Microglia de culture du système nerveux central néonatale et de l'adulte

Résumé

Nous présentons des méthodes pour l'isolement / culture efficace et rapide de la microglie viable du cortex cérébral néonatal et la moelle épinière adulte. La dissection et le placage de la microglie corticale peuvent être accomplies dans les 90 minutes, avec la récolte des microglies subséquente aura lieu ~ 10 jours suivant la dissection initiale.

Résumé

Les microglies sont les cellules de type macrophage résident du système nerveux central (SNC) et, à ce titre, ont un rôle d'une importance cruciale dans les processus physiologiques et pathologiques tels que SNC maturation dans le développement, la sclérose en plaques et les lésions de la moelle épinière. Microglie peut être activé et recruté à l'action par une blessure ou une stimulation neuronale, tels que des lésions axonales vu dans MS ou un traumatisme cérébral ischémique résultant d'une attaque. Ces membres immunocompétentes du SNC sont également pensé à avoir un rôle dans la plasticité synaptique dans des conditions non pathologiques. Nous utilisons des protocoles pour la microglie de culture des tissus néonatales et adultes qui visent à maximiser le nombre de cellules viables tout en minimisant les facteurs de confusion, tels que la présence d'autres types de cellules du système nerveux central et les débris de culture cellulaire. Nous utilisons des composants du système nerveux central, grandes et facilement discernable (par exemple cortex, les segments de la moelle épinière), ce qui rend l'ensemble du processus réalisable et reproductible. L'utilisation de la cellule adultes est une alternative appropriée à l'utilisation de la microglie du cerveau néonatal, comme beaucoup de pathologies étudiées touchent principalement la moelle épinière postnatal. Ces systèmes de culture sont également utiles pour tester directement l'effet des composés qui peuvent inhiber ou promouvoir activation de la microglie. Depuis activation de la microglie peut façonner les résultats de la maladie dans le SNC adulte, il existe un besoin pour des systèmes in vitro dans lequel la microglie néonatale et adulte peut être cultivée et étudiée.

Introduction

Microglies sont les cellules immunitaires résidentes du SNC, ressemblant plus étroitement macrophages périphériques dans la structure et la fonction ^1. Il a été récemment démontré que les cellules microgliales postnatale proviennent de progéniteurs myéloïdes primitives et sont générés avant le huitième jour de l'embryogenèse, bouleversant la notion précédente qui progéniteurs hématopoïétiques postnatales sont la source de la microglie dans le cerveau adulte ^2. Ils jouent un rôle clé dans plusieurs maladies neurologiques et peuvent réagir rapidement à une infection ou une blessure en libérant des cytokines pro-inflammatoires ou anti-inflammatoire ^3. Ainsi microglie englober une unité autonome dans le système nerveux central qui peuvent être manipulés à affecter la progression de la maladie. Développer des méthodes robustes et reproductibles pour isoler et cultiver les cellules microgliales néonatale ou adulte est important pour de futures études.

Les microglies sont connus pour être des acteurs essentiels dans un certain nombre de pathologies cérébrales. Plus récemment, roles sont en train d'émerger pour les cellules dans le développement normal du cerveau et de la fonction que les cellules microgliales phagocytent excès de neurones progéniteurs du gyrus denté de l'hippocampe ^{1, 4.} Microglie peut aussi moduler plusieurs conditions neurologiques qui affectent la moelle épinière, comme MS, les douleurs neuropathiques et les blessures de la moelle épinière ^5-7. Spinal microglies de la moelle réagissent différemment par rapport à la microglie du cerveau en réponse à des signaux d'activation ^{8, 9,} probablement en raison de différences dans l'environnement local. Il est donc important de mettre en place un système in vitro approprié à la culture et à étudier les microglies de la moelle épinière. Microglie néonatale produisent beaucoup plus de l'oxyde de cytokines pro-inflammatoires nitrique par rapport aux cellules adultes après stimulation in vitro avec l'IFN-γ ou TNF-a ^10,11 soulignant la nécessité d'utiliser des cellules adultes pour étudier la microglie dans le cadre de certaines maladies plus loin.

Le protocole que nous utilisons en laboratoire pour culture microglie néonatale est une variante de méthodes récentes qui utilisent tremblement de cultures mixtes gliales dans un effort pour supprimer les microglies de la surface du flacon de culture cellulaire ^12. Nous décrivons également une méthode de culture microglies de la moelle épinière de souris adulte sur base d'un protocole d'abord décrit par Yip, et al ^13. Cette méthode fournit un moyen plus rapide de cellules adultes de la culture par rapport à d'autres protocoles disponibles ^14. La préparation obtenue est de 70% microglie, le pourcentage restant se compose d'astrocytes. Bien que la pureté de notre culture est plus faible par rapport à d'autres méthodes publiées ^13, ce système de culture est utile pour explorer la microglie dans la réponse de la culture à divers stimuli d'activation ainsi que pour l'étude des maladies qui affectent principalement la moelle épinière et dans lequel une forte réponse inflammatoire est une caractéristique principale.

