Un abonnement JoVE est requis pour visualiser ce contenu. Connectez-vous ou commencez votre période d'essai gratuite.

Article de méthode

Infusion stéréotaxique des oligomères bêta-amyloïde dans les Hippocampus souris

18.7K vues

⸱

DOI :

10.3791/52805

⸱

17 juin 2015

 ,  ,  ,  , 
1Department of Pathology and Cell Biology, Columbia University Medical Center, 2The Taub Institute for Research on Alzheimer's Disease and the Aging Brain, Columbia University Medical Center, 3Department of Neurology, Columbia University Medical Center

Dans cet article

Résumé

Ici, nous présentons un protocole pour la perfusion cérébrale stéréotaxique directe de bêta-amyloïde. Cette méthodologie fournit un modèle murin vivo alternatif pour aborder les effets à court terme de la bêta-amyloïde sur les neurones cérébraux.

Résumé

La maladie d'Alzheimer est une maladie neurodégénérative qui affecte le vieillissement de la population. Une caractéristique clé neuropathologiques de la maladie est la sur-production de bêta-amyloïde et le dépôt de plaques amyloïdes bêta dans les régions du cerveau des personnes souffrantes. Tout au long des années, les scientifiques ont généré de nombreux modèles de souris de la maladie d'Alzheimer qui tentent de reproduire la pathologie bêta-amyloïde. Malheureusement, les modèles de souris seulement imitent de manière sélective les caractéristiques de la maladie. La mort neuronale, un effet important dans le cerveau des patients atteints de la maladie d'Alzheimer, est visiblement défaut dans ces souris. Par conséquent, nous et d'autres avons employé une méthode d'infuser directement espèces oligomères solubles de bêta-amyloïde - formes de bêta-amyloïde qui ont été prouvés pour être plus toxique pour les neurones - stéréotaxique dans le cerveau. Dans ce rapport, nous utilisons mâles C57BL / 6J pour documenter cette technique chirurgicale de l'augmentation des niveaux bêta-amyloïde dans une région du cerveau sélectionnez. Lecible de perfusion est le gyrus denté de l'hippocampe, car cette structure du cerveau, ainsi que le cerveau antérieur basai qui est connectée par le circuit cholinergique, représente l'un des domaines de dégénérescence dans la maladie. Les résultats de l'élévation de bêta-amyloïde dans le gyrus denté par l'intermédiaire d'infusion stéréotaxique révèlent une augmentation de la perte de neurones dans le gyrus denté pendant 1 semaine, alors qu'il ya une augmentation concomitante de la mort cellulaire et cholinergique perte de neurones dans la branche verticale de la bande diagonale de Broca du cerveau antérieur basal. Ces effets sont observés jusqu'à 2 semaines. Nos données suggèrent que le modèle actuel de perfusion bêta-amyloïde fournit un modèle de souris alternative à aborder la mort des neurones spécifiques de la région en une base à court terme. L'avantage de ce modèle est que les bêta-amyloïde peut être élevé d'une manière spatiale et temporelle.

Introduction

les dépôts amyloïdes de plaques, qui sont composés de bêta-amyloïde (Aß 1-42), sont un élément clé de la pathologie de la maladie d'Alzheimer (MA). De nombreuses études ont montré que des niveaux élevés ou toxiques d'oligomères Aß recombinant 1-42 susciter la mort neuronale, la dystrophie synaptique, la perte et la dysfonction; ainsi que l'apprentissage et la mémoire déficits 1-4. Les régions du cerveau touchées comprennent l'hippocampe, le cortex et des structures sous-corticales telles que le cerveau antérieur basal et 5,6 de l'amygdale. À ce jour, il existe des modèles de souris transgéniques multiples qui tentent de simuler l'Aß 1-42 pathologie de la MA. Selon la souche de ces animaux se révéler utile pour l'examen de sélection caractéristiques pathologiques de la MA. Malheureusement, à l'exception de deux lignées transgéniques, APP23 et 5XFAD, ces souris ne répliquent intégralement la perte neuronale, un aspect clé de la MA. Même avec la perte neuronale observée dans APP23 et 5XFAD, l'obser de mort neuronalecb était subtil, dépend de l'âge, et isolée à quelques régions de sélectionner 7,8.

