Article de méthode

Un supramoléculaire hydrogel injectable and Drug-chargé pour cathéter locale injection dans le Pig Heart

17.5K vues

⸱

DOI :

10.3791/52450

⸱

7 juin 2015

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Institute for Complex Molecular Systems, Department of Biomedical Engineering, Laboratory of Chemical Biology, Eindhoven University of Technology, 2Department of Cardiology, Division Heart and Lungs, Interuniversity Cardiology Institute of the Netherlands (ICIN), University Medical Center Utrecht

* These authors contributed equally

Dans cet article

Résumé

Hydrogelators supramoléculaires basés sur uréido-pyrimidinones permettent un contrôle complet sur les propriétés macroscopiques de gel et le comportement de commutation sol-gel en utilisant pH. Ici, nous présentons un protocole de formulation et d'injection d'un tel hydrogelator supramoléculaire via un système de délivrance par cathéter pour la livraison locale directement dans des domaines pertinents dans le cœur de porc.

Résumé

Régénération de la perte de myocarde est un objectif important pour les thérapies futures en raison de la présence croissante de l'insuffisance cardiaque ischémique chronique et l'accès limité à un coeur de donneur. Un exemple d'un traitement pour récupérer la fonction du cœur est constitué de la délivrance locale de médicaments et de produits bioactifs à partir d'un hydrogel. Dans cet article, une méthode est introduit à formuler et à injecter un hydrogel chargé de médicament non invasive et dans le cœur de porc en utilisant un long cathéter flexible, précise-côté. L'utilisation de 3-D et la cartographie électromécanique injection par l'intermédiaire d'un cathéter permet le traitement spécifique du côté du myocarde. Pour fournir un hydrogel compatible avec ce cathéter, un hydrogel supramoléculaire est utilisé en raison de la commutation à partir d'un gel convenable pour l'état de solution en utilisant des déclencheurs environnementaux. Poly A ce pH basique uréido-pyrimidinone modifié (éthylène glycol) agit comme un fluide newtonien qui peut être facilement injecté, mais à un pH physiologique de la solution passe rapidement enun gel. Ces conditions douces permettent de commutation pour l'incorporation de médicaments bioactifs et des espèces bioactives, telles que des facteurs de croissance et des exosomes, nous présentons ici comme à la fois in vitro et in vivo. Les expériences in vitro donnent un sur indication de coup droit de la stabilité du gel et la libération du médicament, ce qui permet un réglage du gel et des propriétés de libération avant l'application ultérieure in vivo. Cet agencement permet la mise au point optimale du gel sur les composés bioactifs utilisés et espèces, et le système d'injection.

Introduction

Bien que le traitement de l'infarctus aigu du myocarde a considérablement amélioré le taux de survie, l'insuffisance cardiaque ischémique chronique est un problème majeur de santé publique qui progresse avec une population vieillissante. Il ya environ 6 millions de patients souffrant d'insuffisance cardiaque aux États-Unis avec une augmentation estimée à 25% de la prévalence en 2030 1,2. Perte initiale de tissu myocardique conduit à un remodelage cardiaque et provoque l'insuffisance cardiaque chronique finalement. Sauf pour la transplantation cardiaque, il n'y a pas vraiment de traitement pour ce groupe de patients. La lacune croissante des coeurs donateurs souligne la nécessité de développer de nouvelles thérapies disponibles pour inverser ce processus de remodelage. Par conséquent, un objectif pour de futures thérapies est la régénération du myocarde perdu.

Les hydrogels sont des matériaux intéressants dans le domaine de la médecine régénérative en raison de leur biocompatibilité et de leur sensibilité à trois déclencheurs externes. Hydrogels injectables offrent annoncetages plus hydrogels non injectables dans leur utilisation dans la chirurgie invasive minimale 4. Ces hydrogels injectables peuvent être appliqués à travers une seringue en raison de leur capacité de commutation dans des conditions physiologiques 5, et permettent, en principe, pour l'injection des approches à base de cathéter 6. Différentes stratégies ont été utilisées pour des matériaux injectables, allant de réticulation chimique après injection de reticulation physique par navigateur température, le pH et le comportement rhéofluidifiant 4,7,8. Bien que plusieurs systèmes ont montré injectabilité facile via une seringue 9,10, le cathéter-compatibilité complète n'a pas été souvent montré 6.

