Name: Un modelo de rechazo de injerto de rata para trasplante intestinal con ileostomía exteriorizada para la evaluación del pronóstico longitudinal (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2025-06-10T14:10:00.000+00:00
Duration: 8 min 25 s
Description: Aprende un modelo de trasplante intestinal con ileostomía en ratas para evaluar intervenciones farmacológicas contra el rechazo de injerto. Este método permite monitorear la supervivencia del injerto a lo largo del tiempo.

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Todos los procedimientos con animales fueron aprobados por el Comité Institucional de Cuidado y Uso de Animales de la Escuela de Graduados de Medicina de la Universidad de Osaka, bajo el número de referencia 04-018-003 y se realizaron de acuerdo con las directrices de la Universidad de Osaka. Se utilizaron ratas Lewis macho (LEW) receptoras (de 200-250 g, 7-9 semanas de edad) y ratas macho donantes Fischer 344 (F344) (de 200-250 g, 10-12 semanas de edad). Antes de la cirugía, el área abdominal se afeitó y esterilizó con etanol al 70%. Los detalles de los reactivos y equipos utilizados en este estudio se enumeran en la Tabla de Materiales.
1. Cirugía de donante
<ol>
	<li>Ayuna a la rata donante durante 12 h antes de la cirugía.</li>
	<li>Anestesiar a la rata donante con isoflurano inhalado (siguiendo protocolos aprobados institucionalmente). Coloque la rata perpendicular al operador. Ajuste el microscopio estereoscópico a un aumento de 5x durante el procedimiento. Use seda 5-0 para la ligadura. NOTA: El caudal de isoflurano fue de 1,5 L/min. El isoflurano se administró al 2,5% durante la incisión abdominal inicial y se mantuvo al 1,5% durante la cirugía. La anestesia adecuada fue confirmada por la ausencia de reflejo del dedo del pie al pinzar del dedo del pie. Si es necesario, aplique ungüento veterinario en los ojos para prevenir la sequedad después de confirmar la anestesia.</li>
	<li>Realizar una incisión de 8 cm en la línea media para abrir la cavidad abdominal. Extienda la incisión superior hasta la apófisis xifoides para garantizar una visualización clara de la vena porta (PV).</li>
	<li>Diseccionar el ligamento de Treitz y rotar el intestino delgado 180 grados en el sentido de las agujas del reloj para invertir la rotación intestinal.</li>
	<li>Observar las asas vasculares mesentéricas y seleccionar un sitio de injerto bien vascularizado, de aproximadamente 10 cm de longitud desde el íleon (Figura 1A1).</li>
	<li>Diseccionar el mesenterio distal y ligar la arteria mesentérica superior (AME) y la vena mesentérica superior (VMS) del íleon distal. Asegúrese de que la AME/SMV esté separada de la ligadura proximal. Una ligadura inadecuada puede causar sangrado y comprometer la perfusión del injerto.</li>
	<li>Desplazar el estómago y el bazo cranealmente para exponer claramente la VP.</li>
	<li>Diseccionar y ligar la arteria/vena del colon medio y la arteria/vena del colon derecho, ubicadas en el lado izquierdo de la AME/SMV.</li>
	<li>Diseccionar el mesenterio en el lado derecho de la AME/SMV y ligar la rama yeyunal. Evite ligar demasiado cerca del SMV para evitar que se doble (Figura 1A2).</li>
	<li>Separe suavemente la base de la AME con un bastoncillo de algodón y lige el mesenterio entre la aorta por encima de la AME y la VP. Esta área contiene los ganglios linfáticos mesentéricos superiores y numerosos vasos linfáticos.</li>
	<li>Identificar y ligar la arteria renal derecha, ubicada en el lado derecho de la aorta (Figura 1A3).</li>
	<li>Inyectar solución salina heparinizada (200 U/2 mL) en la vena del pene.</li>
	<li>Determinar la longitud final del injerto y ligar el exceso de ramas mesentéricas. Ligar arterias rectas en los extremos proximal y distal del injerto.</li>
	<li>Lime la aorta por debajo de la AME, luego lige la aorta por encima de la AME y extirpe la base de la AME junto con un parche circular de la aorta. Cortar la vena porta en el hilio hepático, asegurando un corte oblicuo para crear una gran abertura anastomótica.<ol>
		<li>Proceda a cortar las asas vasculares proximales y distales y el intestino. Colocar el injerto extraído en suero fisiológico frío (4 °C) (Figura 1A4).</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Retirar la ligadura aórtica proximal para inducir la exanguinación y sacrificar a la rata donante (siguiendo los protocolos aprobados institucionalmente).</li>
</ol>
2. Procesamiento de injertos
<ol>
	<li>Identificar la arteria mesentérica superior (AME) y la vena porta (VP).</li>
	<li>Perfundir suavemente el injerto con 15 mL de solución salina fría a través de la AME (Figura 1B1). Confirme que se reemplaza toda la sangre y que el color del injerto se vuelve pálido o blanco.</li>
	<li>Lave la luz del injerto intestinal y elimine el contenido fecal.</li>
	<li>Mantenga el injerto sumergido en solución salina fría fresca hasta el trasplante.</li>
</ol>
3. Cirugía del receptor
<ol>
	<li>Anestesiar a la rata receptora con isoflurano inhalado (siguiendo protocolos aprobados institucionalmente). Coloque la rata perpendicular al operador.<ol>
		<li>Ajuste el microscopio estereoscópico a 5× para procedimientos generales y a 12,5× durante la anastomosis vascular. Usar seda 5-0 para la ligadura y 8-0 Sutura de polipropileno sintético para anastomosis vascular. Coloque la rata sobre una almohadilla térmica para evitar la hipotermia durante la operación. NOTA: El caudal de isoflurano fue de 1,5 L/min. El isoflurano se administró al 2,5% durante la incisión abdominal inicial y se redujo al 1,5% durante la cirugía. La anestesia se confirmó por la ausencia de reflejo del dedo del pie después de un pinzamiento del dedo del pie. Si es necesario, aplique ungüento veterinario en los ojos para prevenir la sequedad después de la confirmación de la anestesia.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Antes de la cirugía, inyectar 0,5 mg/kg de tacrolimus por vía intramuscular. Haga una incisión en la línea media (~5 cm) y abra la cavidad abdominal.</li>
