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Article de méthode

Un protocole double Tracer TEP-IRM pour la mesure quantitative de la régionale cerveau substrats énergétiques absorption chez le rat

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DOI :

10.3791/50761

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28 décembre 2013

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1Research Center on Aging and Department of Physiology and Biophysics, Université de Sherbrooke, 2Sherbrooke Molecular Imaging Center, Étienne-Le Bel Clinical Research Center, Université de Sherbrooke, 3Department of Computer Science, Université de Sherbrooke, 4Department of Nuclear Medicine and Radiobiology, Université de Sherbrooke

Dans cet article

Résumé

La tomographie par émission de positons sur de petits animaux permet d'évaluer les deux principaux substrats énergétiques du cerveau : le glucose et les cétones. Dans la présente méthode, le 11-C-acétoacétate et le 18F-fluorodésoxyglucose sont injectés séquentiellement dans chaque animal, et leur absorption est mesurée quantitativement dans des régions spécifiques du cerveau déterminées à partir des images par résonance magnétique.

Résumé

Nous présentons une méthode pour comparer l'absorption des deux substrats énergétiques clés du cerveau : le glucose et les cétones (acétoacétate [AcAc] dans ce cas) chez le rat. La méthode mise au point est un protocole de tomographie par émission de positons (TEP) chez les petits animaux, dans lequel 11C-AcAc et 18F-fluorodésoxyglucose (18F-FDG) sont injectés séquentiellement dans chaque animal. Cette acquisition PET à double traceur est possible en raison de la courte demi-vie de 11°C (20,4 min). Les rats subissent également une acquisition d’imagerie par résonance magnétique (IRM) sept jours avant le protocole TEP. Avant l’analyse des images, les images TEP et IRM sont co-enregistrées pour permettre la mesure de l’absorption cérébrale régionale (cortex, hippocampe, striatum et cervelet). Une mesure quantitative de l’absorption cérébrale de 11C-AcAc et de 18F-FDG (taux métabolique cérébral ; μmol/100 g/min) est déterminée par modélisation cinétique à l’aide de la méthode IDIF (Image-derived input function). Notre nouveau protocole PET à double traceur est robuste et flexible ; Les deux traceurs utilisés peuvent être remplacés par des radiotraceurs différents pour évaluer d’autres processus dans le cerveau. De plus, notre protocole est applicable à l'étude de l'approvisionnement en carburant cérébral dans de multiples conditions telles que le vieillissement normal et les pathologies neurodégénératives telles que les maladies d'Alzheimer et de Parkinson.

Introduction

Contexte et justification

La tomographie par émission de positons (TEP) permet l’étude peu invasive des processus fonctionnels dans le cerveau. Le glucose est le principal substrat énergétique du cerveau, mais en cas de carence en glucose, les cétones (acétoacétate [AcAc] et β-hydroxybutyrate) sont les principaux substrats énergétiques alternatifs. Le métabolisme énergétique cérébral a été largement étudié par TEP à l’aide du traceur TEP le plus courant, le 18F-fluorodésoxyglucose (18F-FDG), un analogue du glucose. Notre groupe a récemment mis au point un nouveau radiotraceur -11C-AcAc- pour mesurer le métabolisme des cétones cérébrales1. L’imagerie par résonance magnétique (IRM) est une technique de résolution beaucoup plus élevée (résolution dans le plan de 0,1 mm × 0,1 mm) que la TEP, et est nécessaire pour localiser clairement les régions anatomiques du cerveau nécessaires à l’analyse TEP régionale du métabolisme énergétique cérébral.

