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Article de méthode

Imagerie des tissus biologiques par désorption ionisation électrospray spectrométrie de masse

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⸱

DOI :

10.3791/50575

⸱

12 juillet 2013

 ,  , 
1School of Chemistry and Biochemistry, Georgia Institute of Technology

* These authors contributed equally

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Résumé

Désorption ionisation électrospray spectrométrie de masse (DESI-MS) est une méthode ambiant par lequel des échantillons, y compris les tissus biologiques, peuvent être imagées avec une préparation minimale de l'échantillon. Par rastering l'échantillon en dessous de la sonde d'ionisation, cette technique spray à base offre une résolution spatiale suffisante pour discerner les caractéristiques moléculaires d'intérêt au sein des coupes de tissus.

Résumé

L'imagerie par spectrométrie de masse (MSI) fournit de l'information moléculaire non ciblées avec la plus grande spécificité et la résolution spatiale pour l'étude des tissus biologiques à des centaines à des dizaines d'échelle microns. Quand elle est réalisée dans les conditions ambiantes, l'échantillon de pré-traitement devient inutile, ce qui simplifie le protocole tout en maintenant la haute qualité des renseignements obtenus. La désorption ionisation électrospray (DESI) est une technique de MSI ambiante à base de pulvérisation que permet l'échantillonnage direct de surfaces à l'air libre, même in vivo. Lorsqu'il est utilisé avec un étage d'échantillon commandé par logiciel, l'échantillon est tramé en dessous de la sonde d'ionisation DESI, et à travers le domaine du temps, m / z information est corrélée avec la répartition spatiale de l'espèce chimique. La fidélité de la sortie DESI-MSI dépend de l'orientation de la source et de positionnement par rapport à la surface de l'échantillon et d'une entrée de spectromètre de masse. Ici, nous examinons la façon de préparer des coupes de tissus pour DESI iforgemagie et conditions expérimentales supplémentaires qui influent directement sur la qualité de l'image. Plus précisément, nous décrivons le protocole pour l'imagerie des coupes de tissus de cerveau de rat par DESI-MSI.

Introduction

Imagerie non ciblée par spectrométrie de masse facilite l'acquisition de l'information chimique pour des applications de découverte et génératrice d'hypothèses. Imagerie ciblée d'un produit chimique connu sous le nom de l'intérêt, d'autre part, peut faciliter l'augmentation de la sensibilité et de sélectivité par le développement de la méthode spécifique. Spectrométrie de masse d'imagerie (MSI) est le plus souvent réalisée sur les tissus en utilisant MALDI, 1 spectrométrie de masse d'ions secondaires (SIMS), 2 et techniques d'ionisation ambiantes, y compris désorption ionisation électrospray (DESI), 3 ionisation laser ablation électrospray (LAESI), 4, 5 et liquide micro-jonction de la surface sonde de prélèvement (LMJ-SSP). 6 Dans MALDI et SIMS, les échantillons doivent être éliminés physiquement de l'échantillon, et doivent être plate et mince, comme elles sont analysées sous un vide poussé. MALDI nécessite revêtement de l'échantillon avec une matrice d'absorption de rayonnement, l'ajout d'une étape supplémentaire et encombrant pour la préparation de l'échantillon. SIMSa la résolution latérale la plus élevée, mais bombardement avec des particules de haute énergie provoque une fragmentation moléculaire. Par conséquent, MSI par des méthodes ambiantes occuper un créneau où l'analyse doux avec une préparation minimale de l'échantillon est souhaitable. Cependant, à ce jour, toutes les méthodes sont encore limités par l'exigence de surfaces d'échantillons plats.

DESI utilise un spray solvant chargé ASSISTEE dirigé à la surface de l'échantillon pour désorber et ioniser les analytes. 7 Le modèle de travail pour la désorption et l'ionisation ultérieure par DESI est connue comme la "goutte modèle pick-up". 8-10 Les gouttelettes chargées primaires produite par la sonde de DESI entrer en collision avec la surface, le mouillant et en formant un film mince dans laquelle la substance à analyser est dissous par un mécanisme de micro-extraction solide-liquide 8 ultérieur gouttelette collisions se traduisent par transfert de quantité de mouvement et de décollage de gouttelettes secondaires contenant la matière extraite de la surface 9,10. Finalement, le gazions en phase sont soupçonnés d'être générées par des processus ESI-comme la suite de l'évaporation de l'ion, modèles de résidus de charge ou d'autres modèles, 11 mais le processus de formation des ions précis dans DESI doit encore être prouvé expérimentalement. 12 sensibilité de DESI est fortement dépendante de la solubilité l'analyte dans le solvant de pulvérisation, que la désorption se fonde sur la micro-extraction localisée 13.

