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<ol><li>Cherry, B. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Modeling+cardiac+arrest+and+resuscitation+in+the+domestic+pig%5BTitle%5D)+AND+%22World+J+Crit+Care+Med%22%5BJournal%5D)">Modeling cardiac arrest and resuscitation in the domestic pig.</a> World J Crit Care Med. 4 (1), 1(2015).</li>
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<li>Faldaas, B. O., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hands-free+continuous+carotid+Doppler+ultrasound+for+detection+of+the+pulse+during+cardiac+arrest+in+a+porcine+model%5BTitle%5D)+AND+%22Ressuc+Plus%22%5BJournal%5D)">Hands-free continuous carotid Doppler ultrasound for detection of the pulse during cardiac arrest in a porcine model.</a> Ressuc Plus. 15 (100412), 1-10 (2023).</li>
<li>Faldaas, B. O., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Real-time+feedback+on+chest+compression+efficacy+by+hands-free+carotid+Doppler+in+a+porcine+model%5BTitle%5D)+AND+%22Ressusc+Plus%22%5BJournal%5D)">Real-time feedback on chest compression efficacy by hands-free carotid Doppler in a porcine model.</a> Ressusc Plus. 18, 100583(2024).</li>
<li>Faldaas, B. O., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+hands-free+carotid+Doppler+can+identify+spontaneous+circulation+without+interrupting+cardiopulmonary+resuscitation%3A+an+animal+study%5BTitle%5D)+AND+%22Intensive+Care+Med+Exp%22%5BJournal%5D)">A hands-free carotid Doppler can identify spontaneous circulation without interrupting cardiopulmonary resuscitation: an animal study.</a> Intensive Care Med Exp. 12 (1), 121(2024).</li>
<li>Ruiz De Gauna, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rhythm+Analysis+during+Cardiopulmonary+Resuscitation+Past%2C+Present%2C+and+Future%5BTitle%5D)+AND+%22BioMed+Res+Int%22%5BJournal%5D)">Rhythm Analysis during Cardiopulmonary Resuscitation Past, Present, and Future.</a> BioMed Res Int. 2014, 1-13 (2014).</li>
</ol>

<table><tbody><tr><td>Terminal de bobina simple de ABBOTT Durata 7120 ICD</td><td>Abbott, Abbot Park, IL</td><td>7120</td><td></td></tr><tr><td>Accidente intercontinental de realidad virtual Abbott Gallant</td><td>Abbott, Abbot Park, IL</td><td>CDVRA500Q</td><td></td></tr><tr><td>Abbott Merlin Programmer</td><td>Abbott, Abbot Park, IL</td><td>3650</td><td></td></tr><tr><td>Catéter venoso central Trío Certofix</td><td>B. Braun Medical, Melsungen, Alemania</td><td>4167408-07</td><td></td></tr><tr><td>Tubo endotraqueal Portex #7.0</td><td>Smiths Medical, Rockland, MA</td><td>100/150/070</td><td></td></tr><tr><td>Exagon VET (Pentobarbital 400 mg/mL)</td><td>VetViva Richter, Wels, Austria</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>Heparina 5000 UI/mL</td><td>Panpharma, Luitr&eacute; Francia</td><td>ETI3M807-1</td><td></td></tr><tr><td>Ketamina 50 mg/mL</td><td>Abcur AB, Helsingborg, Suecia</td><td>LB-12355-01</td><td></td></tr><tr><td>Midazolam 5 mg/mL</td><td>B. Braun Medical, Melsungen, Alemania</td><td>753-12612876-0621</td><td></td></tr><tr><td>Morfina</td><td>Abcur AB, Helsingborg, Suecia</td><td>LB-122184-01</td><td></td></tr><tr><td>Solución normal de suero salino</td><td>Fresenius Kabi, Uppsala, Suecia</td><td>B202382-05</td><td></td></tr><tr><td>PentoCur (Tiopental)</td><td>Abcur AB, Helsingborg, Suecia</td><td>LB-122564-01</td><td></td></tr><tr><td>Catéter IV perifal 20G Vasofix</td><td>B. Braun Medical, Melsungen, Alemania</td><td>4268113B</td><td></td></tr><tr><td>PiCCO&nbsp; Kit de monitorización (transductor de presión, sistema de descarga y termístor)</td><td>Pulsion, Feldkirchen, Alemania</td><td>PV8215</td><td></td></tr><tr><td>Catéter PiCCO 5 Fr 20 cm</td><td>Pulsion, Feldkirchen, Alemania</td><td>PV2015L20-A</td><td></td></tr><tr><td>Kit de transductor de presión y lavado TruWave</td><td>Edwards Lifesciences, Irvine, CA</td><td>PX272</td><td></td></tr><tr><td>RescueDoppler</td><td>Cimon Medical, Trondheim, Noruega</td><td>N/A</td><td>Propietario, no disponible comercialmente</td></tr><tr><td>Acetato de ringer</td><td>Fresenius Kabi, Uppsala, Suecia</td><td>B203150-02</td><td></td></tr><tr><td>Cather urinario 12 Ch</td><td>Varios</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>Introductor de vaina vascular Preludio 7.0 Fr</td><td>Merit Medical, South Jordan, UT</td><td>PSI-7F-11-035-18G</td><td></td></tr><tr><td>Gel de ecografía Vue</td><td>Optimum medical, Leeds, United Kingdim</td><td>1157</td><td></td></tr></tbody></table>

