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Article de méthode

Modélisation des étapes précoces de cancer de l'ovaire Diffusion dans une culture organotypique de la cavité péritonéale humain

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DOI :

10.3791/53541

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31 décembre 2015

 ,  ,  , 
1Department of Obstetrics and Gynecology, Section of Gynecologic Oncology, University of Chicago

Dans cet article

Résumé

Ici, nous présentons un protocole pour construire un modèle in vitro tridimensionnel de la muqueuse de la cavité péritonéale, composé de cellules mésothéliales humaines primaires et de fibroblastes superposés avec une matrice extracellulaire, comme outil pour étudier l’adhésion, l’invasion et la prolifération des cellules cancéreuses de l’ovaire.

Résumé

Le schéma des métastases du cancer de l’ovaire est nettement différent de celui de la plupart des autres tumeurs épithéliales, car il se propage rarement par hématogène. Au lieu de cela, les cellules cancéreuses de l’ovaire exfoliées de la tumeur primaire sont transportées par le liquide péritonéal vers des sites métastatiques dans la cavité péritonéale. Ces sites, plus particulièrement le péritoine abdominal et l’épiploon, sont des organes recouverts d’une surface tapissée de mésothélium. Pour étudier les processus de dissémination du cancer de l’ovaire, nous avons assemblé un système de culture tridimensionnel complexe qui reconstruit la muqueuse de la cavité péritonéale in vitro. Des fibroblastes humains primaires et des cellules mésothéliales ont été isolés de l’épiploon humain. Les fibroblastes ont ensuite été mélangés à de la matrice extracellulaire et recouverts d’une couche de cellules mésothéliales humaines primaires pour imiter les surfaces péritonéales et omentales rencontrées par les cellules cancéreuses de l’ovaire métastasées. Le modèle organotypique qui en résulte est, comme on le voit, utilisé pour examiner les premières étapes de la dissémination du cancer de l’ovaire, y compris l’adhésion, l’invasion et la prolifération des cellules cancéreuses. Ce modèle a été utilisé dans un certain nombre d’études pour étudier le rôle du microenvironnement (cellulaire et acellulaire) dans la dissémination précoce du cancer de l’ovaire. Il a également été adapté avec succès au dépistage à haut débit et utilisé pour identifier et tester les inhibiteurs des métastases du cancer de l’ovaire.

Introduction

Le cancer de l’ovaire est la tumeur maligne gynécologique la plus mortelle1. La majorité des patients sont diagnostiqués après que le cancer se soit disséminé dans toute la cavité péritonéale. Une fois que le cancer s’est propagé dans toute la cavité péritonéale, la chirurgie cytoréductrice et la chimiothérapie ne sont souvent pas un traitement suffisant pour prévenir la récidive du cancer et la chimiorésistance, ce qui entraîne un taux de survie à 5 ans inférieur à 30 %. Les métastases du cancer de l’ovaire sont principalement limitées à la cavité péritonéale, et plusieurs autres types de cancer, y compris les cancers gastriques, pancréatiques et du côlon, métastasent aux mêmes sites anatomiques dans la cavité péritonéale. En général, les cellules cancéreuses de l’ovaire se détachent du carcinome in situ dans la trompe de Fallope ou la tumeur ovarienne primitive, se déplacent dans le liquide péritonéal sous forme de cellules uniques ou de sphéroïdes et se fixent aux surfaces tapissées de mésothélium de l’épiploon, de l’intestin et de la paroi abdominale2.