Hydrogels préparés à partir de polymères supramoléculaires sont formés par des interactions non-covalentes qui peuvent être activés facilement à partir d'un gel à un état ​​de solution, et vice-versa en utilisant des déclencheurs de l'environnement 11. En outre, les précurseurs de faible poids moléculaire permettent de processabilité facile 12,13 . Les conditions requises pour la commutation douce permet l'addition de divers composants actifs biologiques tels que souvent difficile de traiter les facteurs de croissance.

Réseaux transitoires supramoléculaires dans l'eau à base de poly (éthylène glycol) (PEG), fin modifiés avec uréido-pyrimidinone (UPY) fractions 14 ont montré les avantages des interactions non-covalentes en combinaison avec des applications biomédicales et ont été utilisés en tant que système de délivrance de médicaments dans le coeur 6 et sous la capsule rénale 15. Ces réseaux sont formés par dimérisation des groupes UPY l'abri de l'environnement aqueux par des entretoises d'alkyle formant une poche hydrophobe. Collage urée d'hydrogène facilite empilage ultérieur de ces dimères en nanofibres. En raison de l'interaction réversible du dimère UPY-UPY, déclenche telles que le pH et la température peuvent être utilisés pour commuter à partir de solutions à des gels. L'utilisation d'un motif synthétique permet une conception des propriétés moléculaires et gel pour examen parple longueur de syntonisation des chaînes de PEG et espaceurs alkyle 14,16.

Par ailleurs, plusieurs composés bioactifs peuvent être incorporés en mélangeant simplement la solution de hydrogelator supramoléculaire avant injection, avec des médicaments ou des espèces bioactives, telles que des facteurs de croissance ou des exosomes, respectivement. Les exosomes sont de petites vésicules membranaires contenant des dérivés cytosoliques. Elles sont sécrétées par de nombreuses cellules et sont impliqués dans la communication intercellulaire. Les exosomes dérivés de cellules progénitrices cardiomyocytes sont proposés pour jouer un rôle dans la protection cardiaque 17.

Ici, nous décrivons le protocole de la formulation et de l'injection du myocarde vivo d'un tel hydrogel supramoléculaire bioactif. Des expériences in vitro sont décrits qui donnent sur ​​coup droit une indication de la stabilité de gel et de la libération du médicament, ce qui permet un réglage du gel et libérer propriétés avant application in vivo.

Protocole

NOTE: Toutes les expériences in vivo ont été menées en conformité avec le Guide pour le soin et l'utilisation des animaux de laboratoire par l'Institut des ressources animales de laboratoire. Des expériences ont été approuvés par le Comité expérimentation animale de la Faculté de médecine de l'Université d'Utrecht, aux Pays-Bas.

1. Formulation de l'hydrogel

  1. Pour préparer 1 ml de gel 10% en poids, on dissout 100 mg de la-UPY hydrogelator dans un flacon dans 900 ul de PBS pH 11,7 par une agitation à 70 ° C pendant 1 heure en utilisant un agitateur magnétique. Après refroidissement de la solution visqueuse à la température ambiante. La solution doit avoir maintenant un pH d'environ 9,0. Cette solution peut être stockée pendant plusieurs jours.
  2. Introduire à la pipette la quantité appropriée de médicament ou de biomolécules qui est dissous dans PBS neutre dans la solution visqueuse et remuer pendant 10 min pour atteindre une distribution uniforme. Si la solution devient trop visqueuse, peu réchauffer avec de l'eau chaude.
  3. Placer la solution pendant 1 heure sous une lampe UV à stériliser.

2. Analyse des Hydrogel

  1. Évaluation rhéologique de la solution
    1. Avant de charger le gel, montez la géométrie de plaque de la plaque de 25 mm dans le rhéomètre, régler la température à 20 ° C et de charger la plaque avec de l'eau pour éviter l'évaporation du gel pendant la mesure.
    2. Pipette 300 pi de la solution sur une géométrie de plaque de la plaque de 25 mm sur un rhéomètre maintenue à 20 ° C et abaisser les plaques pour obtenir une distance d'espacement de 0,5 mm.
    3. La fiche viscosité de cisaillement en fonction de la contrainte de cisaillement de 0,1 à 500 Pa à 10 points par décade.
  2. Évaluation rhéologique du gel
    1. Introduire à la pipette 300 ul de la solution sur la plaque de pipette et un total de 4,2 ul de HCl 1 M à différents endroits sur la solution pour induire la formation de gel.
    2. Abaisser les plaques à une distance d'espacement de 0,5 mm et de laisser la guérison de gel pendant environ 30 min. Au cours de ce processus de durcissement, et mesurer la perte des modules de stockage à basse fréquence et de la souche, par exemple respectivement 1 rad / s et 0,5%.
    3. Après le gel a durci (après environ 30 min), de stockage record et pertes modules en fonction de la fréquence (0,1-100 rad / s) et ensuite en fonction de la souche (0.1-1,000%).