Tous les protocoles décrits ont été approuvés par la Stony Brook University IACUC.

Protocole

1. Dissection (jour 0)

1. Induire une anesthésie à P0-2 souriceaux d'hypothermie. Essuyez les têtes des chiots avec un Kimwipe trempé dans l'éthanol à 70% pour désinfecter les tissus.
2. Enlevez les têtes avec une paire de ciseaux, avec 4 petits par plaque de culture de 10 cm. Placez les têtes dans une boîte de Pétri contenant le tampon glacée Hank.
3. Ancrer les têtes avec une pince courbe à travers les orbites et retirer délicatement la peau qui recouvre le crâne avec microforceps droites.
4. Retirez les os du crâne avec microforceps droites, en utilisant attention à ne pas percer ou endommager le cortex. Le moyen le plus efficace est de commencer le déménagement de départ près du cervelet, qui est situé à la base de la tête, car cette région sera jeté.
5. Retirez le cerveau avec une petite spatule et placer les quatre (4) des cerveaux dans une boîte de Pétri frais contenant le tampon glacée Hank.
6. Toutes les étapes de ce point sur utilisent microforceps et sont réalisées sous une dissemicroscope ction. À partir de la face ventrale du cerveau, ancrer le tissu en tenant le cervelet et faire deux petites incisions de chaque côté du mésencéphale. Veillez à ne pas couper tout le chemin à travers le tissu, comme les cortex couvrent le mésencéphale dans cette région.
7. Doucement taquiner le mésencéphale et le cervelet en une seule pièce les deux corticales. Les deux cortex devraient former une forme concave.
8. Séparer les deux cortex et orienter un seul cortex avec la face interne en vue de poursuivre la dissection. L'hippocampe peut être difficile à observer, mais il est situé en face du bulbe olfactif qui apparaît comme un petit nodule sur l'extrémité pointue du cortex.
9. Retirez l'hippocampe, qui a une forme de croissant. Retournez le cortex plus à voir la face dorsale.
10. Utilisation du bulbe olfactif comme point de départ, supprimer toutes les méninges et le bulbe olfactif lui-même à partir du cortex.
11. Les cortex disséqués devront être placés dans des tubes coniques de 15 ml avec 14 ml de colLa saline tamponnée d Hank sur la glace.

2. Culture cellulaire (jour 0)

1. Pré-manteau 10 boîtes de culture de tissus cm avec 5 ug / ml de poly-D-lysine (PDL) dilué dans de l'eau stérilisée à l'autoclave pendant 3 heures à 37 ° C.
2. Aspirer PDL, et des plaques de lavage une fois avec de l'eau autoclave. Plaque à sec sous les UV dans la hotte de culture tissulaire pendant 20 min. Cette étape doit être effectuée juste avant le processus de dissection.
3. Aspirer le tampon de Hank à partir de tubes contenant les cortex de 4 cerveaux chacun, appliquer 4 ml de solution de trypsine / EDTA 1x, triturer tissu avec p1000 pointe, et placer des tubes à 37 ° C incubateur pendant 15 min.
4. Ajouter 4 ml de milieu microgliales complets par tube pour arrêter la digestion enzymatique, mélanger et ralentit contenu à un régime 1.5K pendant 5 min.
5. Aspirer le surnageant et répéter lavage avec 4 ml de milieu complet. Remettre les cellules dans 10 ml de milieu microgliales complets (DMEM avec 10% de FBS, 1% de pyruvate de sodium, 0,08% gentamicine) et filtrer à travers un 40 micron tamis cellulaire maille.
6. Plaque à une densité de 8 cortex par 10 ml dans une plaque de 10 cm de culture de tissu et placer dans un incubateur de culture tissulaire à 37 ° C et 5% de CO ₂ (voir protocole Microglia adultes).

(Jour 3)

1. Changer médias dans tous les plats de culture de cellules microgliales complets avec les médias.

(Jour 10)

1. Ajouter 400 microlitres de 60 mm de lidocaïne dans HBSS (pour détacher la microglie) dans le milieu des plaques de culture tissulaire de 10 cm et incuber à température ambiante (TA) pendant 10-15 min.
2. Recueillir des médias / suspension cellulaire de la plaque et laver la plaque une fois avec le tampon de Hank. Recueillir le tampon de lavage restant à recouvrer la microglie.
3. Ajouter EDTA 5 mM (pH 8,0) à la suspension de cellules à une concentration finale de 50 pM ou à une dilution de 1/100.
4. Isoler suspension cellulaire à 1000 x g (1500 rpm) pendant 5 min et remettre en suspension dans 1 ml de DMEM avec 1% de FBS.
5. Compter le nombre de cellules viables (comme par Mi adultecroglia 3.1/3.2) et les cellules divisée en plaques de culture de tissus à la densité expérimentale souhaitée. Environ 1x10 ⁶ cellules microgliales sont récoltées à partir d'une plaque de 10 cm contenant les cortex de 4 cerveaux. Par immunofluorescence, une densité de 2,5.10 ⁴ cellules par lamelle 18 mm est recommandé.
6. Attendre au moins 24 heures pour les cellules microgliales pour revenir pleinement à leur état de repos ramifié avant de l'utiliser.