Le microenvironnement tumoral joue un rôle important dans la progression de la maladie et la chimiorésistance dans de nombreux cancers3-6. La cavité péritonéale est un microenvironnement unique, avec une monocouche de cellules mésothéliales couvrant la majorité des surfaces (Figure 1A)7. La muqueuse mésothéliale agit comme une barrière qui crée une surface à faible frottement, qui a tendance à protéger contre l’adhésion des cellules cancéreuses8. Immédiatement sous cette surface tapissée de mésothéliale se trouve une couche composée principalement de fibroblastes et de matrice extracellulaire (MEC), qui favorisent l’adhésion et l’invasion des cellules cancéreuses8. Les cellules cancéreuses de l’ovaire sécrètent des facteurs qui induisent des changements dans la muqueuse cellulaire mésothéliale qui améliorent l’adhésion, l’invasion et les métastases des cellules cancéreuses de l’ovaire9,10. Les cellules cancéreuses de l’ovaire adhèrent à la surface mésothéliale par l’intermédiaire de mécanismes médiés par l’intégrine et le CD44 (Figure 1B)11-16.

Historiquement, plusieurs modèles 3D ont été développés pour étudier les interactions du cancer de l’ovaire avec le microenvironnement. Certains des premiers modèles ont étudié l’interface cancer de l’ovaire-ECM17-21, la communication cancer-cellules mésothéliales13, 14, 21-24, ou les deux25 (examiné par nous 26). Niedbala et al. découvert que les cellules cancéreuses de l’ovaire présentent une adhérence plus rapide et plus ferme à la MEC qu’aux cellules mésothéliales ou au plastique seul25. Cependant, ces modèles ne ressemblaient pas histologiquement au microenvironnement péritonéal. Par conséquent, nous avons établi un modèle organotypique 3D pour reproduire plus précisément le microenvironnement du cancer de l’ovaire. Afin de mieux comprendre le rôle du microenvironnement et l’interaction entre le cancer et les cellules péritonéales dans la dissémination péritonéale du cancer de l’ovaire, nous avons développé un modèle de culture organotypique in vitro 3D de la muqueuse de la cavité péritonéale (schéma de la Figure 1C). Le modèle proposé est composé de fibroblastes humains primaires et d’ECM, recouverts d’une couche de cellules mésothéliales humaines primaires - chaque type de cellule est isolé de l’épiploon humain. Histologiquement, ce modèle ressemble à la muqueuse péritonéale ou omentale normale, et fournit une surface sur laquelle nous pouvons étudier le microenvironnement tumoral, l’interaction entre les cellules cancéreuses et les tissus normaux, et les processus d’adhésion, d’invasion et de prolifération des cellules cancéreuses8.

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Protocole

Tous les protocoles de recherche décrits ont été examinés par l'Université de Chicago Institutional Review Board (IRB). Le consentement éclairé a été obtenu à partir de chaque patient avant la chirurgie et l'étude a été approuvé par l'Université de Chicago CISR. Une sécurité biologique type armoire 2 et des gants devraient être utilisés lors de la manipulation des tissus humains pour la protection et de réduire le risque de contamination des cellules.