Les données TEP sont généralement exprimées sous forme de valeurs d’absorption normalisées (SUV)2-6. Les SUV sont la concentration d’activité tissulaire normalisée par la fraction de la dose injectée/poids unitaire, telle qu’initialement proposée il y a plus de 70 ans7. Ces unités sont encore largement utilisées car elles nécessitent des méthodologies d’acquisition et d’analyse d’images par TEP plus simples. Cependant, une limitation importante est que les SUV sont des unités relatives et non absolues, ce qui rend difficile la comparaison des résultats entre différentes études. Cette difficulté de comparaison peut contribuer à des résultats contradictoires dans la littérature sur l’absorption du glucose dans le cerveau chez les personnes âgées8. Par conséquent, le taux métabolique cérébral quantitatif (CMR ; μmol/100 g/min) présente des avantages particuliers9-11. La génération de valeurs CMR nécessite une acquisition TEP dynamique et la radioactivité du plasma compte en fonction du temps, c’est-à-dire de la courbe temps-activité (TAC) du plasma ou de la fonction d’entrée. La fonction d'entrée peut être obtenue par plusieurs prélèvements sanguins tout au long de l'acquisition de la TEP9,12 ou par la méthode IDIF (image-derived input function), dans laquelle une région d'intérêt est dessinée sur un pool sanguin (ventricule gauche du cœur ou artère principale)11,13-16.

Objectif

L'objectif de notre méthode était de comparer quantitativement pour la première fois l'absorption des deux substrats énergétiques clés du cerveau, le glucose et les cétones, en utilisant la TEP et l'IRM chez les rongeurs. 11Le C-AcAc et le 18F-FDG ont été utilisés séquentiellement chez le même animal. Le protocole a été conçu pour mesurer les absorptions régionales dans différentes structures cérébrales pertinentes (cortex, hippocampe, striatum et cervelet) clairement visibles sur les images IRM. Le protocole était également spécifiquement destiné à permettre une analyse quantitative de l’absorption cérébrale des traceurs, c’est-à-dire la CMR du 18F-FDG et du 11C-AcAc. Bien que ce protocole ait été développé pour étudier les substrats d’énergie cérébrale, les radiotraceurs que nous avons utilisés pourraient être remplacés par d’autres, et la même méthodologie peut être utilisée pour étudier différents processus fonctionnels cérébraux.

Avantages par rapport aux méthodes existantes

La TEP et l’IRM n’exigent pas que l’animal soit sacrifié après l’acquisition. Par conséquent, des études de suivi des traitements sont possibles. Ainsi, des données de référence suivies d’une condition expérimentale peuvent être mesurées chez le même animal, réduisant ainsi à la fois la variabilité biologique et le nombre d’animaux requis. L’un des principaux avantages de notre protocole TEP à double traceur est de comparer l’absorption des deux traceurs chez le même animal dans les mêmes conditions physiologiques au cours de la même séance d’imagerie, réduisant ainsi encore plus la variabilité biologique et les écarts systématiques. Ce protocole TEP à double traceur est réalisable principalement en raison de la courte demi-vie physique de 11°C (20,4 min) et du lavage biologique rapide du 11C-AcAc, qui laissent une radioactivité résiduelle minimale du 11°C lors de la deuxième acquisition avec du 18F-FDG. L’IRM est une caractéristique importante de ce protocole car elle permet d’étudier l’absorption du traceur dans des zones spécifiques du cerveau. De plus, cette méthode permet une mesure quantitative absolue de l’absorption des traceurs cérébraux par rapport aux unités relatives obtenues par la méthode SUV. Enfin, les images 11C-AcAc ont un faible rapport signal/bruit en raison de l’absorption relativement faible d’AcAc par le cerveau dans des conditions physiologiques, ce qui rend difficile l’enregistrement automatique des images 11C-AcAc et IRM. Par conséquent, comme les acquisitions de 11C-AcAc et de 18F-FDG sont séquentielles (aucun mouvement de l’animal), l’alignement de 18F-FDG sur l’IRM peut être appliqué à 11images C-AcAc.

Principaux documents où le protocole a été utilisé

Nous avons utilisé le protocole TEP à double traceur dans une étude impliquant la comparaison de l’état à jeun et du régime cétogène (KD) chez de jeunes rats2. Nous avons montré que le jeûne et le KD augmentent significativement l’absorption cérébrale de 11C-AcAc et de 18F-FDG. Cependant, il ne s’agissait pas de résultats quantitatifs, car nous n’avons pas utilisé la méthodologie d’imagerie TEP dynamique et de modélisation cinétique du traceur à ce moment-là. Par la suite, nous avons entrepris une étude régionale et quantitative du métabolisme cérébral chez des rats âgés, où l’effet du vieillissement et d’un KD ont été évalués sur l’absorption cérébrale 11C-AcAc et 18F-FDG11. Nous avons également montré que le pourcentage de distribution entre les régions cérébrales était différent entre le 11C-AcAc et le 18F-FDG. De plus, non seulement la CMR du 11C-AcAc, mais aussi celle du 18F-FDG ont été augmentées dans l’ensemble du cerveau ainsi que dans le striatum de rats âgés sur le KD.

