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Busulfan comme agent myélosuppressive pour générer de haut niveau stable de moelle osseuse chez des souris chimérisme

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DOI :

10.3791/52553

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1 avril 2015

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1Department of Biomedical Physiology and Kinesiology, Simon Fraser University, 2The Biomedical Research Centre, University of British Columbia, 3Division of Neurology, Department of Medicine, Neuromuscular Disease Unit, VHHSC

Dans cet article

Résumé

Nous décrivons un protocole par lequel le conditionnement au busulfan permet de remplacer la moelle osseuse d’une souris receveuse par des cellules de moelle osseuse de souris donneuses exprimant de manière ubiquitaire une protéine fluorescente verte, en l’absence d’irradiation. Cette technique est utile pour étudier l’accumulation de cellules de moelle osseuse dans le système nerveux central.

Résumé

La greffe de moelle osseuse (BMT) est souvent utilisée pour remplacer le compartiment de la moelle osseuse (BM) des souris receveuses par des cellules BM exprimant un biomarqueur distinct isolé de souris donneuses. Cette technique permet d’identifier les cellules hématopoïétiques dérivées du donneur chez les souris receveuses et peut être utilisée pour isoler et caractériser les cellules du donneur à l’aide de diverses techniques biochimiques. La BMT repose généralement sur un conditionnement myéloablatif avec irradiation corporelle totale pour générer un espace de niche dans le compartiment BM des souris receveuses pour la greffe de cellules donneuses. Le protocole que nous décrivons ici utilise un conditionnement myélosuppresseur avec l’agent chimiothérapeutique busulfan. Contrairement à l’irradiation, qui nécessite l’utilisation d’installations spécialisées, le conditionnement du busulfan est effectué à l’aide d’injections intrapéritonéales de 20 mg/kg de busulfan jusqu’à ce qu’une dose totale de 60 à 100 mg/kg ait été administrée. De plus, l’irradiation myéloablative peut avoir des effets secondaires toxiques et nécessite une greffe réussie de cellules donneuses pour la survie des souris receveuses. En revanche, le conditionnement du busulfan à l’aide de ces doses est généralement bien toléré et les souris survivent sans le soutien des cellules du donneur. Les cellules BM du donneur sont isolées des fémurs et des tibias de souris exprimant de manière ubiquitaire la protéine fluorescente verte (GFP) et injectées dans la veine latérale de la queue de souris receveuses conditionnées. Le chimérisme de la BM est estimé en quantifiant le nombre de cellules GFP+ dans le sang périphérique après la BMT. Des niveaux de chimérisme >80 % sont généralement observés dans le sang périphérique 3 à 4 semaines après la greffe et restent établis pendant au moins 1 an. Comme pour l’irradiation, le conditionnement au busulfan et au BMT permet l’accumulation de cellules dérivées de BM de donneur dans le système nerveux central (SNC), en particulier dans les modèles murins de neurodégénérescence. Cette accumulation du SNC médiée par le busulfan peut être plus physiologique que l’irradiation corporelle totale, car le traitement au busulfan est moins toxique et l’inflammation du SNC semble être moins étendue. Nous émettons l’hypothèse que ces cellules peuvent être génétiquement modifiées pour administrer des traitements au SNC.

Introduction

Récemment, on s’est beaucoup intéressé aux rôles de la microglie et des cellules dérivées de la moelle osseuse (BMDC) dans le système nerveux central (SNC), tant au cours de la maladie qu’en cas de vieillissement normal. On sait maintenant que les microglies, les cellules immunitaires résidentes du SNC, se développent dans le SNC à la suite de l’entrée de progéniteurs myéloïdes primitifs au cours de l’embryogenèse1. Les microglies conservent des aspects de leur lignée myélomonocytaire jusqu’à l’âge adulte. Bien que les preuves suggèrent que la contribution des BMDC au pool microglial est minime chez les animaux adultes en bonne santé1, le rôle que jouent les BMDC dans la progression de diverses maladies neurodégénératives reste incertain. Cette incertitude est aggravée par le fait qu’il est difficile de distinguer les BMDC qui s’accumulent dans le SNC des microglies résidentes endogènes, car aucun marqueur immunohistochimique discriminant universellement accepté n’a été identifié. Afin de surveiller les BMDC in vivo, nous utilisons un protocole de transplantation de BM (BMT) dans lequel les cellules BM endogènes d’une souris receveuse sont remplacées par celles d’une souris donneuse exprimant de manière ubiquitaire la protéine fluorescente verte (GFP) sous le contrôle du promoteur de la β-actine. Ce protocole permet de déterminer à la fois la localisation et la morphologie des BMDC GFP+ chez la souris receveuse à l’aide de l’immunohistochimie, et facilite la caractérisation ultérieure de ces cellules à l’aide du tri cellulaire activé par fluorescence (FACS) suivi d’analyses biochimiques ultérieures.