modelo de paro cardíaco porcino usando un desfibrilador implantable

Porcine Cardiac Arrest Model Using an Implantable Defibrillator

Modelo de paro cardíaco porcino usando un desfibrilador implantable

This study presents a reproducible porcine cardiac arrest model utilizing an implantable cardioverter-defibrillator (ICD) for reliable induction and ...

Queríamos desarrollar un modelo sencillo y confiable de fibrilación ventricular y cardioversión que proporcionara resultados más estables y nos permitiera utilizar menos animales en estudios de reanimación. Utilizamos un desfibrilador cardioversor implantable para inducir de manera confiable la fibrilación ventricular, realizar la cardioversión y obtener el electrocardiograma intracardiaco. Después de preparar el cerdo, coloque al animal profundamente anestesiado en posición supina y fije las extremidades utilizando una venda de gasa.Desinfecte el cuello, la mandíbula, la ingle y el abdomen utilizando clorhexidina en una concentración de 5 miligramos por mililitro en etanol, y cubra las áreas desinfectadas con campos estériles. Extienda una pata trasera para alargar la arteria ilíaca. Mediante ultrasonido, localice la arteria ilíaca e inserte un catéter arterial de salida cardíaca continua de índice de pulso de 5 French utilizando la técnica de Seldinger.Conecte el catéter arterial a un transductor de presión y un conjunto de lavado previamente llenos. Después de cero el transductor, confirme un buen trazado de la presión arterial y luego libere la pata trasera. Incline al cerdo en posición de Trendelenburg y aumente la presión positiva al final de la espiración del ventilador a 10 centímetros de agua para distender las venas del cuello.Bajo guía de ultrasonido, localice la vena yugular externa derecha e inserte un introductor vascular de siete French utilizando la técnica de Seldinger. Confirme el flujo venoso de retorno y lave el introductor con suero salino. A continuación, inserte un conjunto de acceso venoso central de dos lúmenes de 9 French con una válvula de hemostasia.Confirme el reflujo venoso a través de los lúmenes. Transfiera las infusiones de sedación y líquidos al catéter. A continuación, conecte un transductor de presión a uno de los lúmenes del catéter y confirme una forma de onda de presión venosa central.Disminuya la presión positiva al final de la espiración del ventilador a 5 centímetros de agua. Inserte un electrodo implantable de cardioversor-desfibrilador o ICD de bobina única a través del introductor vascular y avance hasta el ápice del ventrículo derecho. Luego, conecte el cable del ICD a un analizador del sistema de estimulación utilizando el conector dedicado.Asegúrese de que la amplitud de la onda R intracardiaca sea mayor de 6 milivoltios. Utilice un bisturí para realizar una incisión horizontal de 4 centímetros en la piel por debajo de la clavícula izquierda. A continuación, use diatermia seguida de disección roma con el dedo para crear un bolsillo subcutáneo lo suficientemente grande como para alojar el DII.Conecte el electrodo al DAI y coloque el dispositivo en el bolsillo subcutáneo. Confirme que el electrodo ventricular derecho permanezca en una posición estable. Programar el modo de estimulación según los ajustes deseados tras conectar el DAI al programador y revise el umbral de estimulación de la onda R y las impedancias.Luego programe los parámetros de terapia para taquiarritmias. En la pantalla del programador, seleccione el icono de Prueba y abra la carpeta Fibrilación Ventricular y NIPS. En Fibrilación Ventricular, seleccione Fibrilación DC y ajústela a 7,5 voltios durante dos segundos para inducir fibrilación ventricular.Cuando se induzca fibrilación ventricular, utilice la administración automática para permitir que el dispositivo administre la terapia según los parámetros programados. Induzca taquicardia ventricular seleccionando el icono de EPS ventricular. Elija el icono de ráfaga