1. Isolement et culture de cellules stromales primaires non transformés

  1. Collection de tissus humains et de préparation.
    1. Obtenir des échantillons de omentum humain, 2 cm 3, enlevé au cours d'une intervention chirurgicale abdominale, et immerger le tissu immédiatement en RT-solution saline tamponnée au phosphate (PBS) (figure 2A). Un morceau de épiploon 3 cm x 2 cm donne généralement 1 million de cellules primaires humaines mésothéliales (HPMC) et 200.000 fibroblastes humains primaires ou des fibroblastes normaux omentales (NOF).
    2. Isoler la PBS le tissu a été immergé dans de 0,5 g pendant 3min dès que possible après la collecte (<2 h dans du PBS) et transférer le tissu à frais 20 ml de PBS dans un tube conique de 50 ml. Coupez le tissu en 5mm 3 pièces en hachant avec scalpels dans un diamètre de 15 cm, boîte de culture stérile (figure 2B).
  2. Isolement de cellules mésothéliales humaines primaires 8
    1. Pour isoler HPMC, transférer le tissu haché dans 50 ml tubes coniques et attendre 1 min pour les morceaux solides de flotter vers le haut (figure 2C & D). HPMC et les globules rouges (RBC) sont présents dans le liquide sur le fond. Utiliser une pipette pour éliminer le liquide de la partie inférieure du tube et dans un nouveau tube conique. Spin le liquide vers le bas à 0,5 g pendant 3 min et aspirer le surnageant du culot HPMC / RBC.
      1. Répétez le processus à trois reprises: ajouter 20 ml de PBS au tissu hachée, laisser le tissu se lever, enlever le liquide du fond avec une pipette et dans le tube HPMC / RBC, spin-down, et retirer lesurnageant. Après que tous les tours sont terminés et le surnageant est aspiré, le culot contiendra HPMC et RBC.
    2. Plaque de toutes les cellules de la pastille dans un 2 flacon de 75 cm dans 15 ml de milieu de croissance complet (DMEM avec 10% de sérum bovin fœtal [FBS], 1% de vitamines MEM [93 mg / L], 1% MEM acides aminés non essentiels [81,4 mg / L], 1% de pénicilline streptomycine [Pen-Strep, 100 U / ml de pénicilline et 100 ug / ml de streptomycine]).
    3. Effectuer un lavage PBS secondaire pour isoler HPMC supplémentaires.
      1. Pour le secondaire PBS laver, secouez le tissu solide restant à 200 rpm, 37 ° C pendant 10 min dans 20 ml de PBS, puis attendre 1 min pour que le tissu flottent à la surface. Retirer le liquide depuis le fond du tube dans un nouveau tube, centrifuger à 0,5 g pendant 3 min, et aspirer le surnageant.
      2. Plate toute la HPMC / RBC de la PBS secondaire laver dans un 75 cm 2 ballon séparé dans 15 ml de milieu de croissance.
    4. Pour isoler toute remaining HPMC, secouez le tissu haché à 200 rpm, 37 ° degrés C pendant 10 min dans 20 ml d'un 1: 1 0,25% mM EDTA trypsine 25: solution de PBS en volume. Laisser le tissu à la hausse, de recueillir le liquide au fond du tube dans un nouveau tube de 50 ml, tourner vers le bas et à 0,5 gx 3 min.
      1. Aspirer le surnageant et de la plaque toute la HPMC / RBC dans un 75 cm 2 ballon séparé dans 15 ml de milieu de croissance.
    5. Culture des cellules étalées à 37 ° C et 5% de CO2 dans un environnement humidifié. Flux cellules étalées en ajoutant 15 ml de milieu de croissance complète les jours 3 et 5 sans enlever les médias dépensé. HPMC peut être cultivé pendant 5-7 jours avant de se séparer.
      1. Utilisez faible passage HPMC (jusqu'à passage 2) dans toutes les expériences de minimiser dédifférenciation et la modification du phénotype d'origine. Utiliser un microscope à champ large de préférence avec un objectif 20x avec différentiel plastique capacités de contraste d'interférence ou objectif 4-20x avec contraste de phase capabilities (filtres de phase de contraste sur microscope) pour prendre toutes les images de cellules, et un objectif 10x () dans le champ lumineux d'analyser immunohistochimique 3,3'-diaminobenzidine (DAB) coloration.
    6. Vérifiez que le HPMC sont cubiques et expriment la cytokératine 8 et vimentine en effectuant immunohistochimie 8 (figure 3A, C, E).
  3. NOF isolement 8
    1. Préparer 10 ml d'un stock de III solution de type collagénase (10x) en combinant un mélange 1: 1 de 100x Pen-Strep: 1 1.500 unités activité / ml de collagénase de type III: activité 714 unités / ml de hyaluronidase dans du PBS.
    2. Agiter le tissu haché épiploon qui reste après HPMC isolement à 200 rpm, 37 ° C pendant 6 heures dans 10 ml de la III solution de type 10x collagénase dilué dans un milieu sans sérum (DMEM avec 1% MEM vitamines [93 mg / l], 1% MEM acides aminés non essentiels [81,4 mg / L], 1% de pénicilline streptomycine [Pen-Strep, 100 U / ml de pénicilline et 100 ug / ml de streptomycine]). Tissu digéré examinera opaque et peut avoir quelques débris fibreux (figure 2E).
    3. Centrifuger les cellules NOF de solution contenant en suspension à 0,5 x g pendant 3 minutes à température ambiante, aspirer le surnageant et le culot de plaque dans une fiole 75 de 2 cm dans 13 ml de milieu de croissance complet.
    4. Retirer les anciens médias et les remplacer par 15 ml de milieu de croissance complet frais après 24 h. NOF peut être cultivé pendant 1-3 jours avant de se séparer. Remarque prolifération de la NOF cessera lorsque les cellules atteignent la confluence.
    5. Vérifiez que les fibroblastes humains primaires sont des cellules plates, allongées et expriment la vimentine mais ne cytokératine 8 en effectuant immunohistochimie 8 (figure 3B, D, F). Utilisez faible passage NOF pour les expériences (idéalement avant le passage 3) pour minimiser dédifférenciation et la modification du phénotype d'origine. Utiliser un microscope à champ large avec un objectif 20x avec des capacités DIC en plastique de prendre toutes les images de phase de cellules,et un objectif 10x dans le champ lumineux d'analyser coloration immunohistochimique de DAB.