La perfusion directe de oligomères Aß 1-42 dans le cerveau de souris de type sauvage fournit un excellent modèle in vivo, qui reproduit l'aspect de la mort neuronale de amyloidopathy 1,9,10. Contrairement aux modèles de souris transgéniques communément utilisées, la Aß 1-42 oligomère modèle de perfusion est idéal pour l'élévation aiguë Aß 1-42 niveaux de manière spatiale et temporelle. L'avantage d'utiliser les souris de type sauvage pour ce modèle évite les effets de compensation ou secondaires potentiels des mutations introduites dans les lignées de souris transgéniques. Des études antérieures ont montré que la perfusion des niveaux toxiques de Aß 1-42 dans l'hippocampe provoque la mort des neurones au voisinage du point d'injection pendant 1 semaine 1. En outre, cohérent avec l'observation que Aß 1-42 est toxique pour les neurones cholinergiques du cerveau antérieur du 11 basaleneurone cholinergique population (BFCN) qui fait saillie à l'hippocampe est diminuée de 20 à 50% dans un délai de sept à quatorze jours suivant la bêta-amyloïde chez la souris 1,10 infusion, ce qui permet effectivement aux examens de circuit neuronal isolé dans le cerveau. Depuis projet BFCN ipsilatéralement le gyrus denté de l'hippocampe 12, pour le contrôle de la partie / véhicule et oligomères Aß 1-42 solutions les plus peut être injecté sur chaque côté du cerveau permettant d'effectuer des comparaisons entre les hémisphères droit et gauche et 1.

Dans ce rapport, nous allons fournir une méthodologie chirurgicale et l'injection détaillé pour C57BL / 6J de type sauvage adultes. Cette souche de souris est choisi en raison de sa large utilisation dans la recherche. Techniquement, une région du cerveau peut être ciblé pour perfusion, mais ici, nous allons utiliser le gyrus denté de l'hippocampe comme cible pour illustrer la technique.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Protocole

Remarque: Pour toute expérimentation animale, institutionnel et des lignes directrices nationales pour les soins et l'utilisation des animaux de laboratoire ont été suivies.

1. Préparer Instruments chirurgicaux et solutions pour la chirurgie

  1. Autoclave tous les instruments chirurgicaux en acier inoxydable.
  2. Préparer éthanol à 70% en diluant 200 preuve éthanol absolu avec d'eau déminéralisée stérile pour biologie moléculaire distillée.
  3. Fixez l'aiguille 29 G à la seringue Hamilton. Nettoyez l'intérieur de Hamilton seringue et l'aiguille par l'élaboration et l'eau éjection nanopure plusieurs reprises pendant 1 min. Répétez cette procédure avec 70% d'éthanol.
    1. Retirer le piston et l'aiguille de la seringue Hamilton. Sécher à l'air les pièces dans une hotte O à flux laminaire / N.
    2. Irradier l'aiguille et la seringue avec de la lumière ultraviolette pendant 30 minutes avant utilisation.
  4. Préparer une solution saline de NaCl par dissolution dans de l'eau de qualité moléculaire à un poids final de concentration volumique de 0,9%. Sterilize la solution par filtration à travers le filtre de 0,2 um pores.

2. Préparer oligomères Aß 1-42

  1. Monomerize et remettre en suspension humaine recombinante Aß 1-42 dans le DMSO à 5 mm exactement comme décrit dans la publication de la Loi »et d'autres 13.
  2. Diluer 5 mM de peptide Aß 1-42 avec stérile (1x) PBS à 100 pM, le jour avant la chirurgie.
  3. Bien mélanger la solution par trituration.
  4. Incuber Aß 1-42 solution pendant 12 heures à 4 ° C.
    Note: solutions de contrôle telles que la dilution DMSO dans du PBS ou brouillés / inverser Aß 1-42 peptide doit être préparé de la même manière que Aß 1-42.

3. déterminer les coordonnées d'injection

  1. Les adultes atlas du cerveau de la souris pour déterminer l'exact antérieure-postérieure (AP), médial-latéral (ML), et dorso-ventral (DV) Coordonnées de la région du cerveau 14 d'intérêt.
    Nonte: Pour illustrer cette technique, nous avons choisi le gyrus denté de l'hippocampe comme la cible avec les coordonnées suivantes dans le bregma: AP, -2,00 mm; ML, ± 1,3 mm; DV, -2,2 mm. Le signe négatif de la valeur AP indique qu'il est de 2,00 mm postérieure du bregma. Le signe ± précédant la valeur ML indique la direction à gauche et à droite du centre. Enfin, le signe négatif précédant la DV indique qu'il se déplace sur le ventre de la surface du cerveau.