	<li>Mueva el intestino y el colon cranealmente y diseccione el ligamento de Treitz. Envuelve el intestino y el colon en una gasa húmeda y colócalos sobre el cuerpo de la rata.</li>
	<li>Diseccionar el peritoneo sobre la vena cava inferior (VCI) y la aorta (Figura 1B2). Identificar y ligar la arteria y la vena gonadal derecha. Localiza el uréter correcto.</li>
	<li>Gire la rata 90° en sentido contrario a las agujas del reloj para que la cabeza mire hacia la izquierda del operador. Pinza la VCI por encima de la vena renal derecha con una pinza vascular Bulldog curva.</li>
	<li>Haga una incisión en la pared de la VCI con unas tijeras para crear una abertura ovalada. Enjuague con solución salina y coloque una sutura de soporte en el borde caudal de la VCI (Figura 1B3-1). Asegúrese de que la abertura anastomótica venosa sea grande (~ 1 cm) y estire la pared VP adecuadamente en la anastomosis.</li>
	<li>Coloque el injerto en el lado izquierdo de la rata, colocando la PV y la AME cerca de la VCI y la aorta. Orienta el íleon distal hacia la cabeza. Envuelva el injerto en una gasa fría y húmeda y aplique hielo para mantener una temperatura baja.</li>
	<li>Pasar la aguja de sutura de estancia (sutura de polipropileno sintético 8-0) a través del borde caudal del PV. Use una pinza para mosquitos para controlar la tensión de la sutura.</li>
	<li>Suturar y atar el borde craneal de la VP a la VCI (VP a VCI). Anastomosa de la pared posterior de la VP (IVC a VP) (Figura 1B3-2). Ate la sutura del tirante en el borde derecho del PV. A continuación, anastomosa la pared anterior de la VP (PV a la VCI).<ol>
		<li>Antes de completar la anastomosis, pinzar el injerto PV e inyectar solución salina heparinizada. Ate la sutura y suelte la pinza IVC (Figura 1B3-3). NOTA: Puede producirse un sangrado inicial en la anastomosis, pero normalmente se controla de forma espontánea.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Pinza la aorta por encima de la bifurcación de la arteria ilíaca con una pinza Bulldog curva.</li>
	<li>Incisión en la pared aórtica. Colocar una sutura de tirante (sutura de polipropileno sintético 8-0) en el borde craneal de la aorta y la AME (~4-5 mm) (Figura 1B4-1). Sujete la sutura del tirante con una pinza antimosquitos para controlar la tensión.</li>
	<li>Pasa otro 8-0 aguja a través del borde caudal de la AME y la aorta. Ate y comience la anastomosis en el lado derecho de la rata (Figura 1B4-2). Ata la sutura del tirante.</li>
	<li>Gire la rata 180° para que la cabeza mire hacia la derecha del operador. Complete la anastomosis de la AME a la aorta en el lado izquierdo. Antes de la sutura final, pinzar el injerto PV e inyectar solución salina heparinizada. Amarre la sutura (Figura 1B4-3).</li>
	<li>Suelte las pinzas aórticas y VP para la reperfusión (Figura 1B5). Puede producirse un sangrado inicial, pero puede controlarse con una presión suave con un bastoncillo de algodón. La mucosa del injerto debería volverse rosada en cuestión de minutos (Figura 1B6).</li>
	<li>Gira la rata 90° para que la cabeza mire hacia el lado opuesto. Realizar dos incisiones cutáneas de 8 mm en el abdomen derecho y exteriorizar los extremos proximal y distal del injerto ileal.<ol>
		<li>Suturar la piel e injertar serosa con polidioxanona 5-0 (PDS) (Figura 1B7). Cierre la incisión de la línea media con PDS 5-0 para completar la cirugía. NOTA: Las ratas postoperatorias deben ser monitoreadas cuidadosamente hasta la recuperación completa de la conciencia. No regrese a la jaula hasta que se logre la decúbito esternal.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
4. Manejo postoperatorio
<ol>
	<li>Para mantener el injerto durante la fase aguda, inyectar tacrolimus a 0,5 mg/kg por vía intramuscular en los días postoperatorios (POD) 1-13, 20 y 277. NOTA: Administre inyecciones consecutivas en piernas alternas. Alternativamente, el tacrolimus puede administrarse por vía subcutánea.</li>
	<li>Inyectar meloxicam a 0,4 mg/kg por vía subcutánea en POD 1-3. NOTA: Las ratas receptoras suelen perder peso hasta el POD 7, con recuperación hasta el POD 14. Se pueden administrar inyecciones subcutáneas de solución salina para mitigar la deshidratación debida a la pérdida de líquido de la ileostomía. La mortalidad inesperada ocurre en aproximadamente el 20% de los casos antes de la POD 7. La supervivencia y la salud general suelen ser estables a partir de entonces.</li>
</ol>
5. Evaluación por imagen del estado de salud del injerto intestinal
<ol>
	<li>Abra una imagen de la ileostomía en ImageJ. Convierta la imagen en una pila RGB seleccionando Tipo de &gt; de imagen &gt; pila RGB. NOTA: Si la imagen aún no está en formato RGB, primero conviértala a color RGB usando Tipo de imagen &gt; &gt; Color RGB.</li>
	<li>Seleccione una región de interés (ROI) que incluya solo el área mucosa visible de la ileostomía.</li>
	<li>Mide la intensidad de cada canal (Rojo, Verde y Azul) dentro del ROI seleccionado.</li>
	<li>Calcule la puntuación de salud del injerto utilizando la siguiente fórmula: Puntuación = <img alt="Equation 1" src="/files/ftp_upload/68412/68412eq001v2.jpg" style="margin: auto;"> NOTA: Normalice la puntuación final de modo que: Si Puntuación &gt; 10, asigne un valor de 10; Si Puntuación &lt; 0, asigne un valor de 0.</li>
</ol>