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Protocole

Toutes les expériences ont été réalisées conformément aux directives du Comité de soins aux animaux de l'Université de Sherbrooke et du Conseil canadien de protection des animaux. Le protocole expérimental a été approuvé par le comité d'éthique institutionnel pour la recherche sur les animaux (protocole n°011-09).

1. Anatomie cérébrale par IRM

  1. Laisser les rats s'acclimater dans l'animalerie pendant au moins 7 jours avant le protocole. Réaliser les examens IRM cérébraux 1 à 2 semaines avant le protocole TEP à double traceur afin de permettre une récupération complète de l'anesthésie.
  2. Anesthésier le rat dans une chambre d'induction. Utiliser 2 % d'isoflurane et 1,5 L/min d'oxygène pendant tout le protocole pour l'anesthésie. Pincer la patte arrière pour s'assurer que l'animal est complètement anesthésié. PRÉCAUTION : l'inhalation d'isoflurane peut provoquer des maux de tête, des étourdissements ou une perte de conscience dans certains cas ; il doit toujours être utilisé en présence d'un système d'échange d'air, dans une pièce convenablement ventilée.
  3. Placer le rat sur la table d'examen IRM en position ventrale tête en avant, avec un cône nasal pour l'isoflurane. Positionner les sondes de respiration et rectale. Surveiller la fréquence respiratoire durant l'expérience et maintenir la température corporelle à 37 °C à l'aide d'un système automatisé de réchauffage par air.
  4. Acquérir des images IRM pondérées en T2 à l'aide d'une séquence d'écho de spin rapide avec des paramètres d'acquisition détaillés précédemment11. Placer le rat sur un tapis chauffant pendant la récupération de l'anesthésie.

