Hémodynamique Caractérisation des modèles rongeurs de l'hypertension artérielle pulmonaire

Résumé

L’hypertension artérielle pulmonaire (HTAP) est une maladie des artérioles pulmonaires qui conduit à leur oblitération et au développement d’une insuffisance ventriculaire droite. Les modèles de rongeurs de l’HTAP sont essentiels pour comprendre la physiopathologie de l’HTAP. Ici, nous démontrons la caractérisation hémodynamique, avec cathétérisme cardiaque droit et échocardiographie, chez la souris et le rat.

Résumé

L’hypertension artérielle pulmonaire (HTAP) est une maladie rare du système vasculaire pulmonaire caractérisée par l’apoptose des cellules endothéliales, la prolifération des muscles lisses et l’oblitération des artérioles pulmonaires. Cela entraîne à son tour une insuffisance ventriculaire droite (VD), avec une morbidité et une mortalité importantes. Les modèles de rongeurs de l’HTAP, chez la souris et le rat, sont importants pour comprendre la physiopathologie sous-jacente à cette maladie rare. Notamment, différents modèles d’HTAP peuvent être associés à différents degrés d’hypertension pulmonaire, d’hypertrophie du rotavirus et d’échec du rotavirus. Par conséquent, une caractérisation hémodynamique complète des souris et des rats atteints d’HTAP est essentielle pour déterminer les effets des médicaments ou des modifications génétiques sur la maladie.

Ici, nous démontrons des procédures standard pour l’évaluation de la fonction ventriculaire droite et de l’hémodynamique dans des modèles d’HTAP chez le rat et chez la souris. L’échocardiographie est utile pour déterminer la fonction du VD chez les rats, bien qu’il soit difficile d’obtenir des vues standard du ventricule droit chez la souris éveillée. L’accès pour le cathétérisme cardiaque droit est obtenu par la veine jugulaire interne chez les souris et les rats à poitrine fermée. Les pressions peuvent être mesurées à l’aide d’un tube en polyéthylène équipé d’un transducteur de pression de fluide ou d’un cathéter de pression miniature à micromanomètre. L’analyse de l’anse pression-volume peut être effectuée dans la poitrine ouverte. Après avoir obtenu l’hémodynamique, le rongeur est euthanasié. Le cœur peut être disséqué pour séparer la paroi libre du ventricule gauche (VG) et du septum, ce qui permet d’évaluer l’hypertrophie du rotavirus à l’aide de l’indice de Fulton (RV/(LV+S)). Ensuite, des échantillons peuvent être prélevés dans le cœur, les poumons et d’autres tissus si nécessaire.

Introduction

L'hypertension artérielle pulmonaire (HTAP) est une maladie du système vasculaire pulmonaire associée à une infiltration de cellules inflammatoires, prolifération du muscle lisse et l'apoptose des cellules endothéliales. Ces changements se traduisent par l'oblitération des artérioles pulmonaires, conduisant ensuite à ventriculaire droite (RV) dysfonction et l'insuffisance cardiaque. Afin de comprendre la physiopathologie sous - jacente des HAP et l' échec de RV dans l' HTAP, un certain nombre de modèles différents, y compris les modèles génétiques et pharmacologiques pour étudier cette maladie ont été développés (revue ailleurs ^1,2).

Parmi ces modèles, les plus populaires sont induite par l'hypoxie (Hx) PAH chez la souris et le monocrotaline (MCT) et SU5416-hypoxie (SuHx) modèles chez le rat. Dans le modèle Hx de la souris, les souris sont exposées à une hypoxie de 4 semaines (soit normobares ou hypobare, ce qui correspond à une altitude de 18000 pieds avec une FiO2 de 0,10), avec le développement résultant de la prolifération médiale, une augmentation RV SYSTpressions PFR et le développement de l' hypertrophie RV ^3. MCT à une dose unique de 60 mg / kg dans les résultats des blessures aux cellules endothéliales pulmonaires par un mécanisme pas certain que résulte alors dans le développement de l' HTAP ^4. SU5416 est un inhibiteur des récepteurs vasculaires endothéliales de facteurs de croissance (VEGFR) 1 et 2 bloqueur, et le traitement avec une seule injection sous-cutanée de 60 mg / kg suivie d'une exposition à l'hypoxie chronique pendant 3 semaines des résultats dans l'hypertension artérielle pulmonaire permanente avec des changements pathologiques similaires à celui observé dans la maladie humaine, avec la formation de lésions vasculaires oblitérantes ^5. Au cours des dernières années, plusieurs modèles de souris transgéniques pour l'hypertension pulmonaire ont été développés. Ceux - ci comprennent KO et mutations du récepteur de la protéine morphogénétique osseuse 2 (BMPR2), que les mutations du gène BMPR2 se trouvent dans les deux formes familiales et idiopathiques de l' HTAP, l' hème oxygénase-1 KO et IL-6 surexpression (revue ailleurs ^1,2).