4. Réglage cadre stéréotaxique

  1. Porter un masque chirurgical du visage, blouse de laboratoire propre, et des gants chirurgicaux stériles.
  2. Essuyez instrument stéréotaxique et l'adaptateur de souris avec 70% d'éthanol.
  3. Lay down champ opératoire stérile sur le comptoir.
  4. Placer l'instrument stéréotaxique avec adaptateur de la souris sur le dessus du drap chirurgical stérile.
  5. Essuyez le tampon de chauffage de la souris avec 70% d'éthanol. Placez le coussin chauffant sur le lit de cadre stéréotaxique. Utilisez but labora généralebande d'étiquetage tory à bande vers le bas le coussin chauffant sur le lit de l'adaptateur de la souris.
    1. Fixez le coussin chauffant à la pompe de recirculation d'eau chaude selon les instructions du fabricant.
    2. Tournez sur la pompe de recirculation d'eau chaude et de régler la température à 37 ° C, puis attendre jusqu'à ce qu'il atteigne la température.
  6. Fixez le 50 ul Hamilton seringue avec une aiguille 29 G sur le cadre stéréotaxique par vissage sur l'arbre d'injection vertical motorisé selon les instructions du fabricant.
  7. Allumez le stérilisateur de perles et d'attendre jusqu'à ce qu'il atteigne la température préréglée du fabricant.
    Note: Ceci est utilisé pour la stérilisation des instruments en acier inoxydable entre les animaux. Il faut 20 secondes instruments de contact avec les billes de stérilisation.
  8. Tournez sur la plaque chaude et mettez-le à 42 ° C et placer une cage vide propre sommet.
  9. Alors que la seringue Hamilton est fixé sur le cadre stéréotaxique utiliser le stéréotaxique motorisé injector de dresser la solution 1-42 Aß.
    Remarque: Dresser plus de 4 pi de la solution dans la seringue, puis utiliser l'injecteur stéréotaxique pour régler le volume d'injection. Actionner l'injecteur selon les instructions du fabricant.

5. Préparation des animaux

  1. Déterminer le poids de la souris en utilisant la balance.
  2. Anesthésier la souris avec de la kétamine / xylazine cocktail à 100 mg / kg de kétamine et 10 mg / kg par injection intrapéritonéale xylazine (IP). Surveiller la profondeur de l'anesthésie par la perte de pincement de l'orteil réflexe.
  3. Après la souris est sous sédatif prendre la tondeuse à cheveux et de se raser la tête pour exposer la peau sur le crâne.
  4. Placez la souris au-dessus du coussin chauffant au-dessus du lit stéréotaxique.
  5. Utilisez la spatule pour ouvrir la bouche et placez les incisives à l'intérieur de la garde de dents. Fixer le nez sur le visage de la souris. Serrer doucement et pas trop serré.
  6. PosiTion les traverses de l'oreille bilatéraux dans conduit auditif pour fixer la tête. Déplacez chaque barre transversale jusqu'à ce qu'il frappe le crâne, puis tourner la vis pour le verrouiller.
    1. Pour vous assurer que la tête est fixée utiliser votre index pour pousser doucement sur la tête. Si la tête est bien fixé, il ne donnera pas à déplacer ou lorsqu'il est pressé.
  7. Appliquez une goutte de crème pour les yeux ou collyre pour les yeux pour les garder humides. Assurez-vous que les yeux sont humides tout au long de la procédure chirurgicale.
  8. Pour désinfecter le site chirurgical utiliser des cotons-tiges stériles pour appliquer la solution de bétadine à la peau sur le crâne, suivie par 70% d'éthanol. Effectuez la bétadine alternatif et 70% d'éthanol nettoyage 2 fois plus.