y establezca la longitud de ciclo deseada, por ejemplo, 240 milisegundos.Luego, presione Mantener para aplicar el estímulo durante hasta 20 segundos. Si se induce taquicardia ventricular o fibrilación ventricular, administre la terapia según la configuración del programa en la carpeta Tachy. Seleccione el icono Parámetros para revisar la configuración y asegurar la restauración del ritmo sinusal.Monitoree la presión arterial a través del catéter arterial ilíaco. Complemente esto con un monitoreo continuo mediante Doppler del flujo sanguíneo colocando la sonda de manos libres perpendicular a la arteria carótida izquierda. Verifique que la pantalla del Doppler muestre un trazado claro del flujo carotídeo.A continuación, asegure firmemente la sonda con cinta adhesiva. Monitoree el ritmo cardíaco utilizando el electrocardiograma intracardíaco obtenido del marcapasos y el electrocardiograma de superficie mostrado en el monitor. Después de inducir fibrilación ventricular o taquicardia ventricular, observe la cesación del flujo carotídeo en el trazado Doppler y mantenga el período sin flujo según el protocolo del estudio.Luego, comience la reanimación cardiopulmonar manual, compresiones mecánicas u otras intervenciones. Confirme la recuperación de la circulación espontánea mediante la presión arterial invasiva y la velocidad del flujo guiada por ultrasonido no invasivo. Cuando sea necesario, convierta al cerdo a ritmo sinusal mediante una descarga eléctrica manual en corriente directa (DC).Termine la fibrilación ventricular en menos de 120 segundos para maximizar la probabilidad de una conversión exitosa. Si el animal presenta taquicardia ventricular, utilice estimulación antitaquicardia o cardioversión sincronizada. Finalmente, permita que el animal descanse y asegure la normalización de los parámetros fisiológicos, incluyendo la presión arterial, el dióxido de carbono al final de la espiración y el pH.El modo de fibrilación ventricular indujo fibrilación ventricular o taquicardia ventricular en los 11 animales. El DAI restauró posteriormente el ritmo sinusal y la circulación espontánea en cada animal. La tasa media de éxito para lograr la recuperación de la circulación espontánea tras la fibrilación ventricular inducida fue de aproximadamente el 92 %. El DAI indujo un promedio de 18 arritmias ventriculares por animal, compuestas por fibrilación ventricular y taquicardia ventricular.En comparación con otros métodos, nuestro enfoque logró un 92 % de éxito en la restauración de la circulación con monitoreo rítmico artificial durante la reanimación cardiopulmonar. El principal desafío es la necesidad de equipo especializado y operadores capacitados para la implantación y programación del desfibrilador cardioversor implantable. Nuestro modelo aumenta el éxito de la reanimación de aproximadamente el 50 al 90 %, permite ciclos repetidos de fibrilación ventricular, RCP y cardioversión por animal y reduce significativamente el uso de animales.

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Research

Investigación

JoVE Journal

Medicine

Medicina

Este artículo describe un modelo de rata de fibrilación ventricular inducida eléctricamente y reanimación mediante compresión torácica, ventilación y administración de descargas eléctricas que simula un episodio de paro cardíaco repentino y reanimación cardiopulmonar convencional. El modelo permite recopilar información sobre la fisiopatología del paro cardíaco y explorar nuevas estrategias de reanimación.

Un modelo de rata de la fibrilación ventricular y Reanimación por Convencional cerrado pecho Técnica

Hemos desarrollado un modelo porcino para la administración dirigida de agentes farmacológicos dentro del espacio/líquido pericárdico. Con este enfoque, se pueden investigar los beneficios relativos de los agentes administrados sobre la fibrilación auricular inducida, los períodos refractarios relativos y/o la protección isquémica.

