Name: Modelado y evaluación del modelo de miocardiopatía diabética murina (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2024-11-29T14:10:00.000+00:00
Duration: 6 min 22 s
Description: Aprende a inducir miocardiopatía diabética en ratones mediante dieta alta en grasas e inyecciones de estreptozotocina. Este método eficiente permite estudiar mecanismos de disfunción cardíaca y desarrollar estrategias terapéuticas.

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Todos los procedimientos siguieron las pautas institucionales para la investigación con animales de acuerdo con la Guía para el Cuidado y Uso de Animales de Laboratorio descrita por los Institutos Nacionales de Salud de los Estados Unidos (Publicación de los NIH No. 85-23, revisada en 1996). Todos los experimentos con animales fueron aprobados por el Comité de Ética de Cuidado Animal y el Comité de Ética de la Universidad de Sichuan. Los ratones machos C57BL/6J se compraron a Beijing Vital River Laboratory Animal Technology Co. (China). A lo largo de la duración experimental, los ratones se alojaron en condiciones controladas de 24 °C y un ciclo regulado de luz/oscuridad de 12 h, con acceso ad libitum a alimentos y agua.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67189/67189fig01.jpg"> 
Figura 1: Cronología esquemática del experimento. Los ratones utilizados en los grupos HFD/STZ y ND tenían aproximadamente 7-8 semanas de edad. El peso corporal y el nivel aleatorio de glucosa en sangre de cada ratón se registraron semanalmente. En los intervalos de alimentación de 12 y 24 semanas, el fenotipo metabólico de los ratones se evaluó mediante una prueba de tolerancia oral a la glucosa (OGTT) y la medición del nivel de insulina sérica. Además, se evaluó la ecocardiografía al inicio (semana 0), a las 12 semanas y a las 24 semanas. Después del período de alimentación de 24 semanas, los ratones fueron sacrificados. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67189/67189fig01large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
1. Alimentación HFD
<ol>
	<li>Alimente a ratones machos C57BL/6J (7-8 semanas de edad) con una dieta normal (ND) o HFD (60% de kcal de grasa) durante 24 semanas para inducir la obesidad.</li>
	<li>Registre el peso corporal de cada ratón cada 4 semanas. Asegúrese de que la curva de peso exhiba un patrón ascendente similar antes de las 12 semanas, con una pendiente más pronunciada observada en el grupo HFD.</li>
</ol>
2. Preparación e inyección de la solución STZ
NOTA: Almacene STZ a -20 °C para evitar la degradación debido a su alta inestabilidad a temperatura ambiente (RT). Mezcle STZ con tampón de citrato inmediatamente dentro de los 5 minutos antes de la inyección.
<ol>
	<li>Prepare el tampón de citrato. Pesar 2,1 g de ácido cítrico (masa molecular relativa: 210,14) y disolverlo completamente en 100 ml de agua destilada para preparar la solución A; pesar 2,94 g de citrato de sodio (masa molecular relativa: 294,10) y disolverlo completamente en 100 mL de agua destilada para preparar la solución B. Mezclar la solución A y B en una proporción de 1:1,32 para obtener la solución de trabajo de ácido cítrico. Filtre las impurezas con una membrana filtrante de 0,45 μm.</li>
	<li>Pesar 1 g de STZ y disolverlo completamente en 100 ml de la solución de trabajo de ácido cítrico mezclado preparada. Almacene la solución STZ resultante a 4 °C. Asegúrese de que la inyección de la solución STZ se produzca dentro de los 30 minutos siempre que sea posible.</li>
	<li>Utilizando una jeringa de 1 mL, administrar inyecciones intraperitoneales de una solución que contenga 30 mg/kg de STZ al día durante 7 días consecutivos a los ratones del grupo HFD/STZ, proporcionando al mismo tiempo un volumen igual de tampón citrato (0,1 mmol/L, pH = 4,5) a los ratones del grupo ND.</li>
	<li>Analice los niveles de glucosa en sangre 1 semana después de la última inyección. Clasificar a los ratones que presentan concentraciones aleatorias de glucosa en sangre superiores a 16,7 mmol/L como ratones T2DM.<ol>
		<li>Coloque con cuidado el mouse en un dispositivo de sujeción, asegurándose de que su cola se extienda completamente hacia afuera.</li>
		<li>Antes de la recolección de sangre, desinfecte a fondo el sitio de recolección de sangre de la cola con un hisopo con alcohol al 70%, manteniendo la esterilidad y la limpieza.</li>
		<li>Con una aguja de punta afilada, insértelo en la vena de la cola, avanzando desde la punta hacia la base a una profundidad de 3-4 mm. Una vez que la aguja esté firmemente en su lugar, aprieta suavemente la parte superior de la cola para estimular el flujo sanguíneo.</li>
		<li>Recoja aproximadamente 10 μL de sangre de un ratón y aplique cuidadosamente la sangre recolectada en la tira reactiva específica. Una vez que se absorbe la sangre, el medidor de glucosa mostrará rápidamente la lectura de glucosa en sangre.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
3. Prueba de tolerancia oral a la glucosa (OGTT)14
<ol>
	<li>Antes de OGTT, ayune cada ratón durante la noche durante 14 h, mientras tenga acceso sin restricciones al agua.</li>
	<li>Prepare aproximadamente 10 mL de una solución de glucosa al 20%. Administrar una dosis de 1 g/kg de glucosa por vía oral por sonda nasogástrica a cada ratón durante la PTGO.</li>
