Génération d’un modèle de rat glioblastome

Résumé

Source : Bolcaen, J., et. al., Irradiation guidée par TEP et IRM d’un modèle de rat glioblastome à l’aide d’un micro-irradiateur. J. Vis. Exp. (2017)

Cette vidéo montre la procédure d’établissement d’un modèle de glioblastome chez le rat en injectant stéréotaxiquement des cellules de glioblastome causant une tumeur cérébrale dans le cortex préfrontal.

Protocole

Toutes les procédures impliquant des modèles animaux ont été examinées par le comité institutionnel local de protection des animaux et le conseil d’examen vétérinaire JoVE.

1. Modèle de cellules de rat F98 GB

1. Cultivez les cellules F98 GB, obtenues à partir de l’ATCC, en monocouches à l’aide du milieu Eagle modifié de Dulbecco, 10 % de sérum de veau, 1 % de pénicilline, 1 % de streptomycine, 1 % de L-glutamine et 0,1 % d’ampéricine b, et placez-les dans un incubateur CO₂ (5 % de CO₂ et 37 °C).
2. Inoculer les cellules de gliome dans le cerveau de rats Fischer F344 femelles (poids corporel 170 g).
   1. Utilisez des instruments stériles et portez des gants stériles en tout temps.
   2. Anesthésier les rats en injectant un mélange de 74 mg/kg de kétamine et de 11 mg/kg de xylazine par voie intrapéritonéale (IP) à l’aide d’une seringue à insuline (1 mL, 29 g). Confirmer l’anesthésie par l’absence de réponse au réflexe de retrait du membre. Immobiliser les rats dans un appareil stéréotaxique à l’aide de points de fixation pour le nez et les oreilles. Placez un gel oculaire carbomer pour prévenir la sécheresse oculaire sous anesthésie.
   3. Rasez le rat du niveau des yeux jusqu’à l’arrière du crâne et désinfectez la peau avec de la povidone iodée.
   4. Exposez le crâne par une incision médiane du cuir chevelu de 2 cm et faites un trou de 1 mm (foret diamanté) de 2 mm à l’arrière et de 2,5 mm sur le côté du bregma dans l’hémisphère frontal droit.
   5. Insérez une aiguille à insuline à guidage stéréotaxique (29 G) et injectez une suspension cellulaire de 5 μL (20 000 cellules F98 GB) à une profondeur de 3 mm à l’aide d’un contrôleur de pompe à micro-seringue (paramètres : injecter (I50), débit 1 nL/s (001 SDN)).
   6. Retirez lentement la seringue et fermez l’incision avec de la cire d’os. Suturez la peau et désinfectez-la avec de la povidone iodée.
   7. Stabiliser la température corporelle de l’animal après l’opération à l’aide d’une lampe rouge. Surveillez le réveil du rat jusqu’à ce qu’il ait repris une conscience suffisante pour maintenir le décubitus sternal. Ne retournez pas l’animal en compagnie d’autres animaux avant qu’il ne soit complètement rétabli. Gardez tous les animaux dans des conditions environnementales contrôlées (cycles normaux de 12 h de lumière et d’obscurité, 20 à 24 °C et 40 à 70 % d’humidité relative) avec de la nourriture et de l’eau ad libitum. Assurez-vous de suivre de près les animaux en surveillant leur poids corporel, leur nourriture, leur consommation d’eau, leur activité et leur comportement normal. Utiliser une dose létale de pentobarbital sodique pour euthanasier les animaux (160 mg/kg) si une baisse de 20 % du poids corporel est observée ou lorsque le comportement normal se détériore gravement (par exemple , manque de toilettage).

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article

Nom	Entreprise	Numéro de catalogue	Commentaires
GB RAT model
F98 Lignée cellulaire de glioblastome	ATCC	CRL-2397
Fischer F344/Ico crl Rats	Charles River	N/A	http://www.criver.com/products-services/basic-research/find-a-model/fischer-344-rat
Micropump system	World Precision Instruments	UMP3	Micro 4 : https://www.wpiinc.com/products/top-products/make-selection-ump3-ultramicropump/#tabs-1
Cadre stéréotaxique	Kopf<	Model 902 Dual Small Animal Stereotaxic frame
Foret diamant<	VTHD02	https://www.velleman.eu/products/view/?id=370450
Cire d’os	Aesculap	1029754	https://www.aesculapusa.com/products/wound-closure/hemostatic-bone-wax
Seringue à insuline Microfine	Beckton-Dickinson	320924	1 mL, 29G
InfraPhil IR lamp	Philips	HP3616/01
Ethilon	Ethicon	662G/662H	FS-2, 4-0, 3/8, 19 mm

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