<ol><li>Pedersen, P. B., Henriksen, D. P., Brabrand, M., Lassen, A. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Organ+failure%2C+aetiology+and+7-day+all-cause+mortality+among+acute+adult+patients+on+arrival+to+an+emergency+department%3A+A+hospital-based+cohort+study%5BTitle%5D)+AND+%22Eur+J+Emerg+Med%22%5BJournal%5D)">Organ failure, aetiology and 7-day all-cause mortality among acute adult patients on arrival to an emergency department: A hospital-based cohort study.</a> Eur J Emerg Med. 28 (6), 448-455 (2021).</li>
<li>Okita, K., Ichisaka, T., Yamanaka, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Generation+of+germline-competent+induced+pluripotent+stem+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Generation of germline-competent induced pluripotent stem cells.</a> Nature. 448 (7151), 313-317 (2007).</li>
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<li>Soma, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Induced+pluripotent+stem-cell-derived+corneal+epithelium+for+transplant+surgery%3A+a+single-arm%2C+open-label%2C+first-in-human+interventional+study+in+Japan%5BTitle%5D)+AND+%22Lancet%22%5BJournal%5D)">Induced pluripotent stem-cell-derived corneal epithelium for transplant surgery: a single-arm, open-label, first-in-human interventional study in Japan.</a> Lancet. 404 (10466), 1929-1939 (2024).</li>
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<li>Gerlach, U. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intragraft+and+systemic+immune+parameters+discriminating+between+rejection+and+long-term+graft+function+in+a+preclinical+model+of+intestinal+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">Intragraft and systemic immune parameters discriminating between rejection and long-term graft function in a preclinical model of intestinal transplantation.</a> Transplantation. 101 (5), 1036-1045 (2017).</li>
<li>Pech, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intestinal+regeneration%2C+residual+function+and+immunological+priming+following+rescue+therapy+after+rat+small+bowel+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Transplant%22%5BJournal%5D)">Intestinal regeneration, residual function and immunological priming following rescue therapy after rat small bowel transplantation.</a> Am J Transplant. 12 (Suppl 4), S9-S17 (2012).</li>
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<li>Lavin, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tissue-resident+macrophage+enhancer+landscapes+are+shaped+by+the+local+microenvironment%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">Tissue-resident macrophage enhancer landscapes are shaped by the local microenvironment.</a> Cell. 159 (6), 1312-1326 (2014).</li>
<li>Stakenborg, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Enteric+glial+cells+favor+accumulation+of+anti-inflammatory+macrophages+during+the+resolution+of+muscularis+inflammation%5BTitle%5D)+AND+%22Mucosal+Immunol%22%5BJournal%5D)">Enteric glial cells favor accumulation of anti-inflammatory macrophages during the resolution of muscularis inflammation.</a> Mucosal Immunol. 15 (6), 1296-1308 (2022).</li>
<li>Li, Y. -T., Takaki, E., Ouchi, Y., Tamai, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Guided+monocyte+fate+to+FR%CE%B2%2FCD163%2B+S1+macrophage+antagonises+atopic+dermatitis+via+fibroblastic+matrices+in+mouse+hypodermis%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Mol+Life+Sci%22%5BJournal%5D)">Guided monocyte fate to FRβ/CD163+ S1 macrophage antagonises atopic dermatitis via fibroblastic matrices in mouse hypodermis.</a> Cell Mol Life Sci. 82 (1), 14(2024).</li>
</ol>