6. Chirurgie et Infusion

  1. Utiliser un scalpel pour faire une incision de 2-3 mm sur la ligne médiane du cuir chevelu, puis utiliser une paire de ciseaux fines droites de prolonger la ligne d'incision à 1,0-1,5 cm pour exposer la suture sagittale, bregma et lambda du crâne, monuments dont les coordonnées stéréotaxiques sont basées sur. Utilisez micro pinces pour garder la peau de l'autre.
    Remarque: Les positions de Bregma et lambda sont expliqués dans les atlas du cerveau de souris "le cerveau de la souris dans stéréotaxique Coordonnées" 14.
  2. Prenez un coton-tige, la tremper dans une solution saline stérile, et l'utiliser pour nettoyer le crâne. Ensuite, utilisez un coton-tige propre et sec pour sécher le crâne.
  3. Utilisez un stylo à pointe fine stérile pour marquer un point sur le bregma. Utilisez le micromanipulateur stéréotaxique pour positionner la seringue Hamilton de sorte que la pointe de l'aiguille touche juste le point sur le bregma.
    1. Enregistrez le DV coordonner.
    2. Pour vérifier si l'axe AP du crâne est de niveau déplacer la seringue Hamilton arrière de sorte que la pointe de l'aiguille touche le point de lambda.
    3. Notez la position de DV. Assurez-vous que coordonne le DV pour bregma et lambda sont à moins de 0,5 mm.
      Remarque: L'objectif est de minimiser la différence DV entre bregma et lambda.
  4. Utilise lesicromanipulator pour retourner la pointe de l'aiguille de la seringue Hamilton de retour à la dot de bregma.
  5. Notez la position de départ AP.
  6. Calculer la position AP se terminant en soustrayant 2,00 mm de l'AP à partir de coordonnées.
  7. Utilisez le micromanipulateur pour repositionner l'aiguille de seringue Hamilton à la finale AP coordonner.
  8. Enregistrez le courant ML coordonner.
  9. Calculer la gauche et la droite se terminant ML coordonne en ajoutant ou soustrayant 1,3 mm à partir de la ML de coordonnées.
  10. Utilisez le micromanipulateur pour déplacer l'aiguille de la seringue Hamilton soit le ML se terminant coordonner.
    1. Touchez la pointe de l'aiguille à la surface du crâne sur les deux coordonnées terminant ML et d'enregistrer les coordonnées de DV et assurez-vous que les valeurs sont à moins de 0,5 mm.
      Remarque: L'objectif est de minimiser la différence DV entre les deux coordonnées se terminant ML.
    2. Alors que lors d'une fin de coordonner tirer l'aiguille jusqu'à 0,5-1 cm sur le crâne. Prenez un stylo à pointe fine stérile pour marquer un point sur ee surface du crâne. Répétez cette étape pour le côté opposé du crâne.
  11. Balancez la seringue Hamilton clair sur le chemin.
  12. Fixez 0,8 mm tête de forage à la perceuse. Prendre la perceuse à deux mains, mettre les coudes sur la surface de la table pour la stabilité, et la position de la tête de forage légèrement au-dessus du point de sharpie sur le côté gauche ou droit ML coordonnent. Activer la perceuse, abaisser la pointe du foret sur la surface du crâne d'introduire un trou dans le crâne. Répétez cette étape pour le côté controlatéral.
    Remarque: Certains saignements peut se produire des trous nouvellement introduites. Si il ya un saignement puis utilisez un coton-tige sec et propre pour tamponner le sang.
  13. Déplacez la seringue Hamilton de retour en position sur l'un des trous ML nouvellement introduites. Abaissez l'aiguille Hamilton juste après le crâne. À ce stade, veillez à ne pas perforer le cerveau. Pour vous assurer que l'aiguille a passé le crâne prendre votre index et poussez doucement l'aiguille contre le crâne à faire sure l'aiguille ne quitte pas le trou.
  14. Enregistrez le DV à partir de coordonnées.
  15. Calculer le DV se terminant coordonner en soustrayant 2,2 mm de la DV à partir de coordonnées.
  16. Abaissez l'aiguille vers le DV se terminant coordonner.
  17. Activer la pompe d'injection stéréotaxique pour pomper 4 pi de Aß 1-42 dans le gyrus denté à un taux de 0,5 pl / min.
  18. Lorsque la perfusion est terminée laisser l'aiguille reste en place pour une 1 min supplémentaire pour minimiser le reflux de la solution sur le site d'injection.
  19. Déplacer l'aiguille de l'autre côté du cerveau et répétez les étapes 6.13 à 6.18.