Pour une BMT réussie, les cellules BM receveuses doivent être ablées (appelée myéloablation) afin de générer un espace de niche au sein de la BM receveuse pour permettre la greffe de cellules du donneur. Souvent, la myéloablation est réalisée à l’aide d’une irradiation gamma corporelle totale qui induit des cassures double brin dans l’ADN qui conduisent à la mort cellulaire, en particulier dans les cellules en division active telles que les cellules progénitrices hématopoïétiques2,3. Les protocoles d’irradiation sont conçus pour induire une mort cellulaire suffisante de BM pour qu’il en résulte une létalité animale si l’animal receveur n’obtient pas une greffe adéquate de cellules de donneur à partir de la BMT (appelée « irradiation létale »). Cependant, l’irradiation nécessite une installation et un équipement spécialisés, ainsi que des ressources vétérinaires et d’élevage dont les chercheurs n’ont pas accès dans tous les établissements. De plus, l’irradiation myéloablative peut causer des dommages potentiellement mortels à d’autres tissus, et en raison de l’immunosuppression, les animaux irradiés sont plus sensibles aux infections secondaires3. En tant que tels, des schémas de conditionnement d’intensité réduite (protocoles dits « RIC ») ont été développés dans le but de minimiser les effets secondaires potentiellement toxiques du protocole de conditionnement chez les patients, en particulier pour une utilisation chez les populations à risque telles que les enfants et les personnes âgées4.

Certains protocoles RIC s’appuient sur des chimiothérapies telles que le busulfan afin de conditionner le compartiment BM. Le busulfan est un agent alkylant de l’ADN bifonctionnel souvent utilisé en clinique comme alternative à l’irradiation5,6. Notamment, le busulfan peut être administré en toute sécurité aux souris par injection intrapéritonéale (IP) et ne nécessite pas les installations et l’équipement spécialisés nécessaires pour irradier les souris. Le conditionnement au busulfan a été largement utilisé dans notre laboratoire7, ainsi que dans plusieurs autres publications récentes8–11. Lorsque des doses de 60 à 100 mg/kg sont utilisées, des degrés élevés de chimérisme stable (>80 % de cellules GFP+) peuvent être établis dans le sang périphérique et le BM7. Il est important de noter qu’à ces doses, la myéloablation n’est pas complète et, par conséquent, les souris sont capables de survivre sans recevoir de cellules BM de soutien (K. Peake, J. Manning, C. Lewis et C. Krieger, observations non publiées). De plus, avec le conditionnement myélosuppresseur du busulfan, il y a une reconstitution rapide des cellules myélomonocytaires du sang périphérique par les cellules du donneur. Cependant, le remplacement des lymphocytes du sang périphérique par les cellules du donneur est plus lent, ce qui met en évidence l’absence d’immunosuppression qui se produit avec des doses de 60 à 100 mg/kg de busulfan par rapport à l’irradiation corporelle totale7.

Nous avons utilisé avec succès le chimérisme induit par le busulfan pour étudier les BMDC chez des souris de type sauvage, ainsi que dans des modèles murins de maladies neurodégénératives de la sclérose latérale amyotrophique (SLA)7 et de la maladie d’Alzheimer. Il a été observé que, dans certaines conditions, un nombre important de BMDC GFP+ s’accumulent dans le SNC7,12. Il est important de noter que, comme le conditionnement myéloablatif avec irradiation, le conditionnement du busulfan suivi d’une BMT est suffisant pour permettre l’accumulation de BMDC GFP+ dans le SNC chez les souris de type sauvage et les souris atteintes de troubles neurologiques7–11. Comme un obstacle majeur dans le traitement des troubles neurodégénératifs est la capacité à faire passer les molécules thérapeutiques de la circulation dans le SNC où elles peuvent exercer des effets bénéfiques, cela soulève la possibilité que les BMDC puissent être modifiées pour exprimer des molécules thérapeutiques, et ensuite utilisées comme véhicule pour délivrer des traitements au SNC des receveurs conditionnés au busulfan, un mécanisme que nous étudions activement. Bien que nous ayons constaté que le conditionnement myéloablatif par irradiation conduit à une plus grande accumulation de BMDC GFP+ dans le SNC par rapport au conditionnement au busulfan7, l’irradiation peut avoir une toxicité considérable chez les patients atteints de troubles neurodégénératifs et dans les modèles murins de maladie du SNC.