Lorsqu'il est utilisé avec un stade de l'échantillon contrôlé par logiciel, l'échantillon est analysé unidirectionnelle avec voie marcher sous la sonde d'ionisation de DESI, et à travers le domaine temporel, m / z information est corrélée avec la distribution spatiale de l'espèce chimique (figure 1). Depuis la première preuve de principe expérience DESI-MSI rapporté par Van Berkel et Kertesz en 2006, 14 la technique a considérablement évolué, avec 15 applications signalées dans l'analyse des lipides, 3,16 métabolites de drogues, 17,18 diseabiomarqueurs soi, 19 tissus du cerveau, 3,18,20 tissus du poumon, 18 tissu rénal, 18 tissu testiculaire, 18 glandes surrénales, 17 plaques de chromatographie sur couche mince, 21 et surfaces d'algues. 22 La résolution de routine des images obtenues par DESI-MSI est 100-200 um, ce qui est finalement déterminé par la surface effective extraite par les embruns, mais résolutions aussi basses que 40 um ont été rapportés. telle résolution et la facilité d'analyse 23-25 ​​rend DESI-MSI approprié pour l'analyse rapide et simple des échantillons de tissus biologiques avec des zones de surface dans la gamme 0,5-5 cm 2, ce qui permet l'acquisition de données spatiales utiles pour mieux comprendre les processus biologiques 26. Voici, à titre d'exemple d'application typique DESI-MSI, nous passons en revue les détails de la procédure de réalisation d'une expérience réussie impliquant l'imagerie de lipides dans les tissus du cerveau de rat. Les deux étapes les plus critiques dans le protocole sont lestissus préparation 27 et l'optimisation de la source d'ions de DESI, comme décrit ci-dessous.

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Protocole

1. Tissue sectionnement

  1. Magasin, tout le tissu surgelé en -80 ° C congélateur jusqu'au moment de la coupe.
  2. Permettre à l'échantillon de tissu pour atteindre la température dans la cryomicrotome avant la coupe (30 min). Régler la lame et la température de l'échantillon à -30 ° C.
  3. Une fois que le tissu a atteint la température, la manipulation de l'échantillon avec des pincettes, couper avant ou l'arrière du cerveau en fonction de quelle partie du cerveau est d'intérêt pour montage en surface suffisante (c'est à dire si l'avant du cerveau est d'une importance primordiale, monter à l'arrière du cerveau le mandrin).
    1. Appliquer ~ 0,5 ml coupe optimale composé de température (OCT, Tissue-Tek, Sakura) à mandrin dans le centre et, en utilisant des pinces, maintenez échantillon en place en octobre jusqu'à ce qu'il se solidifie. Une fois que octobre est complètement gelé, montage mandrin porte-échantillon.
    2. Un montant minimal de l'OCT utilisé pour monter l'échantillon est préférable (contrairement à monter le spécimen dans un bloc de l'OCT comme cela se fait couramment dans d'autres histoprocédures logiques) afin de minimiser la contamination de l'échantillon. La contamination de l'échantillon par OPO est préjudiciable à la DESI et le processus d'imagerie raison de la suppression d'ions.
  4. Coupes de tissus typiques nécessaires pour la gamme MS imagerie 12-18 um d'épaisseur. Section tissus à l'épaisseur désirée dans la fourchette recommandée. Décongelez-monter chaque tissu sectionnée par un léger toucher une lame de verre microscope à température ambiante sur l'article. Une fois qu'un échantillon est monté, soyez prudent de ne pas toucher la coupe de tissu que cela va changer les distributions et compositions chimiques.