2. Acquisitions TEP à double traceur

  1. Utiliser un scanner PET pour petits animaux équipé de détecteurs à photodiodes à avalanche, un champ de vision axial d'environ 7,5 cm et une résolution spatiale isotrope de 1,2 mm17. En raison de sa courte demi-vie physique, préparer le 11C par bombardement de protons sur de l'azote naturel (via la réaction nucléaire 14N(ρ,α)11C) dans un cyclotron sur place avant chaque expérience.
  2. Jeûner le rat pendant 18 heures avant l'analyse par PET. Le jeûne permet une meilleure captation cérébrale du 11C-AcAc et du 18F-FDG, améliorant ainsi le rapport signal/bruit.
  3. Anesthésier le rat dans une chambre d'induction. Transférer le rat sur un tapis chauffant muni d'un embout nasal pour l'isoflurane. Commencer la synthèse du 11C-AcAc à ce moment-là. La synthèse prend 18 minutes à compter de la fin du bombardement, comme décrit précédemment1.
  4. Placer le rat sur le côté. Préparer un cathéter en polyéthylène PE50 rempli d'une solution de chlorure de sodium à 0,9 % héparinée (sérum physiologique). Installer le cathéter dans la veine de la queue pour l'injection du traceur. Installer un second cathéter dans l'artère caudale médiane ventrale pour les prélèvements sanguins tout au long des acquisitions.
  5. Transférer rapidement le rat sur la table du scanner en position ventrale tête en avant, avec un embout nasal pour l'isoflurane. Positionner les sondes de respiration et rectale. Surveiller la fréquence respiratoire pendant l'expérience et maintenir la température corporelle à 37 °C à l'aide d'un système de réchauffage automatique par air. Avancer la table du scanner dans l'appareil pour assurer une imagerie simultanée adéquate du cerveau et du cœur. Comme repère anatomique, positionner le bord du champ de vision au niveau des yeux du rat (à l'aide de lignes laser).
  6. À l'aide d'une solution concentrée de 11C-AcAc (~1 GBq/ml), préparer une seringue contenant environ 50 MBq d'activité radioactive (une plage de 45 à 55 MBq est acceptable). Ajuster le volume à 300 μl avec du sérum physiologique. ATTENTION : L'activité radioactive peut être nocive pour la santé. Elle doit toujours être manipulée derrière un écran de plomb. L'expérimentateur doit porter un dosimètre corporel et un dosimètre annulaire. Un compteur Geiger doit également être utilisé pendant l'expérience.
  7. Installer la seringue sur une pompe d'injection. Commencer l'injection en bolus de 11C-AcAc à un débit de 1 ml/min (durée de l'injection : ~19 secondes). Sur une deuxième pompe, immédiatement après la fin de l'injection de 11C-AcAc, commencer l'injection de 300 μl de sérum physiologique à un débit de 1 ml/min, ce qui est important pour une injection optimale du traceur dans la circulation sanguine.
  8. Démarrer une acquisition dynamique de données PET 30 secondes avant le début de l'injection en bolus, pour une durée totale de 20,5 minutes. L'acquisition de données de 30 secondes avant l'injection du traceur fournit une mesure du bruit de fond ambiant à soustraire ultérieurement des données PET. Régler le mode d'échantillonnage standard et la fenêtre d'énergie à 250-650 keV.
  9. Prélever deux échantillons sanguins de 200 μl environ 15 et 18 minutes après le début de l'injection de 11C-AcAc. Injecter du sérum physiologique hépariné dans le cathéter après chaque prélèvement pour éviter la coagulation sanguine. Noter l'heure de début et de fin de chaque prélèvement sanguin et utiliser le temps moyen. Centrifuger à 6 000 tr/min pendant 5 minutes et recueillir le plasma. Mesurer les comptages d'activité radioactive dans le plasma à l'aide d'un compteur gamma calibré avec le scanner PET.
  10. À la fin de l'analyse par 11C-AcAc, observer une période d'attente de 20 minutes pour s'assurer que la majeure partie de l'activité radioactive a disparu par désintégration. Cette période peut varier de 15 à 30 minutes. Ne pas déplacer la table du scanner et laisser le rat sous isoflurane pendant toute cette période.
  11. Pendant ce temps, à l'aide d'une solution concentrée de 18F-FDG (~5,5 GBq/μl), préparer une seringue contenant environ 50 MBq. Procéder exactement comme indiqué aux étapes 2.6 et 2.7. Démarrer une acquisition dynamique d'une durée totale de 40,5 minutes, incluant les 30 secondes avant l'injection. Prélever deux échantillons sanguins de 200 μl environ 30 et 35 minutes après le début de l'injection de 18F-FDG.
  12. À la fin de l'acquisition par 18F-FDG, effectuer un dernier prélèvement sanguin de 200 μl. Centrifuger et recueillir le plasma. Conserver les échantillons de plasma à -80 °C pour l'analyse du glucose et de l'AcAc.
  13. Enfin, placer le rat sur un tapis chauffant pendant la période de réveil. Garder l'animal pour un suivi longitudinal, ou alternativement, euthanasier le rat pour un prélèvement cérébral et des études biochimiques ultérieures.
  14. Reconstruire les images PET selon les séquences temporelles suivantes : 1 × 30 secondes ; 12 × 5 secondes ; 8 × 30 secondes ; et n × 300 secondes, où n = 3 pour l'acquisition de 11C-AcAc et n = 7 pour l'acquisition de 18F-FDG.

3. Analyse du glucose plasmatique et des AcAc

  1. Mesurer le glucose plasmatique et l'acétoacétate (AcAc) à l'aide d'un analyseur de biochimie clinique. Réaliser les dosages dans les 48 heures suivant le prélèvement sanguin afin de minimiser la décarboxylation de l'AcAc en acétone. Mesurer la concentration en glucose avec le kit DF40 comme décrit précédemment18 et l'AcAc avec un canal ouvert2. Ce type d'analyseur est plus précis que les bandelettes (0,1 μM) et offre une fenêtre de détection large.

