cervical. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66798/66798fig02large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66798/66798fig03.jpg"> Figura 3: Disección de la vena yugular. La vena yugular disecada y suturas de referencia colocadas a su alrededor. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66798/66798fig03large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66798/66798fig04.jpg"> Figura 4: Inserción del catéter. Inserción del catéter en la incisión transversal en la porción ventral de la vena yugular. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66798/66798fig04large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66798/66798fig05.jpg"> Figura 5: Trazado de la inserción del catéter de termodilución. Trazamiento normal de la inserción durante la colocación del catéter de termodilución. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66798/66798fig05large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<img alt="Figure 6" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66798/66798fig06.jpg"> Figura 6: Colocación final del catéter. Colocación del catéter en la vena yugular (A) y la arteria carótida (B). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66798/66798fig06large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<img alt="Figure 7" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66798/66798fig07.jpg"> Figura 7: Estimación del gasto cardíaco. Gasto cardíaco más alto (error medio ± estándar) estimado por el método de área de superficie corporal ajustada. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66798/66798fig07large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>

Este protocolo describe la técnica quirúrgica utilizada para la colocación de un catéter de termodilución a través de la vena yugular en cerdos para estimar el gasto cardíaco y asegurar una adecuada perfusión pulmonar durante la perfusión pulmonar ex vivo (EVLP).

Determinación del gasto cardíaco en un modelo porcino para perfusión pulmonar ex vivo

Due to their physiological similarities to humans, pigs are used as experimental models for ex vivo lung perfusion (EVLP). EVLP is a technique that ...

determination-cardiac-output-porcine-model-for-ex-vivo-pulmonary

Research

Investigación

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Medicine

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Carga cardíaca mediante presurización pasiva de la aurícula izquierda y poscarga pasiva para la evaluación del injerto

El protocolo describe un modelo porcino de alta fidelidad de trasplante cardíaco después de la donación después de la muerte circulatoria utilizando la perfusión ex vivo del aloinjerto.

Un modelo porcino de alta fidelidad de trasplante ortotópico de corazón después de la donación después de la muerte circulatoria

Aquí, presentamos un protocolo para un sistema de perfusión ex vivo normotérmico modificable de código abierto diseñado para superar el alto costo y la flexibilidad limitada de las plataformas existentes, lo que permite un uso más accesible, rentable e iterativo en la investigación biomédica preclínica.

Un sistema de perfusión normotémica de código abierto diseñado para científicos investigadores

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Determinación del gasto cardíaco en un modelo porcino para perfusión pulmonar ex vivo

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