3. érosion et sortie expériences

  1. Transférer 100 pl de la solution visqueuse contenant le médicament ou une biomolécule en poly (téréphtalate d'éthylène) suspendus insert de culture cellulaire de 24 puits plaque ayant une taille de pore de 8,0 um. Pour éviter les fuites de la solution de polymère tandis que dans la phase liquide, recouvrir le fond des inserts avec du Parafilm (figure 2A).
  2. Immédiatement après la pipette 1,4 pi de HCl 1 M sur le dessus de la solution visqueuse pour réduire le pH à environ 7,0-7,2 et laissez la guérison de gel à l'intérieur de l'insert pendant environ 30 min.
  3. Retirez le Parafilm from les inserts, placer l'insert dans une plaque de 24 puits et de remplir le puits avec 800 pi de PBS pH 7,4. Incuber la plaque à 37 ° C avec balancement lent ou mouvement de secousse. Pour éviter l'évaporation du solvant, remplissez restant puits vides avec du PBS et sceller la plaque de 24 puits avec du Parafilm (figure 2B).
  4. Périodiquement rafraîchir la PBS et analyser le PBS supprimé car il produit de l'érosion UPY publié ou de drogues / biomolécules.
    1. Quantifier UPY produits d'érosion ou de la pirfénidone en mesurant l'absorbance UV à 265 nm ou 320 nm, respectivement. Pour protéine fluorescente mRuby2 mesure émission de fluorescence à 587 nm après excitation à 559 nm.
    2. Traduire les valeurs d'absorption / d'émissions mesurées à des concentrations via des courbes d'étalonnage prédéterminés.
      1. Préparer des courbes d'étalonnage à dissoudre une série de concentrations connues de l'analyte dans un tampon et mesurer l'absorbance UV ou émission de fluorescence de ces échantillons. Interpoler les données en utilisant une fonction linéaire pour detErmine la concentration des échantillons inconnus. Pour les protéines non-fluorescentes utiliser la détection ELISA 6.