<table><tbody><tr><td>5-0 seda trenzada 40cm negro&nbsp;</td><td>Alfresa Pharma</td><td>62-9965-34</td><td></td></tr><tr><td>5-0 seda trenzada 40cm blanco&nbsp;</td><td>Alfresa Pharma</td><td>62-9964-99</td><td></td></tr><tr><td>8-0 PROLENE BV130-5 45cm</td><td>ETICÓN</td><td>EP8730H</td><td></td></tr><tr><td>Alexa Fluor 594 cabra anti-ratón IgG (H + L)</td><td>Invitrogen</td><td>Referencia A11005</td><td>Contacto de trabajo: 2ug/ml</td></tr><tr><td>Alexa Fluor 647 cabra anti-conejo IgG (H + L)</td><td>Invitrogen</td><td>Referencia A21245</td><td>Contacto de trabajo: 2ug/ml</td></tr><tr><td>Portaagujas Barraquer Micro, mandíbula CVD de 8mm, 6"</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Pinza vascular Bulldog 35mm</td><td>Natsume</td><td>C-42-S-2</td><td></td></tr><tr><td>Fischer 344 (F344)&nbsp; &nbsp;</td><td>Japón SLC (Shizuoka, Japón)</td><td></td><td>donante, macho, de 10 a 12 semanas de edad</td></tr><tr><td>Ratas Lewis (LEW)&nbsp;</td><td>Japón SLC (Shizuoka, Japón)</td><td></td><td>Receptores, hombres, de 7 a 9 semanas de edad</td></tr><tr><td>Microtijeras</td><td>YDM</td><td>CC06C</td><td></td></tr><tr><td>Pinzas de sutura para microcirugía - Curvas, plataformas, mangos redondos: 15 cm/6 in</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Ms mAb a colágeno I</td><td>abcam</td><td>AB90395</td><td>Contacto de trabajo: dilución 1000x</td></tr><tr><td>SASOLUCIÓN NORMAL 500 mL</td><td>OTSUKA&nbsp;</td><td>Referencia: 3311401A8024</td><td></td></tr><tr><td>Pinza doble vascular de plástico</td><td>Capacitación en microcirugía ltd</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Prograf inyectable 5 mg</td><td>Astellas Pharma</td><td>3999416A1028</td><td></td></tr><tr><td>Rb pAb a laminina</td><td>abcam</td><td>AB11575</td><td>Contacto de trabajo: 2ug/ml</td></tr><tr><td>Anestesista de animales pequeños</td><td>Muromachi kikai</td><td>MK-A100</td><td></td></tr><tr><td>Microscopio quirúrgico OPMI-1FR</td><td>Carl Zeiss</td><td>OPMI-1FR</td><td></td></tr><tr><td>SUTURA, 5/0 18 PDS II CLR MONO P, VA</td><td>ETICÓN</td><td>Z493G</td><td></td></tr></tbody></table>