Ces différents modèles de rongeurs de PH ont différents niveaux de l'hypertension artérielle pulmonaire, RV hypertrophie et l'insuffisance RV. Alors que l'hypoxie et divers modèles de souris transgéniques entraînent des HAP beaucoup plus doux que le modèle de rat , soit ^1, elle permet l' essai de différentes mutations génétiques et de leurs voies de signalisation associées moléculaires. Le modèle du TCM ne résulte de l'HTAP sévère, bien que MCT semble être toxique pour les cellules endotheliales dans des tissus multiples ^4. Le modèle SuHx se caractérise par vasculaire change plus similaire à celle observée dans l'HTAP idiopathique chez l'homme, bien que nécessite à la fois la manipulation et de l'hypoxie exposition pharmacologique. En outre, dans tous ces modèles, il peut y avoir une déconnexion entre les changements histopathologiques, pressions pulmonaires et la fonction RV associés au développement de l'HTAP. Ceci est en contraste avec la maladie humaine, où il existe généralement une relation proportionnelle entre les changements histopathologiques, la gravité de pulmonhypertension ary et le degré d'insuffisance de RV. Ainsi, une caractérisation complète de ces modèles de rongeurs de PH est nécessaire, et implique des évaluations de la fonction RV (généralement par échocardiographie), hémodynamique (par cathétérisme cardiaque) et l'histopathologie du cœur et des poumons (à partir de la récolte des tissus).

Dans ce protocole, nous décrivons les techniques de base utilisées pour la caractérisation hémodynamique des modèles de HAP chez le rat et la souris. Ces techniques générales peuvent être appliquées à toute étude du ventricule droit et de la vascularisation pulmonaire et ne se limite pas aux modèles de HAP. Visualiser le RV par échocardiographie est relativement simple chez les rats, mais il est plus difficile chez les souris en raison de leur taille et de la géométrie complexe de la RV. En outre, certains substituts utilisés pour quantifier la fonction RV, comme TAPSE, artère pulmonaire (PA) Temps d'accélération et de PA Doppler forme d'onde entaillage, ne sont pas bien validées chez l'homme et sont en corrélation que faiblement avec l'évaluation de puhypertension lmonary et la fonction de RV par hémodynamique invasives. Détermination de l'hémodynamique RV est le mieux fait avec un thorax fermé, afin de maintenir les effets d'une pression intrathoracique négative avec l'inspiration, bien ouverte cathétérisme poitrine avec un cathéter d'impédance permet de déterminer la pression volume (PV) des boucles et une caractérisation hémodynamique plus détaillée . Comme pour toute procédure, le développement de l'expérience avec les procédures est essentielle au succès expérimental.

Protocole

Toutes les procédures décrites suivent les directives de protection des animaux de l'école de médecine de l'Université Duke.

1. Avant de commencer la procédure

Remarque: Avant toute procédure d'animaux, veiller à ce que l'autorisation institutionnelle appropriée a été obtenue. Comme avec toutes les procédures, utiliser des médicaments de la douleur appropriée pour assurer qu'il n'y a pas de souffrance animale.