Remarque: Nous recommandons le montage de deux sections par lame, en utilisant une section d'optimisation, et l'autre pour l'imagerie. Si les articles ne sont pas pour l'imagerie immédiate, conserver les lames à -80 ° C dans un congélateur boîte à lames jusqu'au moment de l'analyse.

  1. Si l'analyse des sections stockées, retirez diapositive du congélateur, transférer immédiatement au dessiccateur sous vide, et permettre ~ 15-20min pour dégeler. Laissant le spécimen dans le dessiccateur plus va sécher l'échantillon et réduire l'efficacité de DESI. L'optimisation de la source d'ions de DESI se fera avec l'échantillon de tissu une fois qu'il a dégelé, cependant, dans l'intérêt de temps, la période au cours de laquelle l'échantillon est en train de fondre sert le moment idéal pour l'initialisation de l'appareil.
    1. En utilisant l'acétonitrile avec de l'acide acétique à 1% comme solvant DESI, tourner sur la pompe à seringue avec un débit de 5 pl / min. Un débit inférieur réduit du côté de la tache d'impact du jet de DESI, et la taille effective de pixel, mais une vitesse d'écoulement supérieure peut être nécessaire pour une sensibilité suffisante. Par conséquent, le débit (typiquement 1-5 pl / min) doit être optimisée pour chaque application et de la sensibilité et de la résolution souhaitée. S'assurer que la seringue contient suffisamment de solvant pour l'optimisation complète et d'imagerie à un débit donné.
    2. Une fois le solvant semble dégoulinant de la pointe de la source, allumez le gaz de nébulisation d'azote avec un pressure de 160 psi.
    3. Allumez l'alimentation haute tension relié à la source d'ions appliquer 3,600 V.
  2. Monter la lame sur la platine du mouvement et commencer source d'ions et d'optimisation MS