4. Injection locale via un cathéter

  1. L'induction de l'infarctus du myocarde
    1. Après 12 heures de jeûne, à l'exclusion de l'eau, la sédation le cochon dans son écurie en injectant midazolam 0,4 mg / kg, la kétamine 10 mg / kg et de l'atropine 0,014 mg / kg par voie intramusculaire.
    2. Administrer thiopental de sodium à 5 mg / kg par voie intraveineuse pour induire l'anesthésie et l'intubation du cochon avec une sonde endotrachéale. Effectuer un ballon de ventilation à un taux de 12 / min si nécessaire tout en transportant l'animal à la salle d'opération.
    3. À l'arrivée à la salle d'opération mécanique commencer immédiatement la ventilation à pression positive avec FiO2 0,50, 10 ml / volume courant kg, et une fréquence de 12 / min sous capnographie continue. Utilisez vétérinaire pommade sur les yeux pour prévenir la sécheresse.
    4. Lancer anesthésie équilibrée par intraven continueous perfusion de midazolam 0,5 mg / kg / h, sufentanil 2,5 ug / kg / h et le bromure de pancuronium 0,1 mg / kg / h. Afin d'assurer une anesthésie appropriées surveillent en permanence l'ECG, la pression artérielle, la température et la capnographie.
    5. Par voie intraveineuse infuser 4,3 mg / kg amiodarone et placer le cathéter intracardiaque de défibrillation dans le ventricule droit en utilisant la Sheeth veineuse 18.
    6. Obturer l'distale gauche artère interventriculaire antérieure (LAD) à la seconde branche diagonale par occlusion par ballonnet intracoronaire, pendant 90 minutes, selon le protocole décrit précédemment 18.
  2. Cartographie électromécanique
    1. À quatre semaines après l'infarctus du myocarde, le plan de la procédure de mappage. Préparer le système (figure 4) dans le laboratoire de cathétérisme pour la cartographie électromécanique 3D (EMM) du ventricule gauche. Avec ce système myocarde viable, en hibernation et infarctus peut être identifié sans guidage fluoroscopique. Pour construire un tel EM-carte acquérir une soiRies de points à plusieurs endroits sur la surface de l'endocarde LV en utilisant une source d'énergie de champ magnétique ultra et un cathéter à pointe de capteur 19,20.
    2. Anesthésier le cochon, en suivant le protocole étapes 4.1.1-4.1.4.
    3. Placez le patch de référence externe sur le dos du porc.
    4. Sécuriser l'accès vasculaire (artère fémorale) selon le protocole 18.
    5. Après l'obtention d'un biplan angiographie ventriculaire gauche dans le 25 ° oblique antérieure droite (RAO) et 40 ° à gauche vue oblique antérieure (LA) pour estimer la taille du ventricule gauche, donner 75 U / kg d'héparine.
    6. Avancez un français de cartographie 8 (D ou de la courbe F) cathéter sous guidage fluoroscopique à l'aorte descendante, arc aortique et à travers la valve aortique dans le ventricule gauche (VG).
    7. Orienter la pointe du cathéter à l'apex de la LV pour acquérir les premières données, suivie par la voie d'éjection, latérale et les points postérieurs pour former une silhouette 3D, définir les frontières de l'ventriarticle.
    8. Obtenir des points suivants jusqu'à ce que tous les segments de l'endocarde ont été échantillonnés en faisant glisser le cathéter de cartographie sur l'endocarde et d'acquérir successivement la position de la pointe alors en contact avec l'endocarde 21,22.
    9. Définir la zone cible, qui est l'endroit où l'activité électrique est (presque) altérée mouvement normal et mécanique, dite myocarde en hibernation (figure 6).
  3. Injection intra-myocardique
    1. Remplacer le cathéter de cartographie par cathéter d'injection intramyocardique qui est composé d'une aiguille de calibre 27 et un noyau à l'intérieur de la lumière d'un cathéter français 8 (Figure 5A et B). Pour délivrer des quantités spécifiques, charger une seringue graduée en volume à environ 2 ml de la solution d'hydrogel et le placer dans une pompe à seringue.
    2. Ajuster l'extension de l'aiguille à 0 ° et 90 ° de flexion et placer 0,1 ml de la solution d'hydrogel pour remplir l'espace mort de l'aiguille. Ensuite, placez lepointe du cathéter d'injection à travers la valve aortique et dans la zone cible.
    3. Répondre aux critères suivants pour une position d'injection à l'intérieur de la zone cible déterminée dans 4.2.9: (1) position perpendiculaire du cathéter à la paroi du LV; (2) une excellente stabilité de boucle (<4 mm), tel que calculé par le système EMM; et (3) sous-jacent tension> 6,9 mV 21.
      1. Faire avancer l'aiguille dans le myocarde, (4) confirmé par une contraction ventriculaire prématurée de la LV et injecter 0,1 à 0,3 ml de l'hydrogel dans un bol à une vitesse constante d'environ 0,4 à 0,5 ml / min en utilisant la pompe à seringue. Répétez ce à 6-10 positions différentes que diffuse que possible. Le pH naturel du tissu neutralise la solution après l'injection, à laquelle l'hydrogel est formé.
  4. Sacrifice
    1. Post-procédure, euthanasier l'animal par exsanguination. Couper la veine cave inférieure et enlever le sang avec un dispositif d'aspiration. Provoquer fi ventriculairefibrillation en plaçant une pile de 9 V sur le sommet.

Résultats

Des résultats typiques obtenus à partir des mesures rhéologiques oscillatoires à la fois sur la solution et le gel sont montrés sur la figure 1. Pour l'injection à travers un long cathéter, un fluide newtonien à faible viscosité est souhaitable. La viscosité a été mesurée en fonction du taux de cisaillement, ce qui montre qu'à pH 8,5, la solution est l'amincissement de cisaillement, mais à un pH de 9,0 et 9,5 les solutions se comportent comme des liquides newtoniens comme en témoigne la viscosité constante de 0,54 et 0,36 Pa · s, respectivement (figure 1A) . Après neutralisation des échantillons, les échantillons présentent une réponse solide comme observé par un module de conservation G ', qui est plus grand que le module de perte G "et donc une tanô = G" / G' <1 (figure 1B). Le gel obtenu sa résistance finale en 30 minutes. Oscillatoires mesures rhéologiques montrent une réponse solide comme typique avec G 'presque indépendante de la fréq angulaireuency et G '> G "pour toutes les fréquences mesurées (Figure 1C).

