La capacité à modéliser les infections des voies urinaires (IVU) est cruciale pour pouvoir comprendre la pathogenèse bactérienne et favoriser le développement de nouvelles thérapies. L’objectif de ce travail est de démontrer des modèles murins d’infections urinaires expérimentales et d’infections urinaires associées à un cathéter qui récapitulent et prédisent les résultats observés chez l’homme.
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Article de méthode
Création et caractérisation de l'UTI et Cauti dans un modèle de souris
Dans cet article
Avis d’erratum
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Résumé
Résumé
Les infections des voies urinaires (IVU) sont très répandus, une cause importante de morbidité et sont plus résistantes aux traitements avec des antibiotiques. Les femmes sont beaucoup affligé par UTI: 50% de toutes les femmes auront une infection urinaire dans leur vie. En outre, 20-40% de ces femmes qui ont une première UTI subira une récidive avec certains souffrant de récidives fréquentes avec grave détérioration de la qualité de vie, la douleur et l'inconfort, la perturbation des activités quotidiennes, l'augmentation des coûts de soins de santé, et quelques options de traitement autres de prophylaxie antibiotique à long terme. Uropathogène Escherichia coli (UPEC) est l'agent causal primaire de la communauté acquise UTI. UTI du cathéter-associé (Cauti) est l'hôpital infection la plus fréquente acquis représente un million occurrences dans les États-Unis chaque année et les coûts de soins de santé dramatiques. Alors que UPEC est également la principale cause de Cauti, d'autres agents pathogènes sont d'une importance accrue, y compris Enterococcusfaecalis. Ici, nous utilisons deux modèles de souris bien établies qui récapitulent plusieurs des caractéristiques cliniques de ces maladies humaines. Pour UTI, un modèle C3H / HeN récapitule la plupart des caractéristiques de virulence UPEC observés chez les humains y compris les réponses de l'hôte, la formation IBC et filamentation. Pour Cauti, en utilisant un modèle souris C57BL / 6, qui conservent les implants cathéter de la vessie, a été montré pour être sensibles à E. faecalis infection de la vessie. Ces modèles représentatifs sont utilisés pour acquérir de nouvelles connaissances frappantes dans la pathogenèse de la maladie UTI, qui conduit à la mise au point de nouveaux traitements et stratégies de gestion ou de prévention.
Introduction
Infections des voies urinaires (IVU) sont l'une des infections bactériennes les plus courantes et peuvent être divisés en deux catégories basées sur le mécanisme d'acquisition, la communauté et nosocomiale acquise UTI. Les infections urinaires se produit souvent chez les femmes et des études, autrement sains acquis communautaire ont montré qu'environ 50% des femmes auront au moins une infection urinaire dans leur vie 1. En outre, la récidive est un problème majeur. Une femme qui a une infection aiguë initiale a une chance d'avoir une seconde infection dans les six mois malgré un traitement antibiotique approprié et de nombreuses femmes cont....
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Protocole
Déclaration éthique: Le Comité des études animales Université de Washington a approuvé toutes les infections et les procédures souris dans le cadre de numéro de protocole 20120216, qui a été approuvé et expire 11/01/2013 11/01/2016. Prise en charge globale des animaux était compatible avec le guide pour le soin et l'utilisation des animaux de laboratoire du Conseil national de recherches et le Guide des ressources Soins USDA animale. procédures d'euthanasie sont compatibles avec les "directives de l'AVMA pour l'euthanasie des animaux Edition 2013."
1. UPEC Protocole UTI, inoculation aiguille Préparation (Figure S1)
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Résultats
Les modèles intravésicale d'UTI associée simple et le cathéter fournissent des plates-formes flexibles pour élucider les mécanismes moléculaires de la pathogénie bactérienne, l'impact de ces maladies sur les tissus de l'hôte, et le développement et l'essai de nouvelles approches pour gérer ces infections courantes et coûteuses. Selon la souche de souris et pathogène, l'inoculation intravésicale peut être utilisée pour étudier les interactions hôte-pathogène à élucider les facteurs nécessaires pour l&.......