2. Optimisation de la DESI

  1. Le système de DESI compose d'une sonde de la source (voir la figure 2), une seringue et d'une pompe ou d'un système de distribution alternatif solvant, l'azote comprimé, le stade de l'échantillon de traduction et de montage. Procéder à l'optimisation de la source de DESI une fois le spectromètre de masse a été réglé pour la gamme et les analytes d'intérêt masse appropriée.
    1. Si les composants de la source n'ont pas été encore activée, se reporter aux sections 1.5.1-3 pour les directions.
    2. Les variables examinées dans les sections suivantes sont recommandées pour l'imagerie des tissus biologiques. Toutefois, ces variables doivent être optimisés pour différents types de tissus ou d'échantillon. D'autres solvants, les débits, les pressions de gaz de nébulisation et les tensions ont été signalées imaginationng de tissus biologiques. 16-18
  2. S'assurer que d'abord la source de DESI n'est en contact avec la lame de verre, et non dirigé sur une partie de la coupe de tissu. Cela permettra d'assurer que la sonde ne soit pas endommagée dans le processus d'optimisation initial et ne sera pas contaminer n'importe quelle partie de la mise en place en entrant en contact avec l'échantillon de tissu.
    1. Une bonne position de départ est à l'extrémité 3 mm de la surface de l'échantillon et de 5 mm à partir de l'entrée capillaire MS, avec la sonde à un angle de 55 ° par rapport à la surface de l'échantillon. Le capillaire interne de la sonde de DESI devrait s'étendre ~ 1 mm au-delà de la capillaire extérieure. Tous ces paramètres seront optimisés.
  3. L'interface MS capillaire doit avoir un angle de collecte de ~ 15 ° par rapport à la surface de l'échantillon pour un transfert optimal d'ions. Réglez la hauteur du stade afin que les capillaires MS plane sur la surface de l'échantillon, le capillaire doit être <1 mm de la surface, aussi près que possiblesans se toucher.
  4. Aligner la sonde de DESI dans la dimension x par rapport au capillaire d'entrée MS afin qu'ils soient directement en ligne.
  5. Réglez les positions y et z de la source de DESI pour une sensibilité optimale en utilisant la section de tissu supplémentaire. Notez que la sonde de DESI est dirigée vers une zone d'échantillonnage, elle finira par désorption et l'ionisation de tous les analytes dans ce domaine et le signal va progressivement diminuer à mesure que cela se produit. L'exécution de cette étape aussi rapidement que possible est important.
    1. Par conséquent, pendant tout le processus d'optimisation, l'échantillon doit être déplacée en dessous de la tête de pulvérisation afin d'assurer que nouvel échantillon est analysé et que tout changement de signal sont dues à l'optimisation de la source, et non pas l'appauvrissement de l'échantillon. Toutefois, étant donné que la composition chimique variée de différentes régions du tissu, une comparaison directe de l'intensité des ions à travers la section de tissu tout n'est pas tout à fait exacte. Le thalamus du cerveau fournit une zone assez grande taille aveccomposition chimique plus cohérent, mais toujours pas parfaitement uniforme. Alternativement, un marquage des Sharpie rouge, qui contient la rhodamine colorant 6G ([M] +, m / z 443), sur la lame de verre à partir de l'échantillon prévoit une forte réponse MS par DESI et peut également être utilisé pour l'optimisation, mais compte tenu de la forme différente de l'échantillon et de l'analyte, ces conditions peuvent toujours pas en corrélation avec un set-up idéal pour les tissus biologiques.
    2. Recommandé séparation y entre la pointe de source et capillaire d'entrée: ~ 4 mm, recommandé séparation z entre la pointe et la surface de l'échantillon: ~ 1,5 mm. Bien que ces paramètres seront légèrement différent pour chaque configuration expérimentale.
    3. Compte tenu de la géométrie et de l'angle de la sonde, il faut tenir compte du fait que la position y et cote z sont liés entre eux par rapport à la transmission efficace du solvant et contenant de l'analyte gouttelettes. Un changement d'une variable de demande une modification ultérieure de l'autre pour maintenir le même point d'impact de jet etles angles de transmission.
  6. Réglez la distance des extrusions capillaires internes du capillaire externe de la source pour une sensibilité maximale et un impact minimal taille de spot. Attention: Assurez-vous que la haute tension est éteint tout en faisant cet ajustement.
  7. La géométrie de la source sera considérée comme optimale lorsque le signal maximal est observé.
    1. Les variables optimisés dans les sections 2.5 à 2.6 sont liés entre eux, donc le réglage d'une façon inhérente nécessite le réajustement de l'autre pour maintenir la géométrie nécessaire source échantillon d'entrée ou le réglage des conditions discutées dans la section 1.5.1- 3.
  8. De plus, un élément chauffant qui entoure le transfert capillaire pour le spectromètre de masse peut améliorer la sensibilité en facilitant désolvatation de gouttelettes de substance à analyser chargées produites pendant le processus d'ionisation. Ici, nous utilisons un appareil de chauffage de la corde enroulée autour du transfert capillaire réglé à 100 ° C.