Indispensable pour l'utilisation en tant que système de délivrance de médicaments est l'érosion de l'hydrogel au fil du temps. Les interactions supramoléculaires sont intrinsèquement dynamique et permettent une lente érosion du gel in vitro. L'érosion et de libération expériences sont effectuées à 37 ° C en utilisant des inserts de puits poreux (Figure 2A et B). En réglant la longueur de la séquence hydrophobe et hydrophile 14, d'un gel qui érode sur une période de plusieurs semaines, on peut obtenir (figure 3A). Le gel érode 25% en 2 semaines avec une érosion initiale de 10% au premier jour, probablement due à un gonflement initial de l'hydrogel. A titre d'exemple, à la fois la libération d'un médicament à petite molécule (de pirfénidone), et la libération d'une protéine modèle fluorescent (mRuby2) a été étudiée. Une protéine fluorescente modèle permet une lecture facile; Cependant, in vitro Expériences de libération peuvent également être effectuées sur d'autres protéines en utilisant ELISA pour la quantification 6. Le médicament à petite molécule est libéré dans la journée, tandis que de plus grandes molécules telles que les protéines sont progressivement libérés sur 1 semaine (figure 3B). Montage du profil de libération de mRuby2 jusqu'à 60% de libération avec le modèle Korsmeyer-Peppas semi-empirique indique libération due à la diffusion (n = 0,44) 23. L'absence d'un décalage dans le (adapté) modèle Korsmeyer-Peppas montre qu'il n'y a pas rafale de presse présente pour mRuby2 24. En raison de la quantité limitée de points de données avec une version inférieure à 60% pour la pirfénidone, pas d'adaptation a été réalisée sur ce profil de libération.

Le système de navigation de cathéter est constitué d'une console de l'unité de communication, une station de travail (figure 4), un bloc de localisation triangulaire (générer un champ magnétique faible) avec une pièce de référence externe, et deux cathéters, l'application de la sonde à pointe et le injection cathéter (Figure 5).

Après une analyse post-traitement n'a filtré des points instables de la reconstruction de l'endocarde 3D ​​de la LV est mis à jour en temps réel avec l'acquisition de chaque nouveau point de données et est affiché en permanence comme des potentiels de tension unipolaires et bipolaires sur une échelle de couleurs graduée (figure 6A). La fonction raccourcissement local linéaire (LLS) quantifie le mouvement régional de la paroi par l'obtention de la variation moyenne de la distance entre le site de l'échantillon et des points adjacents à la fin de la systole et la fin de diastole. Les valeurs de tension moyenne et LLS sont calculés pour chaque segment et affichées dans le plan polaire. (Figure 6B). La présence d'un potentiel anormal ou bas unipolaire (≤6 mV) et l'activité mécanique facultés affaiblies (LLS ≤4 de%) caractérise les zones infarcis 22.

figure-results-1
Figure 1 :. évaluation rhéologique des solutions et de gels. (A) de viscosité en fonction du taux de cisaillement pour les solutions à différents pH. Pour l'échantillon à un pH de 8,5, on observe une fluidification par cisaillement mais pour les échantillons à pH 9,0 et 9,5, on obtient des viscosités constantes, qui montre le comportement newtonien de ces solutions. Durcissement (B) de gel suivie de traçage tan δ en fonction du temps. Balayage (C) de fréquence pour un échantillon neutralisé après 2 h durcissement. Les barres d'erreur montrent les écarts-types de 3 mesures indépendantes, indiquant une erreur expérimentale typique.

figure-results-2
Figure 2: configuration de la dégradation. Libérer et expériences (A) Poly (téréphtalate d'éthylène) et insert couverts avec du Parafilm pour prévenir les fuites during préparation. (B) de 24 puits avec des inserts plaque, enveloppé avec du Parafilm pour empêcher l'évaporation du solvant.

figure-results-3
Figure 3:. Érosion et de sortie (A) L'érosion de l'hydrogel au fil du temps. L'érosion progressive du gel pendant au moins 2 semaines est observé. (B) de sortie d'une petite molécule de médicament et une protéine modèle. Alors que la petite molécule est libéré dans la journée, la protéine de modèle est progressivement libéré plus d'une semaine sans une libération de rafale significative. La ligne montre l'ajustement du modèle Korsmeyer-Peppas à l'étape initiale de la libération.

figure-results-4
Figure 4: Le système de navigation de cathéter. console de l'unité de communication avec NOGA XP système de navigation cardiaque.

figure-results-5
Figure 5: (A) Cathéter à injection intramyocardique de seringue fixée. (B) Détail de l'aiguille d'injection.

figure-results-6
Figure 6: tension unipolaire et carte LLS. (A) la carte unipolaire, vue AJO (en haut) et oeil de taureaux (ci-dessous). La couleur rouge indique faibles valeurs de tension unipolaires à la base du myocarde (normal) avec la perte de l'activité électrique postérolatérale. Bleu indique myocarde normal, tandis que les couleurs vertes et jaunes indiquent une diminution de viabilité. (B) Carte de LLS, vue AJO (en haut) et oeil de taureaux (ci-dessous). Red indica couleurtes akinésie dans la paroi postéro-latérale, vert et jaune indiquer une baisse de mouvement de la paroi. Les points de cartographie sont représentés par des points blancs. La ligne blanche dessinée montre la zone d'intérêt, caractérisé par des tensions unipolaires diminué et les mouvements de la paroi avec facultés affaiblies. Les points Brown représentent les sites d'injection.