1. cathéters Rincer avec une solution saline stérile hépariné (100 U / ml) pour assurer la perméabilité. Marquer un point à partir de la pointe du cathéter équivalente à la longueur du cœur au milieu du cou (environ 4 cm pour les rats et 2 cm pour les souris).
2. Anesthetize la souris ou le rat. Choix d'anesthésie comprennent isoflurane (3-4% l' induction, l' entretien de 1,5% mélangée avec 100% d' oxygène), la kétamine / xylazine (80-120 / 10 mg / kg) et de pentobarbital (40-80 mg / kg) ^6.
   1. Par exemple, avec de la kétamine: xylazine (80-120 mg / kg: 10-16 mg / kg IP pour les souris et 80-100 mg / kg: 5-10 mg / kg IP pour les rats), une seule dose dure 20-50 min de l'anesthésie. Pour échocardiographie, anesthésier la souris ou rat avec de l'isoflurane (3-4% pour l'induction et de 1,5% pour la maintenance). Évaluer profondeur de l'anesthésie en pinçant le rongeur dans la zone chirurgicale pour confirmer que les réflexes de retrait sont absents. Utilisez une pommade vétérinaire sur les yeux pour prévenir la sécheresse sous anesthésie.
      Remarque: les agents anesthésiques différents peuvent être utilisés pour obtenir des résultats fiables avec l' utilisation et l' optimisation appropriée (revue ailleurs ^6). Notre préférence pour le cathétérisme est d'utiliser la kétamine: xylazine. Overdose avec de la kétamine / xylazine peut profondément diminuer la fréquence cardiaque et la fonction cardiaque, il est donc essentiel de maintenir une température adéquate et le contrôle respiratoire. Pour maintenir la fréquence cardiaque (> 400 / min) chez la souris, nous effectuons régulièrement vagotomie bilatérale. La quantité de kétamine / xylazine ici sera 20-30 typiquement dernière minute, ce qui est suffisant pour effectuer soit ouvert ou cathétérisme cardiaque-thoracique fermée suivieeuthanasier l'animal.
3. Préparer le rat / souris pour la procédure chirurgicale (figure 1).
   1. Rasez la fourrure de la poitrine (pour permettre l'échocardiographie) et de la région chirurgicale, dans le droit du cou.
   2. Frotter les régions chirurgicales rasés avec un balayage circulaire du centre vers l'extérieur en utilisant la bétadine, suivie par le nettoyage avec un tampon imbibé d'alcool à 70%.
   3. Placer l'animal sur une plate-forme chirurgicale avec un coussin chauffant en dessous. Réglez le niveau de chauffage pour maintenir une température corporelle de 37 à 37,5 ° C. Surveiller la température du corps d'une sonde rectale. L'hypothermie peut entraîner une bradycardie et hyperthermie résultats significatifs dans la tachycardie significative.

2. échocardiographie

Remarque: Une description complète des rongeurs échocardiographie est décrit ailleurs ^7. Pour la souris, avant l'anesthésie, les images peuvent être obtenues sur le éveillé, animal retenu manuellement. Chez le rat,l'anesthésie avant l'échocardiographie est préférable que les rats sont trop grands pour être retenu manuellement pendant la veille).