3. Tissue Imaging

  1. Au cours du processus de formation d'image, la phase de l'échantillon se déplace l'échantillon sous la sonde d'admission et DESI MS capillaire et tous les autres composants restent stationnaires. Les paramètres de mouvement de la scène doivent être choisis en fonction de l'impact DESI taille du panache et sensibilité optimale.
    1. Un grand panache de l'impact se traduira par une intensité ionique plus élevée, étant donné que plus l'échantillon est désorbé, mais pour l'imagerie, il entraînera également une taille de pixel plus large et donc plus mauvais résolution d'image.
  2. L'étape de traduction utilisé dans cette expérience est la maison-construit et contrôlé par un programme LabVIEW qui permet de contrôler la vitesse et l'espacement des lignes de tramage pour une image de dimensions données. Le VI de commande de mouvement de scène utilisé dans cette expérience est disponible à omnispect.bme.gatech.edu. Alternativement, une source de DESI disponible dans le commerce et le stade pourraient être utilisés comme source de l'Omni 2D automatisé de pulvérisation Prosolia Inc. (Indianapolis, IN USA).
    1. Pour les tissus du cerveau d'untaille de l'image typique est de 10 x 15 mm, et compte tenu des paramètres de mouvement de la scène, l'image prendra environ 3 heures.
      1. Programme LabView VI ou le logiciel de commande équivalente pour des conditions de formation d'image souhaités, en utilisant une vitesse de phase de balayage de 80 pm / sec, et de l'espacement de ligne entre des rangées de 200 um. Lorsque vous utilisez la source pulvérisation Omni, paramètres de mouvement devraient être fixées pour une vitesse de balayage de 100 à 200 um / s et un espacement des lignes de 200 um. A noter que ces paramètres de mouvement peuvent être modifiés en fonction du nombre de pixels désirées dans chaque dimension et de sensibilité nécessaire.
        1. Un espacement de ligne inférieure a été montré pour améliorer la qualité d'image, avec la vitesse de balayage ayant moins d'effet. 25 Cependant, il est important de noter que cela ne signifie pas nécessairement et une meilleure résolution de l'image, comme c'est fortement dépendante point d'impact taille. Une vitesse de balayage lent et l'espacement des lignes plus petite permettra d'accroître considérablement le temps d'analyse et doivent donc être optized pour chaque type de tissu ou de l'échantillon.
      2. Grâce à l'acquisition spectrale MS fixé à 1 scan / sec, et de l'image créée en tant que 1 pixel / balayage, la vitesse de phase détermine la taille des pixels dans la dimension x, tandis que l'espacement de ligne détermine la taille des pixels dans la dimension y. Bien que la taille réelle de pixel de l'image est plus grande que ce à cause de pulvériser la diffusion, le mouvement lent permet plus de temps pour la désorption et la détection des analytes.
    2. Donnez-chemin du répertoire et nom de fichier pour les fichiers de position et de temps pour être enregistrées au cours des images dans le LabView VI.
  3. En préparation pour l'acquisition des données des spectres de masse, calculer le temps total nécessaire pour l'imagerie. Le programme Labview utilisé par notre groupe fournit automatiquement cette valeur, mais si le contrôle de la scène alternative est utilisée, ce calcul est nécessaire pour que les paramètres d'acquisition de données MS.
    1. Lorsque vous utilisez un spray source et stade automatisé Omni, chaque ligne de l'image est acquise comme dansindividu s'exécute. La-per-ligne du temps et le nombre de lignes nécessaires pour des dimensions d'imagerie sont calculés en utilisant le logiciel de contrôle pulvérisation Omni à entrer dans le logiciel du spectromètre de masse.
  4. S'assurer que la vitesse de balayage d'un spectromètre de masse est une spectre / sec, et de régler le temps d'acquisition de l'appareil pour correspondre à la durée totale calculée.
    1. Réglez la vitesse de balayage spectral à 1 spectre / sec.
    2. Acquérir des données en mode profil et faire en sorte que la gamme m / z est approprié pour les espèces d'intérêt. Rappelez-vous que DESI produit également des analytes à charges multiples, comme dans ESI.
    3. Réglez le temps d'acquisition pour correspondre à la durée totale de l'image donnée par LabView.
  5. Placez le point d'impact de pulvérisation dans le coin supérieur gauche de la zone à imager.
  6. Commencez acquisition de données MS et le mouvement de la scène en même temps.
  7. Lors de la conclusion de l'acquisition de données, retourner spectromètre de masse en mode veille.
  8. Éteignez haute tension de la source de DESI.
  9. Tournez off de l'azote gazeux.
  10. Arrêter la pompe de la seringue.

4. Traitement de l'image

  1. De spectrométrie de masse, en combinaison avec un temps de la scène et les données de position enregistrées sous forme de fichiers texte via LabView doivent être «plié» en une image 2D corrélation coordonnées de pixels avec les spectres correspondants. Les images présentées ici ont été traitées en utilisant le logiciel Matlab basée qui est disponible gratuitement à l'adresse: omnispect.bme.gatech.edu. Si les données sont acquises en utilisant la source de pulvérisation Omni, le logiciel de conversion de données Firefly est utilisé pour créer le cube de données de visualisation de l'image dans BioMAP (www.maldi-msi.org).
  2. Pour les données acquises sur le spectromètre de masse Jeol AccuTOF, le chromatogramme enregistré doit être exporté au format CDF. Pour une analyse ultérieure.
    1. Utilisation du DataManager sein MassCenter, d'abord convertir les données acquises à des données centroided (Outils → convertir les données d'acquistion de Centroid). Puis exporter les données au format CDF. L'aide de la combinaison de touches Ctrl + Maj + E foltiquement en Outils → Exporter.
  3. Télécharger le fichier. Cdf données brutes de masse spectrales et les deux fichiers texte, la position et l'heure, sur le site OmniSpect. Données d'imagerie Firefly-traitées peuvent être visualisées dans BioMAP.
    1. Le traitement ultérieur des données dont l'analyse statistique par factorisation matrices non-négatives ou tracé d'un seul ion d'intérêt peut être effectuée directement sur le site.
    2. Alternativement, le cube de données brutes peuvent être exportées pour analyse dans Matlab.