Discussion

Un défi majeur est d'obtenir une solution qui est injectable à travers un long cathéter tout en gardant la solution compatible avec les composés bioactifs. Bien que le pH doit être augmenté pour augmenter injectabilité, composés bioactifs tels que les facteurs de croissance sont des molécules fragiles qui doivent être manipulés avec précaution. Nous surveillons le pH de la solution à l'aide de près d'un mètre de pH après l'ajout du hydrogelator pour confirmer qu'il est un pH de 9,0 avant d'ajouter des composants bioactifs. Dans un premier temps, plusieurs cycles de l'ajustement du pH de départ de la PBS ont été nécessaires pour mettre fin au droit pH. En outre, parce que nous utilisons des solutions relativement visqueux et un cathéter long et mince, une grande chute de pression est présente (de l'ordre de 0,5 MPa, en fonction de la vitesse d'injection). Par conséquent, une attention particulière doit être portée au choix des bonnes connexions entre la seringue et le cathéter. Une injection supports de pompe de la seringue contrôlée, que l'application de ces forces à la main est un défi. Pour en vitro les expériences, la solution a été gélifié par neutralisation de la solution avec HCl, tandis que in vivo cela est fait par le pH naturel du tissu. Par conséquent, il est important d'ajouter la bonne quantité de HCl à empêcher un dépassement du pH. La diffusion de cet acide est probablement le facteur limitant dans la gélification de l'hydrogel dans des expériences in vitro; Cependant, in vivo le liquide aurait une grande surface de contact avec le tissu de neutralisation, ce qui entraînera probablement un rapide et plus uniforme par rapport à la gélification addition goutte à goutte d'acide concentré. En outre, la commutation de gel est beaucoup plus rapide avec cette procédure légère par rapport aux méthodes précédemment utilisées (vs 0,5 h 2 h 25). Utilisation de pH naturel de l'organisme pour la commutation des propriétés des matériaux est très attrayante car la transition est rapide, réversible, ne peut pas se produire à l'intérieur du cathéter et in vivo est entièrement automatique. Ces propriétés donnent des avantages par rapport par exemple swit thermiquechable gélifie 26, où le risque de gélification dans un cathéter en raison de changements de température est présent, gels qui nécessitent une polymérisation photo-induite, ce qui est difficile en raison de la pénétration limitée de la lumière et de la formation de radicaux 27, ou des gels qui nécessitent une co-injection d'un initiateur de polymérisation ou accélératrice 28.

Le succès libération d'un médicament à partir de l'hydrogel dépend largement de la taille de la drogue. Comme représenté, la petite molécule de médicament est libérée immédiatement, tandis que la libération progressive de la protéine de modèle plus d'1 semaine montre la promesse de ces hydrogels en tant que systèmes de distribution pour les facteurs de croissance. En général, les hydrogels sont plus prometteurs comme outil de distribution pour de plus grands objets tels que des protéines, des exosomes et des cellules 29,30.

La 3-D électromécanique cartographie et l'injection procédure prévoit une approche de prestation en fonction de cathéter validé cliniquement pour diverses thérapies régénératives du myocarde, tels que des hydrogels. Le Added valeur de cette technologie par rapport à d'autres techniques de livraison non-chirurgicale est la planification du traitement, ce qui permet de différencier myocarde normal, atteint d'un infarctus et d'hibernation et de guider les thérapies dans la zone d'intérêt. Inconvénients de cette approche concernent les compétences techniques nécessaires et le temps procédure longue et coûteuse 20. Dans le modèle porcin présenté un infarctus du myocarde cartographie électromécanique a été suivie par des injections intramyocardiques guidées avec le supramoléculaire UPY-hydrogel bioactif. D'autres combinaisons avec les thérapies régénératives doivent être testés in vitro et in vivo pour obtenir plus de succès dans ce domaine émergent. En outre, l'optimisation des procédures d'injectabilité et de stérilisation doivent être effectuées pour traduire cette méthode avec succès à un contexte clinique.