1. Parasternale long axe (PLAX) Voir.
   1. Placer l'animal dans une position couchée sur le dos sur la plate-forme ou freiner manuellement.
   2. Sélectionnez le mode B pour projeter une image 2D en direct.
   3. Aligner le transducteur à ultrasons avec une fréquence de 40 MHz pour les souris ou 25 MHz pour les rats à la ligne parasternale gauche, puis tourner le transducteur dans le sens antihoraire 30 ° avec l'indicateur de sonde pointant dans la direction caudale (5 heures-11 heures position de la ligne) . Angle du transducteur légèrement (bascule le long de l'axe court du transducteur dans le même plan tomographique) pour obtenir une vue de la chambre LV plein dans le centre de l'écran.
   4. Recherchez et voir ces structures anatomiques (figure 2A): la lumière du ventricule gauche (VG); septum interventriculaire (IVS); la lumière du ventricule droit (VD); Aorte ascendante (AO); et gauche atrium (LA).
   5. Basculer en mode M, une fois ces structures ci-dessus sont clairement visualisées. Placez la ligne de l' indicateur à travers la partie la plus large de lumière BT par AO comme point de référence et aussi faire le mensonge de la profondeur de mise au point dans le centre de LV Chambre (figure 2B). Effectuer des mesures similaires de la RV en changeant angulation du transducteur et à obtenir des mesures en mode M.
   6. Utilisez magasin de cine pour créer une vidéo en boucle pour enregistrer les données de mesure hors ligne (LV chambre dimension, FS et LV épaisseur de paroi).
   7. Obtenir un tracé doppler de la sortie de l' aorte en mode Doppler PW en plaçant le curseur PW dans l'aorte et l' enregistrement (figure 2C).
2. Parasternale court axe View (PSAX) au niveau de l'aorte.
   1. Passer en mode B.
   2. Tourner le transducteur de 90 ° dans le sens horaire de la vue parasternale long axe pour obtenir le petit axe parasternale (Figure 3). Déplacer et l'angle du transducteur vers le crâne d'identify la valve aortique section transversale vue.
   3. Identifier la sortie du ventricule droit (RVOT) comme une structure en forme de croissant localisée à la partie supérieure droite de l'aorte, a continué avec feuillets de la valve pulmonaire et l'artère pulmonaire.
   4. Tenez stable à la même position manuellement. Passer en mode Doppler PW.
      Remarque: Une plate-forme de station pour maintenir le rongeur et la sonde peut être utilisée pour minimiser le mouvement et la variation de la position du transducteur.
   5. Placer l' extrémité proximale du volume d'échantillon au niveau de la valve pulmonaire dans le centre de la droite de chasse du ventricule, puis positionner le curseur parallèlement à la direction de l' écoulement sanguin à travers le vaisseau (figure 3B).
      Remarque: il est important de régler l'angle d'échantillonnage à la direction de l'écoulement de sang ou d'utiliser le logiciel d'ultrasons pour corriger une variation de l'angle. Sans correction, l'angle maximal dans le récipient est de 30 °, ce qui correspond à environ 15% sous-estimation de la vitesse.
   6. Adjust l'échelle (la vitesse du flux sanguin) que nécessaire pour obtenir une "bonne" enveloppe de Doppler, qui a des frontières blanches et un creux à l' intérieur indiquant le flux sanguin laminaire sombre (figure 3C). Enregistrez le tracé Doppler.
      Note: Un "mauvais" enveloppe Doppler ne peut pas accueillir des bordures blanches suffisantes et un creux sombre.
   7. Si le cathétérisme est pas effectuée à ce stade, de permettre le rongeur de récupérer si l'anesthésie a été utilisée. Ne laissez pas le rongeur sans surveillance jusqu'à ce qu'il ait repris connaissance suffisante pour maintenir décubitus sternale et ne retourne pas à la compagnie d'autres animaux jusqu'à ce qu'il soit complètement rétabli. Si le cathétérisme est effectué, passez à la section 3.