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Résultats

La figure 3 montre un spectre représentant obtenu à partir d'une section de cerveau de rat non traité. Dans le mode positif, le spectre de masse est dominé par les phosphatidylcholines en raison de leur efficacité d'ionisation élevé (attribué au groupe d'ammonium quaternaire chargé positivement). L'image d'ions total de la coupe de tissu est également représenté sur la figure 3, montrant signaux abondante à travers toute la section du cerveau. Lipides clés détectés s...

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Discussion

L'optimisation de la géométrie de la source de DESI est essentiel pour les expériences de MSI succès. Les multiples variables contribuant à l'alignement du système affectent directement la sensibilité et la résolution d'image. Si lors de l'optimisation, l'expérimentateur a des difficultés à obtenir signaux, nous vous recommandons d'utiliser lieu de Sharpie rouge dessiné sur la diapositive comme point de repère, la teinture, la rhodamine 6G, m / z 443, produit un signal fort dans le mode d'ion...

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Déclarations de divulgation

Les auteurs déclarent qu'ils n'ont aucun intérêt financier concurrents.

Remerciements

Ce travail est soutenu par l'ARRA NSF IRM Instrument Development Grant # 0923179 de FMF. Nous remercions Aqua Asberry, coordonnateur de laboratoire pour le H. Petit Institut Parker pour bioingénierie et Biosciences histologie de base, à l'aide de coupes de tissus.

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
s forts
Tissue-Tek O.C.T. ComposéSakura-Finetek4583http://www.sakuraeu.com/products/showitem.asp?cat=11& ; subcat=48
AcétonitrileEMDAX0156-6OmniSolv, LC-MS
Grade Acide acétiqueSigma Aldrich695092-500 ml
Equipment
Cryostat microtomeThermo ScientificCryoStar* NX70N’importe quel microtome disponible peut être utilisé pour la coupe de tissus http://www.thermoscientific.com/ecomm/servlet/productsdetail?productId=13958375&groupType=PRODUCT&searchType=0&storeId=11152&from=search&ca=cryostar
Omni Spray® ; Tête de pulvérisation DESIProsolia Inc.Peut également utiliser le 2-D Omni Spray® ; Kit source au lieu d’assembler les composants de l’expérience d’imagerie http://www.prosolia.com/sources.php
Alimentation haute tensionStanford Research Systems, Inc.PS350/5000V-25Whttp://www.thinksrs.com/products/PS300.htm
Chauffe-câble, RTD, contrôleurOmegahttp://www.omega.com/toc_asp/subsectionSC.asp?subsection=M02& ; book=Appareils de chauffage
LabviewNational InstrumentsVersion 7.1
Étape translationnellePrior ScientificOptiscan IIa href="http://www.prior.com/productinfo_auto_motorized_optiscan.html » target="_blank">http://www.prior.com/productinfo_auto_motorized_optiscan.html
Spectromètre de masse AccuTOFJEOLJMS-T100LCPeut utiliser n’importe quel spectromètre de masse équipé d’une interface de pression atmosphérique capillaire étendue
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Références