Déclarations de divulgation

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Remerciements

Ce travail a été financé par le Ministère de (programme de Gravity 024.001.035) Education, de la Culture et de la Science, de l'Organisation néerlandaise pour la recherche scientifique (NWO), le Conseil européen de la recherche (FP7 / 2007-2013) de l'Accord de subvention du CER 308045 et menée dans le cadre LSH TKI. Cette forme de recherche le cadre du projet P1.03 PENT du programme de l'Institut des matériaux de recherche biomédicale, co-financé par le ministère néerlandais des affaires économiques. Ce projet a été soutenu par ICIN - Institut néerlandais de coeur ( de www.icin.nl ) et le "Wijnand M. Pom Stichting". Les auteurs tiennent à remercier Henk Janssen et Joris Peters pour la synthèse de l'UPY-hydrogelator et Remco Arts pour fournir le mRuby2. Nous remercions Bert Meijer, Tonny Bosman, Roxanne Kieltyka, Stijn Kramer, Joost Sluijter, Imo Hoefer, et Frebus van Slochteren pour les nombreuses discussions utiles et Marlijn Jansen, Joyce Visser, Grace Croft et Martijn van Nieuwburg pour teassistance chnique.

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
1 M HCl
1 M NaOH
Polystyrène Plaque 24 puitsFalcon353047
AmiodaroneCordaron I.V. (Sanofini)
Anton Paar Physica MCR501Anton Paar GmbHEquipé d’une géométrie de plaque parallèle (25 mm)
AtropinePCH
Ventilateur
Cary 50 Scan Spectrophotomètre UV-VisibleVarian
Cary Eclipse Spectrophotomètre de fluorescence Patchs
Biosolve44705
Tube endotrachéalCovidien
Héparine
KétamineNarketan 10 Vé ; toquinol
Cathéter de cartographie 115  ; cmBiosense Webster
MidazolamActavis
MilliQMD Milipore MilliQ Système intégral de purification
mRuby2
NaCl 0,9 % 500  ; ccBraun
Cathéter d’injection Myostar guidé NOGABiosense Webster
NOGA-RefStar EFO-patchBiosense Webster
Bromure de
ParafilmVWRIKAA3801100
PBSSigma AldrichP4417  ;
PET millicelMilliporePIEP12R48
PirfénidoneSigma AldrichP2116Utilisé à partir de 100  ; mM stock in DMSO
SodiumthiopentalInresa
SufentanilSufentanil-Hameln
Tegaderm
UPy-PEG10k
UV-Lamp
Vet onguent
Visipaque contrastfluid 100  ; cc
ballon de défibrillation Varian de l’eaupancuronium