7. Retrait des animaux et Soins postopératoires

  1. Dévissez les barres d'oreilles et garde le visage / nez. Retirer la souris de l'appareil.
  2. Utilisez une pince étudiants de modèle standard pour tirer fermer le cuir chevelu, puis sceller la plaie avec de suture.
  3. Injecter 1 ml de solution saline stérile dans la souris via IP pour l'hydratation.
  4. Dansprojet buprénorphine (0,1 mg / kg) sous-cutanée pour soulager la douleur.
  5. Maintenir la souris dans la cage vide et propre mis sur le dessus de 42 ° C la plaque chaude jusqu'à ce qu'il se réveille, puis retourner dans sa cage de boîtier avec suffisamment de nourriture et d'eau.
  6. Administrer la buprénorphine par injection sous-cutanée toutes les 12 heures pendant 3 jours pour soulager la douleur.

8. Suture Enlèvement

  1. Anesthésier la souris avec de la kétamine / xylazine cocktail à 100 mg / kg de kétamine et 10 mg / kg xlyazine par IP. Note: Ceci est fait 7-10 jours après la chirurgie.
  2. Utilisez une pince étudiants de modèle standard et de ciseaux fins droites pour éliminer la suture.
  3. Injecter 1 ml de solution saline stérile dans la souris via IP pour l'hydratation.
  4. Maintenir la souris dans une cage vide et propre mis sur le dessus de 42 ° C la plaque chaude jusqu'à ce qu'il se réveille, puis retourner dans sa cage de boîtier avec suffisamment de nourriture et d'eau.

Sacrifice et le traitement des tissus 9. animale

  1. Anesthésier la souris et le perfuse avec 4% de paraformaldehyde 15, retirez le cerveau, et de les traiter pour cryosectioning 16.
    Remarque: Le calendrier de sacrifice animal dépend de l'expérimentateur. Cependant, pour nos études, nous avons choisi 7 et 14 jours après la chirurgie.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Résultats

Le présent procédé de préparation d'oligomères Aß humaine recombinante 1-42 donne espèces oligomères solubles, comprenant des monomères, des dimères, des trimères et des tétramères (figure 1A). Ce faible poids moléculaire espèces Aß 1-42, mais pas les fibrilles et les plaques, ont été présentés dans de nombreux réglages pour être plus toxique pour les neurones 1,4,9,17-19. Pour déterminer si oui ou non oligomères Aß 1-42 induit la mort des neurones dans le...

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Discussion

Pour parvenir à une injection Aß 1-42 succès l'expérimentateur ou le chirurgien doit: 1) utiliser une technique aseptique; 2) identifier correctement la région du cerveau d'intérêt avec des coordonnées précises; 3) être en mesure de sécuriser convenablement la souris dans le cadre stéréotaxique avec le cerveau nivelé dans l'axe AP et ML; 4) ont la capacité de faire fonctionner le micromanipulateur avec précision; 5) assurer des soins post-opératoire appropriée. Si ces étapes clés sont suivies, la ...

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Déclarations de divulgation

Les auteurs déclarent qu'ils ont aucun intérêt financier concurrentes.

Remerciements

Ce travail a été soutenu par l'Institut national des troubles neurologiques et des maladies accorder NS081333 (à CMT), subvention Association des NIRG-10-171721 d'Alzheimer et de l'Institut national de santé mentale subvention MH096702 (UH), et l'Institut national sur le vieillissement, la recherche financée par la maladie d'Alzheimer Centre à l'Université Columbia subvention pilote AG008702 (à YYJ et JB).