  1. Caprioli, R. M., Farmer, T. B., Gile, J. Molecular Imaging of Biological Samples: Localization of Peptides and Proteins Using MALDI-TOF MS. Anal. Chem. 69, 4751-4760 (1997).
  2. Pacholski, M. L., Winograd, N. Imaging with Mass Spectrometry. Chem. Rev. 99, 2977-3006 (1999).
  3. Wiseman, J. M., Ifa, D. R., Song, Q., Cooks, R. G. Tissue Imaging at Atmospheric Pressure Using Desorption Electrospray Ionization (DESI) Mass Spectrometry. Angew. Chem. Int. Ed. 45, 7188-7192 (2006).
  4. Nemes, P., Laser Vertes, A. Laser Ablation Electrospray Ionization for Atmospheric Pressure, in Vivo, and Imaging Mass Spectrometry. Anal. Chem. 79, 8098-8106 (2007).
  5. Nemes, P., Vertes, A. Atmospheric-pressure Molecular Imaging of Biological Tissues and Biofilms by LAESI Mass Spectrometry. J. Vis. Exp. (43), e2097(2010).
  6. Van Berkel, G. J., Kertesz, V., Koeplinger, K. A., Vavrek, M., Kong, A. -N. T. Liquid microjunction surface sampling probe electrospray mass spectrometry for detection of drugs and metabolites in thin tissue sections. J. Mass Spectrom. 43, 500-508 (2008).
  7. Takáts, Z., Wiseman, J. M., Gologan, B., Cooks, R. G. Mass Spectrometry Sampling Under Ambient Conditions with Desorption Electrospray Ionization. Science. 306, 471-473 (2004).
  8. Venter, A., Sojka, P. E., Cooks, R. G. Droplet Dynamics and Ionization Mechanisms in Desorption Electrospray Ionization Mass Spectrometry. Anal. Chem. 78, 8549-8555 (2006).
  9. Costa, A. B., Cooks, R. G. Simulation of atmospheric transport and droplet-thin film collisions in desorption electrospray ionization. Chem. Commun. , 3915-3917 (2007).
  10. Costa, A. B., Graham Cooks, R. Simulated splashes: Elucidating the mechanism of desorption electrospray ionization mass spectrometry. Chem. Phys. Lett. 464, 1-8 (2008).
  11. Konermann, L., Ahadi, E., Rodriguez, A. D., Vahidi, S. Unraveling the Mechanism of Electrospray Ionization. Anal. Chem. 85, 2-9 (2012).
  12. Kebarle, P., Verkerk, U. H. Electrospray: From ions in solution to ions in the gas phase, what we know now. Mass Spectrom. Rev. 28, 898-917 (2009).
  13. Green, F. M., Salter, T. L., Gilmore, I. S., Stokes, P., O'Connor, G. The effect of electrospray solvent composition on desorption electrospray ionisation (DESI) efficiency and spatial resolution. Analyst. 135, 731-737 (2010).
  14. Van Berkel, G. J., Kertesz, V. Automated Sampling and Imaging of Analytes Separated on Thin-Layer Chromatography Plates Using Desorption Electrospray Ionization Mass Spectrometry. Anal. Chem. 78, 4938-4944 (2006).
  15. Ifa, D. R., Wu, C., Ouyang, Z., Cooks, R. G. Desorption electrospray ionization and other ambient ionization methods: current progress and preview. Analyst. 135, 669-681 (2010).
  16. Eberlin, L. S., Ferreira, C. R., Dill, A. L., Ifa, D. R., Cooks, R. G. Desorption electrospray ionization mass spectrometry for lipid characterization and biological tissue imaging. Biochim. Biophys. Acta. 1811, 946-960 (2011).
  17. Wu, C., Ifa, D. R., Manicke, N. E., Cooks, R. G. Molecular imaging of adrenal gland by desorption electrospray ionization mass spectrometry. Analyst. 135, 28-32 (2010).
  18. Wiseman, J. M., et al. Desorption electrospray ionization mass spectrometry: Imaging drugs and metabolites in tissues. Proc. Natl. Acad. Sci. 105, 18120-18125 (2008).
  19. Eberlin, L. S., et al. Classifying Human Brain Tumors by Lipid Imaging with Mass Spectrometry. Cancer Res. 72, 645-654 (2012).
  20. Wiseman, J. M., Ifa, D. R., Venter, A., Cooks, R. G. Ambient molecular imaging by desorption electrospray ionization mass spectrometry. Nat. Protocols. 3, 517-524 (2008).