3. Droit Coeur cathétérisme

1. approche fermée poitrine pour la mesure de la pression RV
   1. Installer:
      1. Connecter le capteur de pression sur le canal d'entrée 1. Dans le logiciel, réglez le canal 1 pour la pression et channel 2 de la fréquence cardiaque.
      2. Pour convertir les unités en mmHg, enregistrer la trace de référence, effectuer un étalonnage de pression manuellement à l'aide d'une jauge de pression (si vous utilisez un capteur de pression sanguine et PE tube). Ensuite, effectuer la conversion des unités sous le canal 1.
      3. Pour définir la fréquence cardiaque, éteignez l'entrée du canal 2. Sélectionnez des mesures cycliques sous le canal 2 et choisissez le canal 1 pour la source et le taux pour la mesure.
   2. Placez la souris / rat sous un microscope de dissection avec la mise au point en profondeur et un grossissement de 5x.
   3. Inciser la peau de la mâchoire inférieure du sternum (figure 1). Placer une paire d'écarteurs de chaque côté de l'incision pour exposer complètement la zone cervicale.
   4. Carrément disséquer pour séparer les glandes salivaires pour exposer la jugulaire externe droite veine en utilisant bien émoussées pointe pince (figure 4A, B).
   5. isoler soigneusement la veine jugulaire externe droite du tissu conjonctif environnant.
   6. Placez deux morceaux de suture de soie (4-0 pour les rats; 6-0 pour les souris) sous la veine jugulaire externe droite, ligaturer la veine distalement (aussi proche de la mandibule que possible), puis attacher un noeud lâche proximalement ( La figure 4C).
   7. Utilisez iris ciseaux pour faire un petit "nick" (coupe) à proximité du noeud lié distal.
   8. Tenez le cathéter avec une pince et insérer le cathéter dans la découpe de la veine, puis serrer le noeud proximal.
      Note: On utilise habituellement le polyéthylène (PE) -10 tube (~ 2 de dimensions Fr) pour les souris et PE-50 (~ 3 Fr taille) pour le rat, qui est relié au transducteur de pression régulière à travers une aiguille de calibre 31 G ou 21 et calibré. Marquez le cathéter avec un marqueur à une longueur correspondant à peu près au placement de la pointe dans le ventricule droit. A titre d'alternative à la tubulure PE, un cathéter peut être utilisé micromanomètre. Doucement tirant sur le noeud distal peut aider à introduire le cathéter.
   9. Poussez doucement le cathéter dans le cœur droit et le moniteurla profondeur de l'avancement en fonction de la marque. Surveiller la courbe de pression dans le logiciel pour vérifier la position du cathéter et déterminer la pression du VR (figure 5).
   10. Gardez le cathéter immobile et recueillir les données (données de bascule d'enregistrement à côté du bouton Démarrer) pendant 2 min.
   11. Passez à échantillonner collection (section 4).
2. Approche ouverte poitrine pour RV PV Boucle analyse.
   Nota: L'analyse de la boucle PV du ventricule droit ne peut être réalisé avec une approche à thorax fermé en raison de la rigidité du cathéter de conductance, qui ne passe pas à partir de la VCS à l'AR. Disponibles dans le commerce des cathéters de conductance sont conçus pour l'analyse de la boucle LV PV.
   1. Dans le logiciel mis le canal 1 pour la conductance; Canal 2 pour la pression; et le canal 3 de la fréquence cardiaque.
   2. Intuber les rats avec un G Teflon tube 16 et raccorder le tube à un ventilateur mécanique. Calculer et régler les paramètres de ventilation pour les souris ou les rats en utilisant le suiviformules ING ^6: volume courant (V _t, ml) = 6,2 x ^1,01 M ^(M = masse animale, kg); la fréquence respiratoire (RR, min ^-1) = 53,5 x M ^-0.26 (figure 6A).
   3. Étaler 70% d'alcool sur la fourrure pour réduire la propagation de la fourrure sur le champ opératoire.
   4. Faire une incision sous le processus xiphoïde et bilatéralement disséquer la peau avec des ciseaux vers le flanc.
   5. Couper à travers la paroi abdominale et ouvrir la cavité abdominale par dissection bilatérale le long de la membrane.
   6. Ouvrez le diaphragme pour exposer la pointe du cœur et bilatéralement couper la cage thoracique (figure 6A). Empêcher l'évaporation et le séchage du tissu en pulvérisant une solution saline dans les cavités thoraciques et péritonéaux à l'aide d'une seringue.
      Note: Nous utilisons habituellement une paire de ciseaux de dissection pour ouvrir la cavité et la cage thoracique abdominale. Le saignement est généralement pas significative, mais s'il y a un saignement, électrocoagulation peut être utilisé.
   7. e isolat soigneusemente veine cave inférieure (VCI) à partir du tissu conjonctif environnant.
   8. Placez un morceau de suture de soie (4-0 pour les rats; 6-0 pour les souris) autour de l'IVC, puis attacher un noeud lâche (ou enfiler la suture à travers un G Teflon tube 16) (figure 6B).
   9. Piquer la paroi libre de RV apicale avec une aiguille de calibre 27-30 parallèle à la paroi libre de RV et retirer l'aiguille. Veillez à ne pas pousser l'aiguille dans plus de 4 mm.
      Remarque: En variante, un petit morceau de tube PE-60 peut être utilisé pour guider la ponction du cathéter de la conductance dans le sommet du VR.
   10. Insérer la pointe conductance du cathéter à travers le couteau enroulé sur la paroi libre de RV apical jusqu'à ce que toutes les électrodes sont à l' intérieur du ventricule (Figure 6C).
   11. Surveiller la boucle de volume de pression dans le logiciel, puis ajuster la position du cathéter pour obtenir des boucles en forme cohérente qui ne démontrent pas de variation respiratoire significative (Figure 7B, C).
   12. Recordbase PV boucles (données à bascule d'enregistrement à côté du bouton Démarrer) pendant au moins 10 secondes pour obtenir un certain nombre de PV boucles.
   13. Tirer le fil de suture placé autour de l'IVC pour modifier les précontraintes et enregistrer les boucles PV. Analyser les données hors ligne et d'en tirer divers paramètres de la fonction RV systolique (Figure 7D). Cette analyse a été décrite précédemment ^8.
       Remarque: IVC peut aussi être obturée par une pince. Surveiller la trace de pression RV pour confirmer la réduction de la précharge.
   14. Réaliser une solution saline et cuvettes calibrages comme décrit précédemment pour permettre une conversion d'unités de conductance à des unités de volume ^6.
   15. Après l'enregistrement des données, tirez doucement le cathéter et placez la pointe du cathéter immédiatement dans un bain d'eau avec une solution saline. Après avoir terminé, nettoyer le cathéter selon les instructions du fabricant.