Protocole texte: (Adult microglie)

1. Collection de tissus

1. des plaques de culture de tissus de manteau de poly-D-lysine (PDL) pendant 3 heures à 37 ° C ou une nuit à 4 ° C. Laver les plaques une fois avec de l'eau immédiatement autoclave avant utilisation.
2. Euthanasier souris par asphyxie au _CO2 et de s'assurer que l'euthanasie est terminée. Nettoyer la zone de la moelle épinière avec 70% d'éthanol.
3. En utilisant une paire de ciseaux couper la peau sur le dessus de la moelle épinière, puis passez à couper la moelle épinière à partir région T1 à T12. Couperle muscle restant hors des côtés de la moelle épinière.
4. Lentement couper les vertèbres en utilisant microciseaux que vous maintenez doucement la moelle épinière avec vos doigts. Faites attention à ne pas percer la moelle épinière que le tissu est très doux. Extraire lentement la moelle épinière à l'aide microforceps.
5. Immerger la moelle épinière dans une boîte de Pétri contenant HBSS glacée. L'utilisation d'un microscope optique retirer toutes méninges visibles à l'aide de microforceps
6. Couper la moelle épinière en segments transversaux suffisamment petites pour générer plusieurs fragments. L'épaisseur des fragments ne doit pas être supérieure à 2 mm, afin de faciliter la digestion efficace. Transférer les morceaux de la moelle épinière dans un tube conique de 15 ml contenant 1 ml de HBSS glacée. Garder le tube sur la glace jusqu'à l'étape de digestion.

2. La digestion des tissus

1. Aspirer HBSS de 15 ml tube conique contenant du tissu de la moelle épinière. Veillez à ne pas aspirer n'importe quel morceau de tissu.
2. Ajouter 1 ml de trypsine (2.5 g / L irradié trypsine porcine et 0,2 g / L EDTA dans HBSS) et incuber à 37 ° C pendant 30 min.
3. Pour arrêter la digestion retirer la trypsine et ajouter 3 ml de milieu microglie primaire qui contient du sérum pour arrêter la digestion enzymatique.
4. Pipet haut et bas pour déloger le tissu. Filtrer la suspension de cellules à l'aide d'un tamis cellulaire de 40 um.

3. Comptage des cellules et placage

1. Mélanger volume égal de suspension de cellules et une solution de DAPI.
2. Compter les cellules en utilisant un hématimètre.
3. Plaque à une densité comprise entre 5 7x10 ⁵ cellules / ml dans PDL revêtus 35 x 10 mm plats. Placage à une densité inférieure empêché la croissance des cellules, même lorsque les cellules ont été cultivées en plaques de 12 puits qui ont une zone plus petite par rapport à 35 x 10 mm plats.

Résultats

Un exemple de cellules de la microglie au repos et activées est illustré à la figure 1. La microglie ont été visualisée 24 heures après placage (figure 1a) et présentent ramifié morphologie (au repos). L'exposition au réactif d'amorçage, le lipopolysaccharide (LPS) bactériens résultats des changements dans la morphologie des microglies que les cellules sont activées (figure 1b).

Un exemple de comptage des cellules pour le placa...

Discussion

Microglie moduler CNS fonctionnement normal ainsi que les réponses inflammatoires à diverses pathologies. Fonctionnel remodelage synaptique par la microglie a été impliquée dans le maintien de l'homéostasie du cerveau normal ^15. Au cours de la cascade neurogène ils participent à la clairance des cellules progénitrices neurales du gyrus denté de l'hippocampe ^{4, 16.} Par conséquent, il est nécessaire de développer un système de culture dans lequel pour étudier la microglie néonatale et adulte,...

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article

Nom	Entreprise	Numéro de catalogue	Commentaires
EDTA, 5mM	Invitrogen	15567-028
Lidocaïne, 60mM	Sigma	L-5647
Trypan Blue	Sigma	T8154
Trypsine/EDTA	Cellgro	25-052-CI
DMEM, 1X	Cellgro	10-017
Pyruvate de sodium	Cellgro	25-000-CL
Sulfate de gentamycine	Biowittaker	17-518Z
35 x 10mm Plat de culture tissulaire	Falcon	353001
Poly-D-Lysine, 100 &mu ; g/ml			Dilué 1:20
HBSS, 1X	Cellgro	20-023-CV