Références

  1. Levy, D., et al. Long-Term Trends in the Incidence of and Survival with Heart Failure. The New England Journal of Medicine. 347 (18), 1397-1402 (2002).
  2. Roger, V. L., et al. Heart disease and stroke statistics—2012 update: a report from the American Heart Association. Circulation. 120 (1), 2-220 (2012).
  3. Peppas, N. A., Huang, Y., Torres-Lugo, M., Ward, J. H., Zhang, J. Physicochemical foundations and structural design of hydrogels in medicine and biology. Annual Review of Biomedical Engineering. 2 (1), 9-29 (2000).
  4. Olsen, B. D., Kornfield, J. A., Tirrell, D. A. Yielding Behavior in Injectable Hydrogels from Telechelic Proteins. Macromolecules. 43 (21), 9094-9099 (2010).
  5. Guvendiren, M., Lu, H. D., Burdick, J. A. Shear-thinning hydrogels for biomedical applications. Soft Matter. 8 (2), 260(2012).
  6. Bastings, M., et al. A Fast pH-Switchable and Self-Healing Supramolecular Hydrogel Carrier for Guided, Local Catheter Injection in the Infarcted Myocardium. Advanced Healthcare Materials. 3 (1), 70-78 (2014).
  7. Pawar, G. M., et al. Injectable Hydrogels from Segmented PEG-Bisurea Copolymers. Biomacromolecules. 13 (12), 3966-3976 (2012).
  8. Yoon, H. -J., Jang, W. -D. Polymeric supramolecular systems for drug delivery. Journal of Materials Chemistry. 20 (2), 211-222 (2009).
  9. Christman, K. L., Lee, R. J. Biomaterials for the treatment of myocardial infarction. Journal of the American College of Cardiology. 48 (5), 907-913 (2006).
  10. Yu, L., Ding, J. Injectable hydrogels as unique biomedical materials. Chemical Society Reviews. 37 (8), 1473-1481 (2008).
  11. Krieg, E., Rybtchinski, B. Noncovalent Water-Based Materials: Robust yet Adaptive. Chemistry – A European Journal. 17 (33), 9016-9026 (2011).
  12. Davis, M. E., et al. Injectable self-assembling peptide nanofibers create intramyocardial microenvironments for endothelial cells. Circulation. 111 (4), 442-450 (2005).
  13. Li, J., Ni, X., Leong, K. W. Injectable drug-delivery systems based on supramolecular hydrogels formed by poly(ethylene oxide)s and alpha-cyclodextrin. Journal of Biomedical Materials Research. Part A. 65 (2), 196-202 (2003).
  14. Dankers, P. Y. W., et al. Hierarchical formation of supramolecular transient networks in water: a modular injectable delivery system. Advanced materials. 24 (20), 2703-2709 (2012).
  15. Dankers, P. Y. W., et al. Development and in-vivo characterization of supramolecular hydrogels for intrarenal drug delivery. Biomaterials. 33 (20), 5144-5155 (2012).
  16. Kieltyka, R. E., et al. Mesoscale modulation of supramolecular ureidopyrimidinone-based poly(ethylene glycol) transient networks in water. Journal of the American Chemical Society. 135 (30), 11159-11164 (2013).
  17. Vrijsen, K. R., et al. Cardiomyocyte progenitor cell-derived exosomes stimulate migration of endothelial cells. Journal of Cellular and Molecular Medicine. 14 (5), 1064-1070 (2010).
  18. Koudstaal, S., et al. Myocardial infarction and functional outcome assessment in pigs. Journal of Visualized Experiments. (86), (2014).
  19. Koudstaal, S., et al. Sustained delivery of insulin-like growth factor-1/hepatocyte growth factor stimulates endogenous cardiac repair in the chronic infarcted pig heart. Journal of Cardiovascular Translational Research. 7 (2), 232-241 (2014).
  20. Spoel, T. I., et al. Non-surgical stem cell delivery strategies and in vivo cell tracking to injured myocardium. International Journal of Cardiovascular Imaging. 27 (3), 367-383 (2011).
  21. Gepstein, L., Hayam, G., Shpun, S., Ben-Haim, S. A. Hemodynamic evaluation of the heart with a nonfluoroscopic electromechanical mapping technique. Circulation. 96 (10), 3672-3680 (1997).
  22. Gyöngyösi, M., Dib, N. Diagnostic and prognostic value of 3D NOGA mapping in ischemic heart disease. Nature Reviews Cardiology. 8 (7), 393-404 (2011).
  23. Siepmann, J., Siepmann, F. Modeling of diffusion controlled drug delivery. Journal of Controlled Release Official Journal of the Controlled Release Society. 161 (2), 351-362 (2012).
  24. Kim, H., Fassihi, R. Application of binary polymer system in drug release rate modulation. 2. Influence of formulation variables and hydrodynamic conditions on release kinetics. Journal of Pharmaceutical Sciences. 86 (3), 323-328 (1997).
  25. Pape, A. C. H., et al. Mesoscale characterization of supramolecular transient networks using SAXS and rheology. International Journal Of Molecular Sciences. 15 (1), 1096-1111 (2014).
  26. Lee, B. H., Vernon, B. In Situ-Gelling, Erodible N-Isopropylacrylamide Copolymers. Macromolecular Bioscience. 5 (7), 629-635 (2005).
  27. Annabi, N., et al. 25th Anniversary Article: Rational Design and Applications of Hydrogels in Regenerative Medicine. Advanced Materials. 26 (1), 85-124 (2014).
  28. Asai, D., et al. Protein polymer hydrogels by in situ, rapid and reversible self-gelation. Biomaterials. 33 (21), 5451-5458 (2012).
  29. Peppas, N. A., Hilt, J. Z., Khademhosseini, A., Langer, R. Hydrogels in Biology and Medicine: From Molecular Principles to Bionanotechnology. Advanced Materials. 18 (11), (2006).
  30. Lutolf, M. P., Hubbell, J. A. Synthetic biomaterials as instructive extracellular microenvironments for morphogenesis in tissue engineering. Nature Biotechnology. 23 (1), 47-55 (2005).

Réimpressions et autorisations

Étiquettes

Administration de médicamentsCartographie électromécaniqueMyocarde hibernantAnalyse in vitroExpériences in vivoFormation de gelComposés bioactifs
Un supramoléculaire hydrogel injectable and Drug-chargé pour cathéter locale injection dans le Pig Heart
Contactez-nous
Recommander à la bibliothèque

Confidentialité

Conditions d’utilisation

Politiques

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Tous droits réservés.