	<li>Controle los niveles de glucosa en sangre en varios momentos: inmediatamente (0 min), 15 min, 30 min, 60 min y 120 min después de la administración.</li>
</ol>
4. Evaluación ecocardiográfica de la función cardíaca
<ol>
	<li>Realizar una ecocardiografía en cada ratón al inicio del estudio (0 semanas), a las 12 semanas y a las 24 semanas después de la alimentación con HFD o ND.</li>
	<li>Antes de la ecocardiografía, anestesiar al ratón mediante inhalación de isoflurano al 3% que se administra con oxígeno al 100% mediante una máquina anestésica. Asegúrese de que el ratón no muestre ninguna reacción al pellizco de la piel con una pinza dentada o a la estimulación de los dedos de los pies y la cola. Aplique ungüento veterinario en los ojos para prevenir la sequedad durante la anestesia.</li>
	<li>Coloque el mouse sobre una almohadilla térmica para mantener la temperatura corporal y asegure sus garras a un electrodo para garantizar una posición supina estable. Ajuste la concentración de isoflurano entre 1% y 2% para la anestesia de mantenimiento para mantener una frecuencia cardíaca objetivo de aproximadamente 450 latidos por minuto.</li>
	<li>Retira el pelo del ratón con crema depilatoria y aplica gel ultrasónico en su pecho. Retirar la crema depilatoria y el gel ultrasónico con suero fisiológico estéril tras la ecocardiografía.</li>
	<li>Evalúe la función cardíaca y los parámetros estructurales con una sonda de 50 MHz.<ol>
		<li>Para obtener una visión óptima del ventrículo izquierdo (VI) a lo largo, coloque la sonda en el lado izquierdo del tórax del animal.</li>
		<li>Dependiendo de la anatomía individual, gire la sonda en sentido contrario a las agujas del reloj entre 15° y 45° en relación con la línea paraesternal izquierda, con la muesca dirigida hacia su hombro derecho. Ajuste el eje x y el eje y en el modo B15. NOTA: Una vista adecuada del eje largo del VI debe incluir (i) la válvula aórtica y la raíz aórtica; (ii) la cámara del VI está situada en el centro de la vista; (iii) el eje de la base al vértice debe ser paralelo al transductor16.</li>
		<li>Presione el modo M 2x para mostrar la línea de medición. Coloque esta línea a nivel del músculo papilar. Posteriormente, tome medidas durante al menos tres latidos consecutivos para garantizar la precisión. Pulsa Guardar clip para guardar el bucle de cine en la serie.</li>
		<li>Identificar la dimensión telesistólica como la fase que coincidió con la onda T del ECG, y determinar la dimensión diastólica final como la fase correspondiente a la onda R del ECG.</li>
		<li>Incline el panel de operación, asegurándose de que la esquina superior izquierda sea la más baja y la esquina inferior derecha sea la más alta. Ajuste la sonda para penetrar a lo largo de la dirección del vértice cardíaco del ratón, paralela al eje largo del corazón, para obtener una vista transapical de cuatro cámaras.</li>
		<li>Seleccione sucesivamente los modos C (Doppler color) y PW (PW Doppler), coloque el volumen de la muestra en el punto de velocidad más alto, ajuste la dirección del muestreo para que coincida con la dirección del flujo sanguíneo y registre la información hemodinámica de la válvula mitral (onda E y A)16. Pulsa Guardar clip para guardar el bucle de cine en la serie.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Detenga la inhalación de isoflurano para permitir que los ratones recuperen la conciencia. Regrese a los animales a sus jaulas, alojadas en un entorno controlado con un ciclo de luz/oscuridad de 12 horas tanto en las semanas 0 como en las 12. Después de la evaluación ecocardiográfica de 24 semanas, se practicó la eutanasia humanitaria a los ratones a través de la dislocación cervical después de la inhalación de isoflurano.</li>
	<li>Realice el análisis de la fracción de eyección (FE), el acortamiento de la fracción (FS), la pared posterior del ventrículo izquierdo (LVPW), el diámetro interno del ventrículo izquierdo (VIVI), el tabique interventricular (IVS) y la relación E/A utilizando el dongle de la estación de trabajo.</li>
</ol>
5. Tinción histológica
<ol>
	<li>Después de completar el análisis ecocardiográfico a las 24 semanas, se realizó la eutanasia del ratón por luxación de la médula espinal después de la inhalación de isoflurano.</li>
	<li>Disecciona al ratón con tijeras oftálmicas y pinzas. Corta las costillas con cuidado para asegurar la exposición completa del corazón.</li>
	<li>Perfundir el corazón a través del ápice con solución salina hasta que el hígado se ponga pálido, lo que indica una perfusión exitosa. Extraiga el corazón y enjuáguelo bien con solución salina para asegurar la eliminación completa de la sangre.</li>
	<li>Realizar la incrustación de parafina17.<ol>
		<li>Fijar el corazón con formalina al 4% en RT durante al menos 24 h.</li>
		<li>Coloque la caja de deshidratación que contiene el corazón en un deshidratador para someterla a un proceso de deshidratación gradual que involucra lixiviación de alcohol de gradiente y cera a 65 °C.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Preparar secciones de tejido17.<ol>
		<li>Coloque el bloque de cera recortado que contiene músculo papilar en un micrótomo para cortar, con un grosor de 4 μm, y guárdelo en RT para tinciones patológicas.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Realice la tinción utilizando la tinción con tricrómico18 de Masson y aglutinina de germen de trigo (WGA)19 .</li>
</ol>