4. Analyse quantitative par TEP

  1. Utiliser le logiciel PMOD ou un système équivalent pour l'analyse d'images TEP chez les petits animaux.
  2. Courbe d’activité sanguine en fonction du temps (TAC)
    1. Charger les données de 18F-FDG. Sommer les images des 60 premières secondes suivant l'injection (période où le traceur est principalement dans le sang).
    2. À l’aide d’un outil de dessin manuel, dessiner un volume d’intérêt (VOI) sur la cavité du ventricule gauche correspondant au compartiment sanguin (un grand pool centré dans la partie inférieure des images). Tracer le VOI à environ 1 mm à l’intérieur du bord du compartiment sanguin (voxels rouges) afin d’exclure tout tissu et d’éviter la diffusion de la radioactivité tissulaire dans le compartiment sanguin (Figure 1A). Copier le VOI sur toute la série d’images dynamiques et générer une courbe de radioactivité en fonction du temps (TAC).
    3. Dans un tableur, utiliser les mesures de radioactivité des deux échantillons plasmatiques prélevés pendant l’acquisition pour corriger le TAC plasmatique (Figure 1B). Utiliser l’équation suivante :
      Formule de correction IDIF, méthode de correction d'image ; équations ; concept d'analyse de données scientifiques
      Une légère lissage du TAC plasmatique peut être effectué.
    4. Vérifier la présence d’une radioactivité résiduelle de 11C-AcAc durant les 30 premières secondes de l’acquisition 18F-FDG, avant l’injection. Si tel est le cas, soustraire le facteur suivant de toutes les images ultérieures du TAC :
      Schéma d'équation de décroissance exponentielle, R×e^{-(ln2/t_{1/2})×T}, analyse de décroissance radioactive.,
      où R représente la radioactivité résiduelle, t1/2  la demi-vie du 11C (20,4 min) et T le temps de l’image2,13. La radioactivité résiduelle de 11C-AcAc après une période d’attente de 20 min peut atteindre jusqu’à 1,5 % des comptes maximaux de 18F-FDG.
  3. Co-localisation 18F-FDG/IRM
    1. Appliquer la co-localisation obtenue avec les images 18F-FDG aux images 11C-AcAc. Cette étape est nécessaire car les images 11C-AcAc présentent un faible rapport signal/bruit, rendant la co-localisation automatique difficile.
    2. Charger les données IRM correspondantes. Charger les 28 images temporelles 18F-FDG dans la même orientation que les images IRM (sur les trois axes).
    3. Calculer l’image sommée 18F-FDG des 28 images temporelles. Cette opération produit une image à plus haut nombre de comptes, plus facile à utiliser pour la co-localisation avec l’IRM que les images individuelles.
    4. Réaliser la co-localisation automatique de l’image sommée 18F-FDG sur les images IRM (Figure 2). Appliquer la transformation à toutes les images individuelles 18F-FDG. Enregistrer la transformation qui sera ultérieurement appliquée aux images 11C-AcAc.
  4. Volumes d’intérêt (VOI)
    1. À l’aide d’un logiciel de segmentation tel que PMOD, sélectionner les données IRM et choisir le plan préféré pour le dessin manuel. Choisir l’outil de dessin manuel ou semi-automatique selon la taille de la région cérébrale et le contraste de l’image. Localiser les structures cérébrales selon un atlas standard du cerveau de rat19.
    2. Dessiner les VOI. Comme indiqué sur la Figure 3, segmenter l’ensemble du cerveau, le cortex, l’hippocampe, le striatum et le cervelet, bien que d’autres régions puissent être choisies. Enregistrer les VOI, qui seront appliqués aux images 18F-FDG et 11C-AcAc co-localisées.
    3. Appliquer les VOI aux images 18F-FDG co-localisées. Sélectionner les statistiques des VOI pour visualiser le TAC cérébral. Si nécessaire, corriger le TAC en soustrayant la radioactivité moyenne corrigée pour la décroissance radioactive des 30 premières secondes de toutes les images ultérieures.
  5. Calcul du taux métabolique cérébral
    1. Charger les TAC cérébraux et plasmatiques correspondants.
    2. Sélectionner le modèle cinétique de la méthode de Patlak20,21. Régler la constante groupée à 0,4822 et indiquer la concentration plasmatique de glucose correspondante (Figure 4B). Fixer l’écart relatif maximal par rapport au tracé de Patlak à 5 %. Ajuster les données au modèle.
  6. Images 11C-AcAc
    1. Calculer l’image sommée 18F-FDG des 24 premières images afin d’obtenir le même nombre d’images que dans l’acquisition 11C-AcAc. Dans le cas contraire, la co-localisation 11C-AcAc/IRM échoue. Réaliser la co-localisation automatique de 18F-FDG sur l’IRM. Enregistrer le processus de transformation qui sera utilisé pour la co-localisation des images 11C-AcAc.
    2. Répéter les étapes 4.2 et 4.3 pour les images 11C-AcAc. Utiliser la transformation 18F-FDG de l’étape 4.6.1 et l’appliquer à toutes les images individuelles 11C-AcAc. Répéter les étapes 4.4 et 4.5 et utiliser les VOI 18F-FDG enregistrés. Régler la constante groupée à 1.