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Kétamine HCl (100 mg/ml)Henry Schein Medical1049007100 mg de kétamine pour 1 kg
d’animal Xylazine (20 mg/ml)Henry Schein Medicalnon disponible10 mg de xylazine pour 1 kg d’animal
Buprenex (0,3 mg/ml)Henry Schein Medical12177930,1 mg de buprenex pour 1 kg d’animal
A&beta ; 1-42David Teplow/UCLAnon disponible100 &mu ; M; Cette amyloïde a été utilisée dans l’article
A&beta ; 1-42BachemH-1368Peut être utilisé à la place de l’amyloïde du laboratoire Teplow
A&beta ; 1-42American Peptide62-0-80BPeut être utilisé à la place de l’amyloïde du laboratoire Teplow
Scrambled A&beta ; 1-42American Peptide62-0-46BPeut être utilisé comme peptide de contrôle pour comparer A&beta ; 1-42
NU4 Antibody (anticorps amyloïde oligomère)Don de William Klein/Northwestern U.non disponibleDilution 1:2 000
Anticorps anti-oligomère amyloïde  ; (Lapin polyclonal)EMD MilliporeAB9234Peut être utilisé à la place de Nu4 ; doit être testé par l’utilisateur final
6E10 Anticorps (souris monoclonale) (anticorps amyloïde)Biolegendsig-39320Dilution 1:1 000
Anticorps ChAT (chèvre polyclonale)MilliporeAB144Pdilution 1:100
DeadEnd Système TUNEL fluorométriquePromegaG3250les instructions du fabricant pour utiliser
le réactif anti-décoloration Prolong Gold avec DAPIInvitrogenP36935À utiliser lors de lames de lamelles
FluorogoldFluorochrome, LLCnon disponiblesolution à 2 %
d’éthanol absolu (200 proof)Fisher ScientificBP2818-4Pour la fabrication d’éthanol à 70 % pour l’assainissement et la désinfection
Novex 10-20 % Tricine gelLife TechnologiesEC6625BOXPour séparer A&beta ; 1-42
Novex Tricine SDS Running Buffer (10X)Life TechnologiesLC1675Pour faire fonctionner les gels de tricine 10-20 %
Novex Tris-Glycine Transfer Buffer (25X)Life TechnologiesLC3675Pour le transfert de gels de tricine 10-20 %
SuperSignal Western Blot EnhancerThermo Scientific46640Pour améliorer A&beta ; Signal 1-42 ; suivre le protocole du fabricant
Protran BA79 Membrane buvard en nitrocellulose, 0,1 &mu ; mGE Healthcare Life Sciences10402088Pour le transfert de gels de tricine à 10-20 %
Xcell SureLock Mini-CellLife TechnologiesEI0001Électrophorèse aparatus pour l’utilisation de gels à 10-20 % de tricine
GenTeal Lubricant Eye GelNovartisnon disponiblePour garder les yeux de la souris humides pendant la chirurgie ; peut être trouvé dans les pharmacies locales
  ;
[en-tête]
Refresh Optive Lubricant Eye DropsAllergannon disponiblePour garder les yeux de souris humides pendant la chirurgie ; peut être trouvé dans les pharmacies locales ; Peut être utilisé à la place de GenTeal
BétadineStoelting50998Pour assainir et désinfecter
Spatule ronde/effilée  ;VWR82027-490Pour l’ouverture de la bouche
de l’animal Bulldog Serrefines Pinces (Dims. de la mâchoire 9X1,6 mm ; Longueur 28 mm)Outils scientifiques fins18050-28En option ; Pour maintenir la peau du cuir chevelu séparée pendant l’injection