<meta charset="utf8"></head><body>Modelo murino para miocardiopatía diabética mediante dieta alta en grasas e inyección de STZ

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<li>staining experiment report. , Servicebio. At 
 <a target="_blank" href="https://www.servicebio.com/data-detail?id=5588&code=RSSYBG">https://www.servicebio.com/data-detail?id=5588&code=RSSYBG</a> (2022).</li>
<li>Paraffin WGA staining protocol. , Servicebio. At 
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<li>Guariguata, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Global+estimates+of+diabetes+prevalence+for+2013+and+projections+for+2035%5BTitle%5D)+AND+%22Diabetes+Res+Clin+Pract%22%5BJournal%5D)">Global estimates of diabetes prevalence for 2013 and projections for 2035.</a> Diabetes Res Clin Pract. 103 (2), 137-149 (2014).</li>
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</ol>

<table><tbody><tr><td>Sistema de ultrosonido animal</td><td>Fujifilm Visual Sonics</td><td>VEVO 3100</td><td>Ecocardiografía</td></tr><tr><td>Glucómetro de sangre</td><td>Yuwell</td><td>GU100</td><td>Evaluar el nivel de glucosa</td></tr><tr><td>en sangre Ácido cítrico</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>251275</td><td></td></tr><tr><td>Isoflurano</td><td>RWD ciencias de la vida</td><td>R510-22</td><td>Anestesia</td></tr><tr><td>Vaporizador de isoflurano</td><td>RWD ciencias de la vida</td><td>R500</td><td>anestesia</td></tr><tr><td>Kit de ELISA de insulina de ratón (INS)</td><td>Wuhan Feiyue Biotechnology Co., Ltd</td><td>FY-EM14029</td><td>Evaluar el nivel de insulina sérica</td></tr><tr><td>Nair crema depilatoria</td><td>Nair</td><td>255g</td><td>Eliminar el pelaje del ratón</td></tr><tr><td>Dieta de roedores con 60% de grasa kcal</td><td>Research Diets Inc</td><td>D12492</td><td>Alimentación dietética alta en grasas</td></tr><tr><td>Citrato de sodio</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S4641</td><td></td></tr><tr><td>Filtro estéril</td><td>Merck Millipore</td><td>SLHV033N</td><td></td></tr><tr><td>Estreptozocina</td><td>Solarbio</td><td>S8050</td><td></td></tr><tr><td>Gel de ultrasonido</td><td>Keppler</td><td>KL-250</td><td>Estación de trabajo de ecocardiografía</td></tr><tr><td>Dongle</td><td>Fujifilm Visual Sonics</td><td>Vevo LAB</td><td>Análisis de datos ecocardiográficos</td></tr></tbody></table>