Bien que nous, et beaucoup d’autres, ayons utilisé des modèles BMT pour étudier les BMDC dans les troubles neurodégénératifs, la capacité de remplacer en grande partie le compartiment BM d’une souris receveuse par une population distinctement identifiable de cellules BM est un outil inestimable pour étudier divers aspects du système hématopoïétique. Cela comprend un large éventail de sujets de recherche tels que le développement de la lignée hématopoïétique, la leucémie, la transplantation d’organes, la maladie du greffon contre l’hôte et l’immunobiologie.

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Protocole

REMARQUE: éthique Déclaration: Ce protocole a été examiné et approuvé par le Comité de l'Université Simon Fraser de protection des animaux (UACC; numéros de permis 1037K-12 et 1060K-03) et est en conformité avec le Conseil canadien de protection des animaux, le Guide NIH pour la directive du Conseil de la CEE soin et l'utilisation des animaux de laboratoire, et.

1. Considérations particulières

NOTE: Le busulfan est cytotoxique. Manipuler et éliminer conformément à la fiche de données de sécurité matériel et directives institutionnelles.

  1. Effectuer toutes les techniques de manière aseptique dans une hotte à flux laminaire.
  2. Stériliser les instruments avant de les utiliser en l'enveloppant dans un matériau d'emballage approprié, comme un paquet de pelage, et autoclave.
  3. Bien que le risque d'infection est plus faible avec conditionné busulfan par rapport à l'irradiation, manipuler les animaux que dans une hotte à flux laminaire pour les 2 premières semaines suivant la transplantation.

2. Conditionnement dessouris receveuses

  1. Diluer le busulfan à 3 mg / ml avec une solution saline stérile tamponnée au phosphate (PBS).
    NOTE: Il est important de prendre un nouveau dilution de busulfan juste avant d'utiliser chaque jour de l'injection.
  2. Administrer 20 mg / kg de busulfan diluée à souris receveuses par injection IP quotidienne.
  3. Répéter les injections quotidiennes d'IP de 20 mg / kg busulfan jusqu'à une dose totale de 60 à 100 mg / kg a été livré (ce est à dire, pour / kg une dose totale de 80 mg, administrer 20 mg / kg de busulfan pendant 4 jours consécutifs).

3. Isolation des donateurs cellules de moelle osseuse

NOTE: Ce protocole a été utilisé avec succès pour isoler et préparer des cellules BM de jusqu'à 5 souris donneuses. Typiquement, le rendement en cellules par souris est d'environ 30 à 40.000.000 BMDCs, ce qui est suffisant pour transplanter 12-16 souris receveuses. Si plus de souris donneuses sont nécessaires le protocole peut être nécessaire d'ajuster en conséquence.