4. Prélèvement des échantillons cardiaques et pulmonaires

Remarque: Comme les procédures ici unre décrit comme terminal, l'animal doit être euthanasié après soit fermées ou à thorax ouvert cardiaque droite cathétérisme.

1. Euthanasier la souris en ouvrant le thorax (thoracotomie bilatérale) si une approche à thorax fermé a été utilisé, exsanguination, ou en éteignant le ventilateur après un surdosage anesthésique.
   Remarque: La dislocation cervicale est pas recommandée.
2. Pour effectuer l' inflation perfusion du poumon, raccorder le tuyau d'inflation sur un ringstand mis à gonfler les poumons avec une pression de 20 cmH ₂ O (mais ne pas ouvrir encore la valve pour gonfler les poumons).
3. Carrément disséquer la trachée du muscle et du tissu conjonctif environnant.
4. Placez un morceau de suture de soie (4-0 pour les rats; 6-0 pour les souris) autour de la trachée, puis faites un noeud lâche.
5. Étirez délicatement la trachée en appuyant sur la tête et faire une coupe (70% de la circonférence) près de la mandibule.
6. Gardez le léger étirement et insérez la canule trachéale (20 G pour les souris ou 16 G pour les rats).Fixer la canule à l'aide du fil de suture. Branchez la canule sur le tube de gonflage et attacher la suture autour de la canule pour empêcher le reflux de fixateurs.
7. Rincer les poumons avec du PBS en utilisant une seringue de 10 ml de poignarder la paroi libre de RV et injecter vers l'artère pulmonaire. Nick l'oreillette gauche une fois que les poumons commencent à blanchir.
8. Récolter le cœur en coupant à la racine de l'aorte.
9. Fixer le lobe inférieur droit du poumon en utilisant un hémostatique de moustiques et de réduire le lobe inférieur droit. Placez les morceaux dans des tubes à centrifuger et enclenchez gel dans de l'azote liquide.
10. Gonfler les poumons avec 10% de formol tamponnée neutre pendant 5 minutes, et retirer la canule de la trachée suivie d'une ligature de la trachée.
11. Disséquer le poumon sur le thorax et le fixer avec 10% de formol tamponné neutre.
    Remarque: Vous pouvez également gonfler les poumons avec les médias de coupe optimale (OCT, dilué 1: 1 avec du PBS) et geler en octobre non dilué pour la préparation ultérieure des coupes congelées.
12. Avec attentionséparer les oreillettes des ventricules et d'isoler la paroi du ventricule droit sans en disséquant le long du septum interventriculaire.
13. Peser le RV et LV + septum (LV + S) pour calculer un indice Fulton (RV / LV + S) ^9, qui quantifie le degré de RV hypertrophie.
    Note: Indice TheFulton varie selon les modèles de PH. Rat ^10: contrôle, 0,28 ± 0,01; induite par l'hypoxie, 0,57 ± 0,02; TCM-traitée, 0,51 ± 0,03. C57BL6 / J souris ^11: contrôle, 0,26 ± 0,01; SuHx (14 jours), 0,40 ± 0,02; SuHx (21 jours), 0,43 ± 0,01; SuHx (28 jours), 0,44 ± 0,03.
14. Snap geler la RV et LV + S dans de l'azote liquide ou fixer à 10% de formol tamponné neutre.