un modelo de rechazo de injerto de rata para trasplante intestinal con ileostomía exteriorizada para la evaluación del pronóstico longitudinal

A Rat Graft Rejection Model of Intestinal Transplantation with Exteriorized Ileostomy for Longitudinal Prognosis Assessment

En la Figura 1 se muestran imágenes representativas de los puntos de control quirúrgicos clave. La tasa de éxito de la reperfusión fue de casi el 100% y la tasa de supervivencia postoperatoria fue del 80,0% (20 de 25 cirugías). Cuando los procedimientos se realizaron correctamente y el tacrolimus se administró en la dosis y el horario especificados, la ileostomía exteriorizada generalmente se volvió blanquecina, una indicación de rechazo del injerto, a partir de la tercera semana después de ...

Un modelo de rechazo de injerto de rata para trasplante intestinal con ileostomía exteriorizada para la evaluación del pronóstico longitudinal

To date, organ transplantation remains the mainstream treatment for organ failure. Among various solid organs, patient prognosis following intestinal ...

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El pequeño ratón modelo de trasplante de intestino ha sido reconocido como una herramienta importante para estudiar mechanismes de rechazo inmunológico y la pantalla de nuevos fármacos inmunosupresores. Sin embargo, este modelo se limita al uso porque las técnicas en cuestión es un desafío muy técnico. Ahora se introduce la técnica modificada.

Trasplante de intestino delgado en ratones

Este video muestra el modelo de trasplante ortotópico de la aorta como un modelo simple para estudiar el desarrollo de vasculopatía del trasplante (TVP) en ratas.

Trasplante ortotópico aórtica: un modelo de rata para estudiar el desarrollo de la enfermedad vascular crónica

Trasplante de intestino delgado se ha convertido en una opción terapéutica en los pacientes con fallo intestinal irreversible. Nuestro modelo experimental de trasplante ortotópico del intestino delgado en ratas sirve como una herramienta fiable para abordar inmunológica subyacente y los procesos inflamatorios que complicar el trasplante intestinal.