  1. Après le dernier jour de busulfan conditionné euthAnizé une souris GFP des bailleurs de fonds (de un à six mois) à l'aide de CO 2 (ou par une autre procédure d'euthanasie accepté à l'établissement). Pour éviter les complications greffés utilisent donateurs syngéniques qui sont du même sexe que les destinataires.
  2. Pulvériser la souris avec 70% d'éthanol. la peau de se soulever à l'abdomen et ciseaux chirurgicaux utilisant faire une incision à travers la peau de la cavité abdominale jusqu'à la jambe vers la cheville. Maintien du pied, tirez fermement sur la peau de la cheville vers le hip exposant le tissu de la jambe.
  3. Coupez le muscle et le tissu adipeux du fémur pour exposer l'articulation de la hanche.
  4. Tout en tirant doucement sur le pied d'étendre la jambe, appuyez sur les ciseaux contre l'articulation de la hanche. Coupez juste au-dessus de la tête du fémur en prenant soin de ne pas couper le fémur lui-même.
  5. Pour aider à maintenir la stérilité, maintenez la jambe par le pied et nettoyer tout tissu restant des os en frottant la surface de l'os avec des tissus autoclave.
  6. Séparer le fémur et le tibia en coupant à travers l'articulation du genou etplacer le fémur dans une boîte de culture contenant du PBS stérile. Incuber sur de la glace.
  7. Retirer et jeter le péroné en coupant sur les points où le péroné se connecte au tibia. Placez le tibia dans la boîte de culture avec le fémur et incuber sur de la glace.
  8. Répétez les étapes 03.02 à 03.07 pour l'autre jambe, et si nécessaire, souris donneuses supplémentaires. Après l'enlèvement des os, stériliser les instruments chirurgicaux avec un stérilisateur à billes chaud ou utiliser un nouvel ensemble d'outils stériles pour les étapes ultérieures.
  9. Pour les fémurs, maintenez le fémur avec une pince et l'aide de ciseaux chirurgicaux attentivement 'rasage' les extrémités distales de l'os. Retirer aussi peu de l'os nécessaire pour exposer la cavité BM.
  10. Remplir une seringue avec 3 ml de PBS stérile et fixer une aiguille 23 G. Ennuyer avec précaution l'aiguille dans la cavité BM et rincer la BM dans un plat de culture stérile. Assurez-vous de racler la cavité médullaire avec le point de l'aiguille pour assurer l'élimination de toutes les cellules souhaitées. Après extraction,se assurer que le BM rouge ne est plus visible et l'os blanc apparaît maintenant.
  11. Répétez les étapes 3.9 à 3.10 pour les fémurs ultérieures, la mise en commun la totalité de la BM dans la même boîte de culture.
  12. Pour les tibias, maintenez le tibia avec une pince et soigneusement 'rasage' la fin où le tibia a été fixée au genou pour exposer la cavité BM. Faire une deuxième coupe, le long de l'os où le BM rouge visible se termine.
  13. Remplir une seringue avec 3 ml de PBS stérile et fixer une aiguille G 25. Insérez délicatement l'aiguille dans la cavité BM (à partir de la fin qui a été attaché au genou) et rincer la BM dans la boîte de culture contenant la BM dans le fémur. Racler les parois de la cavité avec l'aiguille BM pour éliminer toutes les cellules. Après l'extraction, se assurer que la BM rouge ne est plus visible et l'os apparaît maintenant blanc.
  14. Répétez les étapes 3.12 à 3.13 pour les tibias ultérieure, la mise en commun la totalité de la BM dans la même boîte de culture.
  15. Triturer doucement la BM avec une pointe de pipette de 1 ml de dissocier le caunes.
  16. Faire passer la suspension de cellules à travers un panier filtre 40 uM dans un tube stérile de 50 mL de la centrifugeuse. Rincer le plat avec du PBS pour obtenir toutes les cellules restantes et transférer cette travers le filtre dans le tube de la centrifugeuse.
  17. Centrifugeuse pendant 5 min à 450 g à 4 ° C. Retirer et jeter le surnageant.
  18. Remettre en suspension le culot dans 3 ml de tampon de lyse érythrocytaire. Incuber sur la glace pendant 8,5 min.
  19. Ajouter ~ 30 ml de PBS stérile pour étancher le tampon de lyse.
  20. Centrifugeuse pendant 5 min à 450 g à 4 ° C. Retirer et jeter le surnageant.
  21. Remettre en suspension le culot dans 1 ml de PBS stérile. Garder sur la glace.
  22. Prendre une petite aliquote de l'homogénat cellulaire et diluer avec du PBS (1: 100 pour une souris, 1: 200 pour 2 souris, etc.) pour quantifier le nombre de cellules en utilisant un hémocytomètre.
  23. Diluer la suspension cellulaire à 8 x 10 6 cellules / ml et on incube sur de la glace jusqu'à ce que l'injection.

4. greffe de moelle osseuse

  1. Fill une seringue de 0,5 ml (avec une aiguille de 28 G insuline) avec 300 ul de suspension cellulaire diluée pour chaque souris à injecter. Soyez sûr d'enlever les bulles d'air présentes dans la seringue.
  2. Placez la cage de la souris contenant les souris receveuses conditionnés sur un coussin chauffant et permettent les veines de la queue à se dilater.
  3. Prenez une souris receveuse et le placer dans le dispositif de retenue. Essuyez la queue avec de la gaze chirurgicale imbibé d'éthanol à 70%.
  4. Tenez fermement le bout et avec le biseau vers le haut, insérez délicatement l'aiguille dans une des veines de la queue latérales et injecter la suspension cellulaire.
  5. Maintenir gaze chirurgicale sur le site d'injection jusqu'à ce que le saignement se arrête avant l'introduction de la souris dans une nouvelle cage propre.

5. estimer l'étendue des BM chimérisme

REMARQUE: les niveaux chimérisme sont généralement variable dans le sang périphérique au 1 semaine post-BMT, et que de tels niveaux de chimérisme sont normalement estimés au moins deux semaines post-BMT. Niveaux de chimerism devrait atteindre> 80% cellules GFP + dans le sang périphérique dans les 3-4 semaines après BMT.