  21. Van Berkel, G. J., Ford, M. J., Deibel, M. A. Thin-Layer Chromatography and Mass Spectrometry Coupled Using Desorption Electrospray Ionization. Anal. Chem. 77, 1207-1215 (2005).
  22. Lane, A. L., et al. Desorption electrospray ionization mass spectrometry reveals surface-mediated antifungal chemical defense of a tropical seaweed. Proc. Natl. Acad. Sci. 106, 7314-7319 (2009).
  23. Kertesz, V., Van Berkel, G. J. Scanning and Surface Alignment Considerations in Chemical Imaging with Desorption Electrospray Mass Spectrometry. Anal. Chem. 80, 1027-1032 (2008).
  24. Kertesz, V., Van Berkel, G. J. Improved imaging resolution in desorption electrospray ionization mass spectrometry. Rapid Commun. Mass Spectrom. 22, 2639-2644 (2008).
  25. Campbell, D., Ferreira, C., Eberlin, L., Cooks, R. Improved spatial resolution in the imaging of biological tissue using desorption electrospray ionization. Anal. Bioanal. Chem. 404, 389-398 (2012).
  26. Chaurand, P., Cornett, D. S., Angel, P. M., Caprioli, R. M. From Whole-body Sections Down to Cellular Level, Multiscale Imaging of Phospholipids by MALDI Mass Spectrometry. Mol. Cell. Proteomics. 10, (2011).
  27. Dill, A., Eberlin, L., Costa, A., Ifa, D., Cooks, R. Data quality in tissue analysis using desorption electrospray ionization. Anal. Bioanal. Chem. 401, 1949-1961 (2011).
  28. Jackson, S. N., Wang, H. -Y. J., Woods, A. S. Direct Profiling of Lipid Distribution in Brain Tissue Using MALDI-TOFMS. Anal. Chem. 77, 4523-4527 (2005).
  29. Jackson, S. N., et al. MALDI-ion mobility-TOFMS imaging of lipids in rat brain tissue. J. Mass Spectrom. 42, 1093-1098 (2007).
  30. Wang, H. -Y. J., Post, S. N. J. J., Woods, A. S. A minimalist approach to MALDI imaging of glycerophospholipids and sphingolipids in rat brain sections. Int. J. Mass Spectrom. 278, 143-149 (2008).
  31. Wu, B., Becker, J. S. Imaging of elements and molecules in biological tissues and cells in the low-micrometer and nanometer range. Int. J. Mass Spectrom. 307, 112-122 (2011).
  32. Eberlin, L. S., Ifa, D. R., Wu, C., Cooks, R. G. Three-Dimensional Vizualization of Mouse Brain by Lipid Analysis Using Ambient Ionization Mass Spectrometry. Angew. Chem. Int. Ed. 49, 873-876 (2010).
  33. Seeley, E. H., Caprioli, R. M. 3D Imaging by Mass Spectrometry: A New Frontier. Anal. Chem. 84, 2105-2110 (2012).
  34. Nemes, P., Barton, A. A., Vertes, A. Three-Dimensional Imaging of Metabolites in Tissues under Ambient Conditions by Laser Ablation Electrospray Ionization Mass Spectrometry. Anal. Chem. 81, 6668-6675 (2009).
  35. Pulfer, M., Murphy, R. C. Electrospray mass spectrometry of phospholipids. Mass Spectrom. Rev. 22, 332-364 (2003).
  36. Han, X., Holtzman, D. M., McKeel, D. W. Plasmalogen deficiency in early Alzheimer's disease subjects and in animal models: molecular characterization using electrospray ionization mass spectrometry. J. Neurochem. 77, 1168-1180 (2001).
  37. Murphy, E. J., Schapiro, M. B., Rapoport, S. I., Shetty, H. U. Phospholipid composition and levels are altered in down syndrome brain. Brain Res. 867, 9-18 (2000).
  38. Han, X., et al. Alterations in Myocardial Cardiolipin Content and Composition Occur at the Very Earliest Stages of Diabetes: A Shotgun Lipidomics Study. Biochemistry. 46, 6417-6428 (2007).

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Formal Correction: Erratum: Imaging of Biological Tissues by Desorption Electrospray Ionization Mass Spectrometry
Posted by JoVE Editors on 2/13/2014. Citeable Link.

A correction was made to Imaging of Biological Tissues by Desorption Electrospray Ionization Mass Spectrometry. There was an error with an author's name. The author's surname was appended with a missing character:

Rachel V. Bennett

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