Ciseaux fins droits (tranchant 25 mm ; Longueur 11,5 cm)Outils de science fine14060-11Pour couper le cuir chevelu
3 Manche de scalpelOutils de science fine10003-12
#11 Lame chirurgicaleOutils de science fine10011-00Pour faire une incision du cuir chevelu
Pince à motif standard d’étudiant (Dims. de pointe 2,5 x 1,5 mm ; Longueur 11,5 cm)Fine Science Tools91100-12Pour maintenir le cuir chevelu fermé pendant la suture
Trimmer Combo KitKent ScientificCL9990-1201Pour raser les cheveux
T/Pump Recirculateur d’eau chaude  ;Kent Scientific  ;TP-700Pour réchauffer l’animal pendant la chirurgie
Coussin de mine de guerre réutilisable (5 » x 10 »)Kent Scientific  ;TPZ-0510FEAPour le fixer au recirculateur d’eau chaude T/Pump afin de réchauffer l’animal pendant l’opération
Micro foret sans filStoelting58610Utilisez des meules en acier de 0,8 mm pour percer des trous dans le crâne
Instrument stéréotaxique standard de laboratoire avec souris et Adaptateur pour rat néonatalStoelting51615
Juste pour souris Instrument stéréotaxiqueStoelting51730Peut l’utiliser à la place de Stoelting Cat. #51615
Injecteur stéréotaxique QuintessentialStoelting53311
Stérilisateur à billes de verre secStoelting50287Pour stériliser les instruments en acier inoxydable
Champ chirurgical stérile (18" x 26")Stoelting50981
Hamilton Seringue 50 ml, Modèle 705 RN SYR, NDLHamilton Company7637-01Pour l’injection cérébrale ; utiliser différentes seringues pour différentes solutions
29 G Aiguille, petit moyeu RN NDLHamilton Company7803-06Pour fixer à la seringue Hamilton pour l’injection cérébrale
1 ml BD Tuberculin SeringuesVWRBD309659Pour l’administration d’anesthésie et de solution saline
Aiguille 30 G (0,5")VWRBD305106Pour l’administration d’anesthésie et de solution saline
Balance électronique portable de la série CS (Ohaus)VWR65500-202Pour peser les animaux afin de déterminer la dose d’anesthésie
Plaque chauffante (Plaque supérieure Dims. 7.25x7.25 in)VWR47751-148Pour réchauffer les animaux après la chirurgie
Suture en soie Sofsilk C-1 Coupe 3/8, 12 mmCovidienS1173Pour fermer la plaie
Adhésif tissulaire Vetbond (3M)Santa Cruz Biotechnologysc-361931En option : pour aider à la fermeture de la plaie ; À utiliser avec une suture.
Applicateurs stériles à tige en bois à pointe de cotonFisher scientific22-029-488Pour le nettoyage et le séchage des plaies chirurgicales
Fisherbrand Superfrost Plus Lames de microscopeFisher Scientific  ;12-550-15Pour le prélèvement de coupes cérébrales
VWR Micro Cover Glass 24 X 50 mmVWR48393241Pour le montage de lames de microscope
Thermo Scientific Nalgene Seringue Filter 0.2 &mu ; mFisher Scientific194-2520Pour la stérilisation d’une solution saline
Marqueurs cutanés stériles à double pointe de Viscot MedicalMedlineVIS1422SRL91Pour le marquage des coordonnées sur le crâne
Suivez #