  1. Préparer tampon FACS (mM EDTA + 2% de sérum de veau fœtal 2 dans du PBS).
    REMARQUE: tampon de FACS peut être stocké à 4 ° C pendant plusieurs semaines.
  2. Placez la souris dans un tube de retenue et de se raser la fourrure sur la jambe postérieure pour exposer la veine saphène latérale.
  3. Enduisez légèrement la jambe avec de la vaseline et de percer la veine saphène avec une aiguille 25 G.
  4. Recueillir environ 50 ul de sang avec un tube capillaire revêtue d'héparine. Ajouter le sang dans un tube de micro-centrifugation contenant 1 ml de tampon FACS. Mélanger le tube par inversion et stocker sur la glace.
  5. Tenez gaze chirurgicale sur le site d'injection jusqu'à saignement se arrête avant de retourner la souris retour à la cage.
  6. Centrifuger les échantillons de sang pendant 5 min à 900 x g. Retirer et jeter le surnageant.
  7. Remettre en suspension le culot dans 500 pl de tampon de lyse érythrocytaire. Incuber sur la glace pendant 8,5 min.
  8. Ajouter 1 ml de tampon pour FACS pour étancher le tampon de lyse.
  9. Centrifuger les échantillons pendant 5 min à 900 x g. Retirer et jeter le surnageant.
  10. Effectuer une seconde étape de lyse dans 500 ul de tampon de lyse érythrocytaire. Incuber sur la glace pendant 8,5 min.
  11. Ajouter 1 ml de tampon pour FACS pour étancher le tampon de lyse.
  12. Centrifuger les échantillons pendant 5 min à 900 x g. Retirer et jeter le surnageant. Vérifiez que la pastille est maintenant blanc.
    NOTE: Si la pastille apparaît toujours rouge, une étape de lyse supplémentaire peut être nécessaire avant de passer à l'étape suivante.
  13. Re-suspendre le culot dans 1 ml de tampon FACS. Centrifuger les échantillons pendant 5 min à 900 x g. Retirer et jeter le surnageant.
  14. Re-suspendre le culot dans 300 pi de tampon FACS et quantifier cellules GFP + par cytométrie de flux (NOTE: A ce stade, aucune immunocoloration souhaitée des cellules peut être effectuée en utilisant des techniques standard, avant de se écouler analyse cytométrique).

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Résultats

L'administration de 60 à 100 mg / kg de busulfan est généralement bien toléré par les souris. Toutefois, les animaux perdent généralement du poids pendant la phase de conditionnement (~ 5-10%) et donc l'alimentation peut être complétée avec des friandises telles que les graines de tournesol irradiés pour encourager manger. Les niveaux de chimérisme de> 80% des cellules GFP + dans le sang périphérique et BM doivent être régulièrement réalisable à l'aide de 60 à 100 mg / kg de busulfan 7. Notre l...

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Discussion

Busulfan conditionnement permet la génération de haut niveau BM chimérisme chez la souris avec des cellules hématopoïétiques qui sont facilement détectables. Ce conditionnement peut être effectué sans le besoin d'installations d'irradiation. En outre, la myélosuppression avec les doses de busulfan décrite dans le présent protocole est bien toléré, minimisant les effets secondaires toxiques causés par des doses myéloablatives d'irradiation, et donc peut être une technique plus approprié pour générer BM chimér...

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Déclarations de divulgation

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Remerciements

Ce travail a été soutenu par la bourse commémorative Ronald Peter Griggs en recherche sur la SLA (à KP) et une subvention du Programme de partenariat de recherche neuromusculaire des IRSC, de la Société canadienne de la SLA et de Dystrophie musculaire Canada (JNM-69682) à CK et RMF. Un soutien supplémentaire a également été fourni par la Société américaine de la SLA (57969). Nous tenons à remercier le Dr R. Keith Humphries du Laboratoire Terry Fox/Département de pathologie de la BC Cancer Agency, Vancouver, Canada, ainsi que le personnel de l’Unité de soins aux animaux de l’Université Simon Fraser.

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
BusulfexOtsuka Canada Pharmaceutique Inc.DIN 02240602Diluer le busulfan à 3 mg/mL avec du PBS stérile juste avant l’utilisation. Le busulfan est cytotoxique. Manipulez et éliminez conformément aux fiches signalétiques et aux directives institutionnelles.
ACK Lysing BufferLife TechnologiesA10492-01D’autres tampons de lyse pourraient être substitués, mais les temps d’incubation pourraient devoir être ajustés en conséquence
Fetal Bovine SerumLife Technologies12483-020

Références

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Mots-clés

Conditionnement au busulfantransplantation de moelle osseuseanalyse par cytom trie en fluxcellules GFP positivesisolation de la moelle osseuseinjection dans la veine caudaleanalyse du sang p riph riqueaccumulation dans le syst me nerveux central

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