Résultats

Comme cathétérisme cardiaque droit chez les rongeurs est typiquement une procédure terminale qui ne sont pas applicables à un suivi longitudinal, l' échocardiographie est une excellente alternative non invasive pour le dépistage et le suivi ^12. Alors que la pression systolique de l'artère pulmonaire dans l'HTAP humaine sur échocardiographie est généralement dérivé de régurgitation tricuspide qui est généralement simple à obtenir dans la vue apicale, un tel point de vue ne soit pas fiable obtenue chez les rong...

Discussion

Les protocoles décrits ici décrivent une caractérisation complète de l’hémodynamique et de la fonction ventriculaire droite dans des modèles de rongeurs d’hypertension pulmonaire. Bien que le cathétérisme cardiaque droit décrit ici soit une procédure terminale, la mortalité associée à l’échocardiographie est minime, ce qui permet le dépistage et le suivi de la progression de la maladie. Cependant, à l’instar des patients atteints d’HTP ayant une mortalité nettement accrue avec l’anesthésie¹⁷, d’après notre exp...

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article

Nom	Entreprise	Numéro de catalogue	Commentaires
Système d’imagerie Vevo 2100 (120 V)	VisualSonics, inc.  ;	VS-11945
Station d’imagerie Vevo 2100	VisualSonics, inc.  ;
Transducteurs mécaniques haute fréquence	VisualSonics, inc.  ;	MS250, MS550D, MS400
Gel à ultrasons Parker  ;	Laboratories Inc.  ;	01-08
PowerLab 4/35	ADInstruments	ML765
Labchart 8	ADInstruments
Transducteur BP avec robinet d’arrêt et câble	ADInstruments	MLT1199
Kit d’étalonnage de transducteur BP	ADInstruments	MLA1052
Mikro-Tip Cathéter de pression pour souris	Millar	SPR-1000	Cathéter alternatif disponible chez Scisense FT111B (souris) et FT211B (rat)
Sonde de pression Mikro-Tip pour rat	Millar	SPR-513	Cathéter alternatif disponible chez Scisense FT111B (souris) et FT211B (rat)
Millar Mikro-Tip  ; Cathéter à boucle PV ultra-miniature pour souris	Millar	PVR-1035	Cathéter alternatif disponible chez Scisense FT112 (souris)
Millar Mikro-Tip cathéter à boucle PV ultra miniature pour rats	Millar	SPR-869	Cathéter alternatif disponible chez Scisense FT112 (souris)
Système PV Millar MPVS-300  ;	Millar	MPVS-300
4-0 Silk Black Braid 100 Yard Spool	Roboz Surgical	SUT-15-2
6-0 Silk Black Braid 100 Yard Spool	Roboz Surgical	SUT-14-1
Ciseaux à iris, Delicate, Integra Miltex	VWR	21909-248
VWR Ciseaux de dissection, Pointe pointue / émoussée	VWR	82027-588
VWR Ciseaux délicats, 4 1/2"	VWR	82027-582
Hémostats à deux étoiles, Excelta	VWR	63042-090
Formol à tampon neutre	VWR	89370-094
Crotaline	Sigma	C2401
SU5416	Tocris Biosciences	3037
3.5X-45X Boom Stand Trinocular Zoom Stereo Microscope  ;	AmScope	SM-3BX
PE (Tube en polyéthylène)-10	Braintree Scientific Inc	PE10 36 FT
PE (Tube en polyéthylène)-50	Braintree Scientific Inc	PE50 36 FT
PE (Tube en polyéthylène)-60	Braintree Scientific Inc	PE60 Unité
	Kent Scientific	ACV-1205S
Plate-forme chirurgicale multifonctionnelle Surgisuite	Kent Scientific	Surgisuite
Set d’écarteur	Kent Scientific	SURGI-5002
Chambre d’induction d’anesthésie	VetEquip	941443
Anesthésie Cartouche filtrante en gaz	Kent Scientific	ACV-2001
Cône de nez pour rongeurs	VetEquip	921431