Références

  1. Baleriola, J., et al. Axonally Synthesized ATF4 Transmits a Neurodegenerative Signal across Brain Regions. Cell. 158 (5), 1159-1172 (2014).
  2. Haass, C., Selkoe, D. J. Soluble protein oligomers in neurodegeneration: lessons from the Alzheimer's amyloid beta-peptide. Nature reviews. Molecular cell biology. 8 (2), 101-112 (2007).
  3. Knowles, J. K., et al. The p75 neurotrophin receptor promotes amyloid-beta(1-42)-induced neuritic dystrophy in vitro and in vivo. The Journal of neuroscience : the official journal of the Society for Neuroscience. 29 (34), 10627-10637 (2009).
  4. Troy, C. M., et al. beta-Amyloid-induced neuronal apoptosis requires c-Jun N-terminal kinase activation. Journal of neurochemistry. 77 (1), 157-164 (2001).
  5. Crews, L., Rockenstein, E., Masliah, E. APP transgenic modeling of Alzheimer's disease: mechanisms of neurodegeneration and aberrant neurogenesis. Brain structure & function. 214 (2-3), 111-126 (2010).
  6. Gotz, J., Ittner, L. M. Animal models of Alzheimer's disease and frontotemporal dementia. Nature reviews. Neuroscience. 9 (7), 532-544 (2008).
  7. Calhoun, M. E., et al. Neuron loss in APP transgenic mice. Nature. 395 (6704), 755-756 (1998).
  8. Oakley, H., et al. Intraneuronal beta-amyloid aggregates, neurodegeneration, and neuron loss in transgenic mice with five familial Alzheimer's disease mutations: potential factors in amyloid plaque formation. The Journal of neuroscience : the official journal of the Society for Neuroscience. 26 (40), 10129-10140 (2006).
  9. Jean, Y. Y., et al. Caspase-2 is essential for c-Jun transcriptional activation and Bim induction in neuron death. The Biochemical journal. 455 (1), 15-25 (2013).
  10. Sotthibundhu, A., et al. Beta-amyloid(1-42) induces neuronal death through the p75 neurotrophin receptor. The Journal of neuroscience : the official journal of the Society for Neuroscience. 28 (15), 3941-3946 (2008).
  11. Kar, S., Quirion, R. Amyloid beta peptides and central cholinergic neurons: functional interrelationship and relevance to Alzheimer's disease pathology. Progress in brain research. 145, 261-274 (2004).
  12. Leranth, C., Frotscher, M. Organization of the septal region in the rat brain: cholinergic-GABAergic interconnections and the termination of hippocampo-septal fibers. The Journal of comparative neurology. 289 (2), 304-314 (1989).
  13. Fa, M., et al. Preparation of oligomeric beta-amyloid 1-42 and induction of synaptic plasticity impairment on hippocampal slices. Journal of visualized experiments : JoVE. (41), (2010).
  14. Paxinos, G., Franklin, K. B. J. The Mouse Brain in Stereotaxic Coordinates. , Second edn, Academic Press. (2001).
  15. Gage, G. J., Kipke, D. R., Shain, W. Whole animal perfusion fixation for rodents. Journal of visualized experiments : JoVE. (65), (2012).
  16. Currle, D. S., Monuki, E. S. Flash freezing and cryosectioning E12.5 mouse brain. Journal of visualized experiments : JoVE. (4), (2007).
  17. Jin, M., et al. Soluble amyloid beta-protein dimers isolated from Alzheimer cortex directly induce Tau hyperphosphorylation and neuritic degeneration. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 108 (14), 5819-5824 (2011).
  18. Lambert, M. P., et al. Diffusible, nonfibrillar ligands derived from Abeta1-42 are potent central nervous system neurotoxins. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 95 (11), 6448-6453 (1998).
  19. Masters, C. L., Selkoe, D. J. Biochemistry of amyloid beta-protein and amyloid deposits in Alzheimer disease. Cold Spring Harbor perspectives in medicine. 2 (6), a006262(2012).
  20. Chakrabarti, M., et al. Estrogen receptor agonists for attenuation of neuroinflammation and neurodegeneration. Brain research bulletin. 109C, 22-31 (2014).
  21. Cirrito, J. R., et al. In vivo assessment of brain interstitial fluid with microdialysis reveals plaque-associated changes in amyloid-beta metabolism and half-life. The Journal of neuroscience : the official journal of the Society for Neuroscience. 23 (26), 8844-8853 (2003).
  22. Puzzo, D., et al. Picomolar amyloid-beta positively modulates synaptic plasticity and memory in hippocampus. The Journal of neuroscience : the official journal of the Society for Neuroscience. 28 (53), 14537-14545 (2008).
  23. Puzzo, D., et al. Endogenous amyloid-beta is necessary for hippocampal synaptic plasticity and memory. Annals of. 69 (5), 819-830 (2011).
  24. Akpan, N., et al. Intranasal delivery of caspase-9 inhibitor reduces caspase-6-dependent axon/neuron loss and improves neurological function after stroke. The Journal of neuroscience : the official journal of the Society for Neuroscience. 31 (24), 8894-8904 (2011).
  25. Fulmer, C. G., et al. Astrocyte-derived BDNF supports myelin protein synthesis after cuprizone-induced demyelination. The Journal of neuroscience : the official journal of the Society for Neuroscience. 34 (24), 8186-8196 (2014).
  26. Thakker-Varia, S., et al. The neuropeptide VGF is reduced in human bipolar postmortem brain and contributes to some of the behavioral and molecular effects of lithium. The Journal of neuroscience : the official journal of the Society for Neuroscience. 30 (28), 9368-9380 (2010).
  27. Greferath, U., et al. Enlarged cholinergic forebrain neurons and improved spatial learning in p75 knockout mice. The European journal of neuroscience. 12 (3), 885-893 (2000).
  28. Brashear, H. R., Zaborszky, L., Heimer, L. Distribution of GABAergic and cholinergic neurons in the rat diagonal band. Neuroscience. 17 (2), 439-451 (1986).
  29. Clarke, D. J. Cholinergic innervation of the rat dentate gyrus: an immunocytochemical and electron microscopical study. Brain research. 360 (1-2), 349-354 (1985).
  30. Garcia-Osta, A., Alberini, C. M. Amyloid beta mediates memory formation. Learning & memory. 16 (4), 267-272 (2009).

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Réimpressions et autorisations

Mots-clés

Injection d amylo de b tagyrus dentd termination des coordonn esexposition du cr nepositionnement de l aiguilleproc dure d infusionprosenc phale basal
Infusion stéréotaxique des oligomères bêta-amyloïde dans les Hippocampus souris
Contactez-nous
Recommander à la bibliothèque

Confidentialité

Conditions d'utilisation

Politiques

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Tous droits réservés.