El trasplante ortotópico de intestino delgado en ratas

La reconstrucción de la cava suprahepática (SHVC) sigue siendo un paso difícil en el trasplante orthotopic del hígado de rata. En este artículo, se muestra un protocolo paso a paso para la reconstrucción de SHVC en ratas usando una técnica de anastomosis magnética novela.

Un modelo de rata de Orthotopic trasplante del hígado usando una técnica de Anastomosis magnética novela para la reconstrucción de la Vena Cava suprahepática

El aloinjerto compuesto vascularizado ofrece beneficios que alteran la vida a los receptores de trasplante, pero las causas biológicas del rechazo del injerto y la vascutropatía permanecen poco comprendidas. El modelo quirúrgico de roedores presentado aquí ofrece un modelo reproducible, clínicamente relevante de trasplante, permitiendo a los investigadores evaluar eventos de rechazo y posibles estrategias terapéuticas para prevenir su ocurrencia.

Modelo de colgajo Osteomiocucutáneo de extremidades posteriores modificados en la rata para investigación de compuestos alotransplante de compuesto translacional vascularizado

El modelo de trasplante renal ortotópico de rata contribuye a investigar el mecanismo de rechazo del aloinjerto renal. El modelo actual aumenta la supervivencia de los receptores sin interferencia con el suministro de sangre y el reflujo venoso de la parte inferior del cuerpo utilizando una anastomosis de extremo a extremo de la implantación renal y un método de "túnel" de extremo a lado de anastomosis uréter-vejiga.

Un modelo de trasplante renal ortotópico de rata para el rechazo del aloinjerto renal

El protocolo de trasplante hepático auxiliar heterotópico en ratas descrito aquí ofrece una herramienta práctica de investigación para explorar los mecanismos de rechazo del aloinjerto hepático. Este modelo ayuda a aliviar los obstáculos quirúrgicos y el estrés animal del trasplante ortotópico de hígado en ratas.

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Este protocolo describe el método para establecer un modelo de pouchitis en ratas. El modelo de bolsa ileal se creó mediante la realización de una cirugía de anastomosis ileal-anal (IPAA) mediante técnicas microquirúrgicas. Después de la cirugía, la rata fue tratada con sulfato de dextrano sódico (DSS) al 4% durante 4 días.

Un modelo de pouchitis en ratas después de proctocolectomía y anastomosis anal con bolsa ileal y anastomosis con sulfato de dextrano sódico

El íleo postoperatorio (POI) es una complicación de la cirugía abdominal que lleva a una mayor morbilidad y una estancia hospitalaria prolongada. Como las estrategias profilácticas o terapéuticas faltan intensificación de la investigación es necesaria. Por lo tanto, se estableció un modelo de ratón estandarizado y factible para investigar la fisiopatología de la PDI y estudiar posibles opciones terapéuticas.

Evaluación funcional de la motilidad intestinal y la inflamación de la pared intestinal en roedores: Análisis de un modelo estandarizado de manipulación intestinal

Nos en este documento presentamos un modelo de trasplante renal de rata para evaluar de forma no invasiva el rechazo agudo del aloinjerto mediante tomografía por emisión de positrones con 18F-fluorodesoxiglucosa.

Imagen no invasiva de rechazo agudo del aloinjerto después Rat Trasplante Renal Uso<sup&gt; 18</sup&gt; F-FDG PET

Aprende un modelo de trasplante intestinal con ileostomía en ratas para evaluar intervenciones farmacológicas contra el rechazo de injerto. Este método permite monitorear la supervivencia del injerto a lo largo del tiempo.

Un modelo de rechazo de injerto de rata para trasplante intestinal con ileostomía exteriorizada para la evaluación del pronóstico longitudinal (Video) | JoVE Journal

Un modelo de rechazo de injerto de rata para trasplante intestinal con ileostomía exteriorizada para la evaluación del pronóstico longitudinal

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