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Discussion
Communauté simple acquis UTI est une infection courante et coûteuse qui représente plusieurs millions de visites de soins primaires chaque année 46. En outre, CAUTIS sont une infection acquise de santé commun qui est devenu extrêmement coûteux pour les fournisseurs de soins de santé que les Centres de services Medicare et Medicaid ne rembourse les fournisseurs pour le coût supplémentaire de traitement résultant de l'hôpital acquis Cauti 45. Les modèles de souris de l'UTI, tant cystite et Ca.......
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Déclarations de divulgation
Les auteurs déclarent qu'ils ont aucun intérêt financier concurrentes.
Remerciements
Le financement de ce travail a été fourni par ORWH SCOR P50 DK064540, RO1 DK 051406, RO1 AI 108749-01, F32 DK 101171, et F32 DK 104516-01.
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Matériaux
| Nom | Entreprise | Numéro de catalogue | Commentaires |
|---|---|---|---|
| Matériel pour la préparation des cathéters et des aiguilles : | |||
| Aiguilles 30 G | BD Precision Glide | 305106 | 30 G x ½ ; (0,3 mm x 13 mm) |
| Tube en polyéthylène PE10 | BD | 427400 | Diamètre intérieur -0,011 po (0,28 mm) ; diamètre extérieur &ndash ; 0,024 po (0,61 mm) |
| RenaSIL 025 tube en silicone durci au platine | Braintree Scientific, Inc | SIL 025 | diamètre intérieur-0,012 x diamètre extérieur 0,025, bobine |
| Matériau pour les infections : | |||
| Isoflourane &ndash ; Isothesia | Butler Schein | 29405 | 250 ml |
| Verre transparent Pot à bords droits | Kimble Chase | 5413289V 21 | |
| Infuseur à thé en acier inoxydable | Schefs-Amazon | Premium Loose Leaf Tea Infuser By Schefs - Acier inoxydable - Grande capacité - | |
| Boules de coton non stériles | Fisherbrand | 22-456-880 | |
| 50 ml Tubes Falcon | VWR | 89039-660 | |
| Isotec 3 -vaporisateur | Ohmeda | 1224478 | |
| Ear punch | Fisher Scientific | 13-812-201 | (si nécessaire) |
| Solution de bétadine | bétadine | 10 % Povidie-iode solution topique | |
| Q-tips Fisher | Scientific | 22-037-924 | 6 pouces |
| Couches pour banc | Fisherbrand | 14206 63 | Coussinets absorbants (20" X36 pouces tapis) |
| Lubrifiant chirurgical | Surgilube | 0281-0205-36 | |
| Ciseaux de dissection | Outils pour les sciences fines, INC | 14084-08 | |
| Pince Micro-Adson | Outils pour les sciences fines, INC | 11018-12 | |
| Seringue de 1 ml | BD | 309659 | Pointe à tuberculine |
| Parafilm | Bemis | PM996 | 4 pouces x 125 PI |
| Rack Eppendorf | Fisherbrand | 05-541-1 | |
| Tubes Eppendorf | MIDSCI | AVX-T-17-C | |
| Prélèvement cathéters, vessies et reins : | |||
| Homogénéisateur | PRO Scientific INC | Bio-Gen Pro 200 | |
| 5 ml tube à fond rond en polypropylène | BD | 352063 | pour homogénéisation d’organes |
| Serviette en papier | Georgia-Pacific | ||
| Éthanol | Pharmco-AAPER | 11100020S | 200 proof |
| Costar&trade ; Polystyrène transparent 96-Well Plaques | Corning | 3788 | |
| 1x Phosphate sodium salin | Sigma-Aldrich | P3813 | |
| BRANSONIC Nettoyeur à ultrasons 1210 | Branson Ultrasonics Corporation | 1210 | |
| IBC matériaux : | |||
| Plaque d’essai de culture tissulaire à 6 puits | Techno Plastic Products | 92006 | |
| Pins | Fine Science Tools | 26002-20 | |
| Sylgard 184 | Dow Corning | 3097358-1004 | Kit d’élastomère de silicone |
| X-gal (5-bromo-4-chloro-3-indolyl-b-D-galactoside) | Invitrogen | 15520-034 | |
| N, N-diméthylformamide | Sigma Aldrich | D4551 | |
| MgCl2 (Chlorure de magnésium) | Sigma Aldrich | M8266 | |
| Désoxycholate de sodium | Sigma Aldrich | D6750 | |
| Nonidet-P40 | Roche | 11754599001 | Octylphenolpoly(ethyleneglycolether)n |
| Hexacyanoferrate de potassium(II) trihydraté (K-ferrOcyanure) | Sigma Aldrich | P3289 | |
| Hexacyanoferrate de potassium(III) (K-ferrIcyanure) | Sigma Aldrich | 60299 | |
Références
- Foxman, B. Epidemiology of urinary tract infections: incidence, morbidity, and economic costs. Dis Mon. 49, 53-70 (2003).