modelado y evaluación del modelo de miocardiopatía diabética murina

Modeling and Evaluation of Murine Diabetic Cardiomyopathy Model

Este estudio consistió en la asignación aleatoria de ratones en dos grupos: el grupo ND y el grupo HFD/STZ, con 6 ratones en cada grupo. Después de la ecocardiografía final y las pruebas de OGTT 24 semanas después de la alimentación, los ratones fueron sacrificados para recolectar sus tejidos cardíacos para una evaluación histológica.
HFD/STZ causó un aumento de peso corporal evidente, alcanzando su punto máximo en 12 semanas, y fue significativamente mayor en comparación con el grupo ND. Tras la administración de STZ, se observó una notable disminución del peso corporal entre los ratones del grupo HFD/STZ. Por el contrario, los ratones del grupo ND mantuvieron un aumento constante en su peso corporal durante el período posterior de 12 semanas (Figura 2A). Los niveles aleatorios de glucosa en sangre del grupo HFD/STZ fueron siempre significativamente más altos que los del grupo ND durante todo el tiempo de alimentación (Figura 2B). La curva OGTT del grupo HFD/STZ fue significativamente mayor que la del grupo ND. Se evidenció que el pico de glucemia en ambos grupos alcanzó en 15 min y luego disminuyó (Figura 2C,D). Durante el transcurso del estudio, los niveles séricos de insulina en el grupo ND fueron inicialmente más altos que en el grupo HFD en las primeras 12 semanas. Sin embargo, después de administrar STZ, se observó una tendencia inversa con los niveles de insulina sérica (Figura 2E,F).
Los corazones expuestos a HFD/STZ mostraron disfunción diastólica y sistólica en comparación con el grupo ND, presentándose como débil amplitud del tabique interventricular (IVS) y pulsación de la pared posterior del ventrículo izquierdo (LVPW) (Figura 3), disminución de la fracción de eyección (FE) y acortamiento fraccional (FS) (Figura 4A,B), aumento de la dimensión interna del ventrículo izquierdo (VIVI) al final de la diastólica, IVS y LVPW exacerbados (Figura 4C, D, E), y disminución de la relación E/A (Figura 4F) en el grupo HFD/STZ en 24 semanas.
El remodelado cardíaco derivado de trastornos metabólicos se muestra en la figura 5A,B. Un examen histológico reveló aumentos en la fibrosis cardíaca y la proporción de área ocupada por cardiomiocitos dentro del grupo HFD/STZ, en comparación con el grupo ND (Figura 5C).
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67189/67189fig02.jpg"> 
Figura 2: Cambio en el peso corporal, la glucosa en sangre aleatoria, la OGTT y el nivel de insulina sérica durante la alimentación. (A) Cambio de peso corporal de los ratones durante el tiempo de alimentación. La curva de peso mostró un patrón ascendente similar antes de las 12 semanas, observándose una pendiente más pronunciada en el grupo. Después del período de 12 semanas, se observó una reducción notable en el peso en el grupo HFD/STZ, mientras que el grupo ND mantuvo su trayectoria ascendente en el aumento de peso. (B) Los niveles aleatorios de glucosa en sangre cambiaron durante el tiempo de alimentación. El nivel de glucosa en sangre se mantuvo estable en el grupo ND, mientras que continuó aumentando en el grupo HFD/STZ, con un aumento significativo después de 12 semanas. (C) y (D) Niveles de glucosa en sangre durante la PTOG a las 12 semanas y a las 24 semanas de alimentación. (E,F) Nivel de insulina sérica a las 12 semanas y a las 24 semanas para el grupo ND y HFD/STZ. Después de 12 semanas de experimentación, el nivel de insulina en el grupo HFD/STZ mostró una elevación notable en comparación con el grupo ND. Sin embargo, a las 24 semanas, esta tendencia se invirtió, y el nivel de insulina en el grupo HFD/STZ fue significativamente más bajo que el del grupo ND. Los datos se presentan como media ± DE. Los valores de P se calcularon mediante la prueba t no apareada. **: P &lt; 0,01, ***: P &lt; 0,001, ****: P &lt; 0,0001; ND (n = 6) vs HFD/STZ (n = 6). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67189/67189fig02large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67189/67189fig03.jpg"> 
Figura 3: Ecocardiografía representativa en modo M y onda E/A de la válvula mitral a las 0, 12 y 24 semanas. Hubo diferencias en las alturas de los picos E y A entre los dos grupos, con el pico E &gt; pico A a la semana 0 y el pico E casi igual al pico A a las 24 semanas en el grupo HFD/STZ. La ecografía Doppler color en modo M mostró que la amplitud de la pulsación de IVS y LVPW fue más débil en el grupo HFD/STZ a las 12 y 24 semanas. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67189/67189fig03large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67189/67189fig04.jpg"> 
Figura 4: Resultados cuantitativos de la estructura y función cardíaca. (A) Fracciones de eyección (FE); (B) Cortocircuito de fracciones (FS); (C) Diámetro interno telediastólico del ventrículo izquierdo (VID, d); (D) Tabique interventricular telediastólico (IVS, d); (E) Pared posterior telediastólica del ventrículo izquierdo (LVPW, d); (F) Relación E/A. A las 12 semanas, el grupo HFD/STZ presentó disfunción diastólica, que se manifestó como un aumento de la VID y de la relación E/A y FE normal. A las 24 semanas, las funciones sistólica y diastólica disminuyeron, mostrando un engrosamiento de la LVPW y el IVS, disminuciones significativas en FE y FS, aumentos adicionales en la VID y nuevas disminuciones en la relación E/A. Los datos se presentan como media ± DE. Los valores de P se calcularon mediante la prueba t no apareada. *: P &lt; 0,05, **: P &lt; 0,01, ***: P &lt; 0,001, ****: P &lt; 0,0001; ND (n = 6) vs HFD/STZ (n = 6). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67189/67189fig04large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67189/67189fig05.jpg"> 
Figura 5: Los ratones del grupo HFD/STZ provocan una remodelación cardíaca a las 24 semanas. (A) Tinción representativa de WGA de los tejidos cardíacos en cada grupo. (B) Tinción de Masson representativa de los tejidos cardíacos en cada grupo. (C,D) Se cuantificó el área de la sección transversal y el área fibrótica del VI. Se observó un aumento significativo de la fibrosis y la hipertrofia cardíaca en el grupo HFD/STZ en comparación con el grupo ND. Los datos se presentan como media ± DE. Los valores de p se calcularon mediante la prueba t no apareada. : P &lt; 0,001, ****: P &lt; 0,0001; ND (n=6) vs HFD/STZ (n=6). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67189/67189fig05large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>

Modelado y evaluación del modelo de miocardiopatía diabética murina

The underlying pathophysiological mechanisms of diabetic cardiomyopathy (DbCM), a leading cause of mortality among patients with type 2 diabetes mellitus ...

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Research

Investigación

JoVE Journal

Medicine

Medicina

Se describe un protocolo para establecer un modelo de miocardiopatía dilatada (MCD) inducida por doxorrubicina en ratones mediante inyección intraperitoneal a largo plazo de doxorrubicina.