Prueba de la eficacia de los agentes farmacológicos en un modelo de entrega de destino pericárdico en la producción porcina

Aquí demostramos un protocolo para estandarizar los procedimientos de muestreo de un modelo establecido de porcino de infarto agudo de miocardio con el fin de aumentar su valor traslacional en la comprensión de la fisiopatología de la isquemia/reperfusión miocárdica y para probar a nuevos fármacos candidatos.

Mejora de un modelo de infarto de miocardio porcino pecho cerrado por normalización del tejido y procedimientos de muestreo de sangre

Buscamos establecer un modelo porcino de insuficiencia cardíaca inducida por la obstrucción de la arteria circunfleja izquierda y un ritmo rápido para probar el efecto y la seguridad de la administración intramiocardial de células madre para terapias basadas en células.

Establecer un modelo porcino de infarto de infarto post-miocardio insuficiencia cardíaca para el tratamiento de células madre

La reanimación cardiopulmonar y la desfibrilación son las únicas opciones terapéuticas eficaces durante el paro cardíaco causado por la fibrilación ventricular. Este modelo presenta un régimen estandarizado para inducir, evaluar y tratar este estado fisiológico en un modelo porcino, proporcionando así un enfoque clínico con diversas oportunidades para la recopilación y análisis de datos.

Modelo estandarizado de fibrilación ventricular y soporte vital cardíaco avanzado en porcino

El objetivo general del estudio actual es presentar las técnicas de inducción del infarto de miocardio (MI) y la insuficiencia cardíaca de infarto post-miocárdico (post-MI HF) en minipigs Göttingen de pecho cerrado y la caracterización del modelo HF post-MI en minipigs de Gotinga en comparación con los cerdos Landrace.

Insuficiencia cardíaca de infarto post-miocárdico en el modelo de oclusión coronaria/reperfusión coronaria de pecho cerrado en Göttingen Minipigs y Cerdos Landrace

Describimos un modelo de pericarditis estéril en minicerdos para estudiar la miopatía auricular y la fibrilación auricular (FA). Presentamos técnicas quirúrgicas y anestésicas, estrategias de acceso vascular y un protocolo para estudiar la inducibilidad de la FA.

Pericarditis estéril en minicerdos de Aachener como modelo para la miopatía auricular y la fibrilación auricular

Los modelos animales de infarto de miocardio (IM) que emulan el proceso natural de la enfermedad en humanos son cruciales para comprender los mecanismos fisiopatológicos y probar la seguridad y eficacia de las nuevas terapias emergentes. Aquí, describimos un modelo porcino MI creado mediante el despliegue de una bobina de embolización percutánea.

Infarto de miocardio por despliegue de bobina de embolización percutánea en un modelo porcino

El presente protocolo describe tres métodos de administración de agentes terapéuticos cardioactivos en un modelo porcino. Las hembras de cerdo criollo recibieron tratamiento mediante: (1) toracotomía e inyección transepicárdica, (2) inyección transendocárdica basada en catéter o (3) infusión intravenosa a través de una minibomba osmótica de la vena yugular.

Administración de terapias cardioactivas en un modelo de infarto de miocardio porcino

Este protocolo presenta un modelo de fibrilación ventricular a largo plazo en corazones de rata inducida por estimulación continua con corriente alterna de bajo voltaje. Este modelo tiene una alta tasa de éxito, es estable, confiable y reproducible, tiene un bajo impacto en la función cardíaca y solo causa una lesión miocárdica leve.

Un modelo de fibrilación ventricular a largo plazo en corazones de rata aislados

Este protocolo describe un modelo porcino neonatal de bypass cardiopulmonar (CEC), con paro circulatorio y cardíaco como herramienta para el estudio del daño cerebral severo y otras complicaciones secundarias a la CEC.

Modelo animal pediátrico de reanimación cardiopulmonar extracorpórea tras parada circulatoria prolongada

Nord University.  Este protocolo demuestra el uso de un desfibrilador cardioversor implantable (DCI) para inducir de forma fiable arritmias ventriculares, realizar cardioversión interna y obtener registros de ECG intracardíacos en un modelo porcina.

Modelo de paro cardíaco porcino usando un desfibrilador implantable

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