- Foxman, B., et al. Risk factors for second urinary tract infection among college women. American journal of ....
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Réimpressions et autorisations
Erratum
Formal Correction: Erratum: Establishment and Characterization of UTI and CAUTI in a Mouse Model
Posted by JoVE Editors on 8/18/2017. Citeable Link.
An erratum was issued for: Establishment and Characterization of UTI and CAUTI in a Mouse Model. The Protocol section has been updated.
The ethics statement has been updated from:
Ethics statement: The Washington University Animal Studies Committee approved all mouse infections and procedures as part of protocol number 20120216, which was approved 01/11/2013 and expires 01/11/2016. Overall care of the animals was consistent with The guide for the Care and Use of Laboratory Animals from the National Research Council and the USDA Animal Care Resource Guide. Euthanasia procedures are consistent with the “AVMA guidelines for the Euthanasia of Animals 2013 edition.”
to:
Ethics statement: The Washington University Animal Studies Committee approved all mouse infections and procedures as part of protocol number 20150226, which expires 12/10/2018. Overall care of the animals was consistent with The Guide for the Care and Use of Laboratory Animals from the National Research Council and the USDA Animal Care Resource Guide. Euthanasia procedures are consistent with the “AVMA guidelines for the Euthanasia of Animals 2013 edition.”
Step 3 has been updated from:
3. Bacterial Inoculation
- Clean the workstation with 70% ethanol and cover area with absorbent paper (or use sterile flow hood).
- Draw up to 0.9 ml of the prepared bacterial inoculum into a 1 ml (TB) syringe (remove air bubbles). Attach a prepared sterile inoculation needle with PE10 tubing, onto the syringe containing the inoculum, then sterilely trim the polyethylene tubing.
NOTE: Leave 1 mm of tubing above the tip of the needle to avoid puncturing the bladder. - Cut a 1 inch square piece of parafilm and put a dab of surgical lubricant (approximately the size of a dime) on top.
- Anesthetize female C3H/HeN mice by putting them in a 32 ounce glass jar containing a tea-infuser ball with cotton balls soaked with 3 ml of isoflurane or vaporizer chamber (following manufactures protocol) until unconscious but still breathing normally (1 breath/sec).
NOTE: Some IACUC committees do not approve the use of a jar or vaporizer. Please follow the indication of the IACUC committee of your institution.
NOTE: If glass jar with tea-ball and/or nose cone with isoflurane-soakd cotton balls are used, the animal must be carefully observed to avoid anesthetic overdose and death. The advantage of using a vaporizer and anesthesia chamber is that it provides controlled isoflurane administration that avoids accidental overdoses. CAUTION: Isoflurane is an inhalation anesthetic. Use in a well-ventilated area and minimize inhalation. - Remove the mouse from the jar/vaporizer and place it on its back on a paper towel and spread the legs.