Un modelo murino inducido por doxorrubicina de miocardiopatía dilatada in vivo

El presente protocolo describe la obtención de la relación presión-volumen a través de la estimulación transesofágica, que sirve como una herramienta valiosa en la evaluación de la función diastólica en modelos murinos de insuficiencia cardíaca.

Un procedimiento controlado por estimulación para la evaluación de las funciones diastólicas dependientes de la frecuencia cardíaca en modelos murinos de insuficiencia cardíaca

Este protocolo presenta un enfoque detallado para replicar un modelo murino de insuficiencia cardíaca inducida por hiperlipidemia con fracción de eyección preservada (HFpEF). El diseño combina la administración de virus adenoasociado al virus 9-troponina T de baja densidad con receptor de lipoproteínas de baja densidad (AAV9-cTnT-LDLR) y poloxámero-407 (P-407).

Un modelo murino de insuficiencia cardíaca inducida por hiperlipidemia con fracción de eyección preservada

Aquí, presentamos un protocolo para establecer un modelo de ratón de miocardiopatía diabética y un dispositivo de fijación de electroacupuntura de ratón para el uso de la electroacupuntura en ratones, que puede fijar a los ratones más suavemente durante el tratamiento.

Fabricación de dispositivos de fijación de electroacupuntura de ratón para el pretratamiento de electroacupuntura en el modelo de ratón de miocardiopatía diabética

Un modelo de ratón estándar de la hemorragia subaracnoidea por el Círculo de Willis intraluminal perforación se describe. Perforación de vasos y hemorragia subaracnoidea son monitoreados por el monitoreo de la presión intracraneal. Además diversos parámetros vitales se registran y se controlan para mantener las condiciones fisiológicas.

Un modelo murino de hemorragia subaracnoidea

A continuación se describe el procedimiento detallado de isquemia-reperfusión intestinal en ratones que produce lesiones reproducibles sin mortalidad para fomentar la estandarización de esta técnica a través del campo. Este modelo de lesión de isquemia-reperfusión intestinal puede ser utilizado para estudiar los mecanismos celulares y moleculares de la lesión y regeneración.

Modelo murino de isquemia-reperfusión intestinal Lesiones

Células madre procedentes de adiposo (ASCs) son fácilmente aisladas y extraídas de la grasa de las ratas normales. Hojas de ASC pueden crearse utilizando ingeniería hoja de la célula y pueden ser transplantadas en Zucker ratas diabéticas grasosas exhibiendo espesor total defectos con hueso expuesto de la piel y luego se cubrieron con una bicapa de piel artificial.

Creación y el transplante de una hoja de células madre derivadas de adiposo (ASC) en un modelo de curación de herida diabética

Este manuscrito describe un modelo murino osteolysis calvarial por exposición a partículas de CoCrMo, que constituye un modelo animal ideal para la evaluación de las interacciones entre las partículas de desgaste y diversas células en aflojamiento aséptico.

Construcción y evaluación de un modelo murino Osteolysis Calvarial por exposición a partículas de CoCrMo en aflojamiento aséptico

Aquí, presentamos un protocolo para producir cardiomiopatía Taquicardia-inducida en los cerdos. Este modelo representa una manera potente para el estudio de la hemodinámica de la insuficiencia cardíaca crónica progresiva y los efectos del tratamiento aplicado.

Cardiomiopatía Taquicardia-inducida como un modelo de insuficiencia cardíaca crónica en porcino

Aquí se describe un método para generar un modelo de cardiomiopatía inducida por la doxorrubicina en adultos pez cebra (Danio rerio). Dos formas alternativas de la inyección intraperitoneal se presentan y se discuten las condiciones para reducir las variaciones entre los diferentes grupos experimentales.

Un modelo de cardiomiopatía inducida por la doxorrubicina en pez cebra adulto

Aprende a inducir miocardiopatía diabética en ratones mediante dieta alta en grasas e inyecciones de estreptozotocina. Este método eficiente permite estudiar mecanismos de disfunción cardíaca y desarrollar estrategias terapéuticas.

Modelado y evaluación del modelo de miocardiopatía diabética murina

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