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Résultats

Comme on le voit dans la figure 2, la captation de 11C-AcAc est faible au niveau du cerveau lui-même. Comme mentionné précédemment, la consommation de corps cétoniques par le cerveau est très faible lors d'un jeûne à court terme. La captation de 11C-AcAc est plus élevée dans les muscles de la langue et des joues. En effet, les corps cétoniques sont rapidement captés par les muscles squelettiques du rat23. En revanche, la captation de 18F-FDG est principalement ...

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Discussion

Étapes critiques

Une étape critique de ce protocole TEP à double traceur est de pouvoir scanner simultanément le ventricule gauche du cœur et le cerveau en même temps. Pour ce faire, il faut disposer d’un scanner TEP d’une longueur axiale suffisante, c’est-à-dire d’au moins 7,5 cm. Quelques tests sont nécessaires pour déterminer la position exacte de la table du scanner (valeurs x, y et z), où le cerveau et le cœur sont correctement scannés.

L’injection de tra...

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Déclarations de divulgation

Les auteurs déclarent qu’ils n’ont pas d’intérêts financiers concurrents.

Remerciements

Cette étude a été financée par le Fonds de la recherche en santé du Québec, les Instituts de recherche en santé du Canada, la Fondation canadienne pour l’innovation et le Secrétariat des chaires de recherche du Canada (CCN). Le Centre d’imagerie moléculaire de Sherbrooke fait partie du Centre de recherche clinique Étienne-Le Bel, financé par le FRQS. Les auteurs remercient Mélanie Fortier, Jennifer Tremblay-Mercier, Alexandre Courchesne-Loyer, Dr Fabien Pifferi, Dr M'hamed Bentourkia, Dr Otman Sarrhini, Dr Jacques Rousseau, Caroline Mathieu et Mélanie Archambault pour leur généreux soutien et leur aide technique. Les auteurs tiennent à remercier la plateforme d’analyse et de visualisation d’images (http://pavi.dinf.usherbrooke.ca) pour leur aide.

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Scanner IRMVarian7 Tesla
Scanner TEP pour petits animauxGamma MedicaLab-PET/-Triumph
Tapis chauffantSunbeamPN 143937
Heater systemSA Instruments761 100 Rev B
Respiratory gatingSA Instruments SAII’sP-resp
Analyseur de chimie cliniqueSiemens Healthcare Diagnosis765000.931Dimension Xpand Plus
Tube en polyéthylène 50  ;Becton Dickinson427411
Pompe d’injectionKD ScientificModel 210
Compteur gammaGMIPackard Cobra II
CentrifugeuseThermo Scientific75002416Heraeus Pico 21
LogicielPMOD TechnologiesPMOD 3.2 version
Compteur Geiger FlukeBiomedicalASM-990Réactif
IsofluraneAbbott Laboratories, LtdB506
0,9 % NaCl solutionHospira4888010
HéparineSandoz1004336
Acétate d’isopropényleAldrich1177899 %
MéthyllithiumAldrich1973431,6 M
THFAldrich87371
Cartouche de réactif Flex glucoseSiemens Healthcare DiagnosisDF40
Base TrizmaSigmaT6066-500Gpréparer tampon tris 100 mM pH 7,0
Oxamate de sodiumSigmaO275120 mM
NADHRoche101280150010,15 mM
b-Hydroxybutyrate déshydrogénaseToyoboHBD-3011 U/ml
de radiamètre avancé

Références

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