- Cover the nose of the mouse with a nose cone (a tube connected to the vaporizer that provides a controlled isoflurance dose that comes equipped on some vaporizer units) or 50 ml conical tube with a cotton ball containing a small amount (approximately 1-2 ml) of isoflurane.
- Gently palpitate the bladder to induce urination and ensure a voided bladder. Wipe the periurethral area with 100% ethanol wipe. Dab the inoculation needle/syringe, point first, into the surgical lubricant.
- Inoculate each mouse with 50 µl of the bacteria solution by inserting the inoculation needle transurethrally, approximately 12 mm, and pressing down on the syringe plunger gently to dispense the inoculum into the bladder gently (10 µl/sec). Remove the inoculation needle from the mouse.
NOTE: Immediate return of inoculum at the urethral opening when beginning to inoculate indicates improper or incomplete insertion of the needle. - Remove the mouse from nose cone and return it to its cage. Repeat steps 3.3-3.8 for each mouse. When/if switching inoculum conditions/strains, dispose of the syringe and inoculation needle in an approved sharps container and start again step 3.2.
NOTE: Inoculation with uropathogenic organisms generally does not cause severe pain symptoms. However, in rare instances, administering large doses of pathogens may cause fever, reduction in food and water intake and abnormal behavior. Animal health should be monitored throughout the experiment. If overt pain symptoms are notice, an analgesic, such as Buprenorphine (0.05−0.1 mg/kg given subcutaneously), can be applied. Procedures should be in accordance with each institution’s IACUC.
to:
3. Bacterial Inoculation
- Clean the workstation with 70% ethanol and cover area with absorbent paper (or use sterile flow hood).
- Draw up to 0.9 ml of the prepared bacterial inoculum into a 1 ml (TB) syringe (remove air bubbles). Attach a prepared sterile inoculation needle with PE10 tubing, onto the syringe containing the inoculum, then sterilely trim the polyethylene tubing.
NOTE: Leave 1 mm of tubing above the tip of the needle to avoid puncturing the bladder. - Cut a 1 inch square piece of parafilm and put a dab of surgical lubricant (approximately the size of a dime) on top.
- Anesthetize female C3H/HeN mice by putting them in a vaporizer chamber (following manufactures protocol) until unconscious but still breathing normally (1 breath/sec).
NOTE: Some IACUC committees do not approve the use of a vaporizer. Please follow the indication of the IACUC committee of your institution.
CAUTION: Isoflurane is an inhalation anesthetic. Use in a well-ventilated area and minimize inhalation. - Remove the mouse from the vaporizer and place it on its back on a paper towel and spread the legs.
- Cover the nose of the mouse with a nose cone (a tube connected to the vaporizer that provides a controlled isoflurance dose that comes equipped on some vaporizer units) to maintain anesthetization.
- Gently palpitate the bladder to induce urination and ensure a voided bladder. Wipe the periurethral area with 100% ethanol wipe. Dab the inoculation needle/syringe, point first, into the surgical lubricant.
- Inoculate each mouse with 50 µl of the bacteria solution by inserting the inoculation needle transurethrally, approximately 12 mm, and pressing down on the syringe plunger gently to dispense the inoculum into the bladder gently (10 µl/sec). Remove the inoculation needle from the mouse.
NOTE: Immediate return of inoculum at the urethral opening when beginning to inoculate indicates improper or incomplete insertion of the needle. - Remove the mouse from nose cone and return it to its cage. Repeat steps 3.3-3.8 for each mouse. When/if switching inoculum conditions/strains, dispose of the syringe and inoculation needle in an approved sharps container and start again step 3.2.
NOTE: Inoculation with uropathogenic organisms generally does not cause severe pain symptoms. However, in rare instances, administering large doses of pathogens may cause fever, reduction in food and water intake and abnormal behavior. Animal health should be monitored throughout the experiment. If overt pain symptoms are notice, an analgesic, such as Buprenorphine (0.05−0.1 mg/kg given subcutaneously), can be applied. Procedures should be in accordance with each institution’s IACUC.