2. Placage la Culture organotypique 8

  1. NOF de sortie du flacon de culture de 75 cm par rinçage avec 10 ml de PBS suivis par 3 ml de trypsine à 0,25% / EDTA 25 mM à pas plus de 5 min. Neutraliser la trypsine avec au moins 3 fois le volume de milieu de croissance complet.
  2. Transfert cellules trypsinisées dans un tube conique de 50 ml et centrifuger à 0,5 gx 3 min. Retirer le surnageant et amener les cellules de retour dans 5 ml de milieu de croissance. Utiliser un compteur de cellules pour compter les cellules récupérées à partir du flacon de culture.
  3. Diluer cellules dans le volume approprié de milieu de croissance complet à l'assiette 2,000-4,000 NOF par 100 pi sur une plaque noire, fond transparent, 96 puits. Ajouter 0,5 ug / 100 ul de collagène de queue de rat I du mélange de cellules avant l'étalement. Cellules laisser reposer à 37 ° C dans 5% de CO 2 dans un environnement humide pendant au moins 4 heures, ou jusqu'à ce que les cellulesà adhérer à la surface de la plaque.
  4. HPMC de sortie du flacon de culture en utilisant les mêmes procédés décrits dans les étapes 2.1 et 2.2. Diluer les cellules de la quantité appropriée de milieu de croissance complet à l'assiette 10.000-20.000 HPMC par 50 pi au-dessus du NOF déjà plaqué avec du collagène I dans des plaques à 96 puits. Laissez les cellules sont assis à 37 ° C dans 5% de CO 2 dans un environnement humide pendant au moins 18 heures avant le début des expériences.
  5. Culture protéine verte fluorescente (GFP) exprimant les cellules cancéreuses de l'ovaire HeyA8 dans les médias de croissance. Les cellules cancéreuses de l'ovaire HeyA8 sont marquées par fluorescence par l'expression d'un vecteur lentiviral exprimant copépode CGFP (pCDH-CMV-MCS-EF1). Les cellules cancéreuses de l'ovaire HeyA8 devrait être de 80 à 90% de confluence le jour de l'utilisation (en phase de croissance logarithmique). Libérer les cellules de la plaque de la culture et de compter en utilisant les mêmes méthodes décrites dans les étapes 2.1-2.2 pour des cellules primaires.
  6. Laisser les cellules cancéreuses d'ovaire de récupérer dans un milieu de croissance complet pendant 15-20 min à 37 ° C dans untube conique avec le couvercle lâche scellé.

3. Essai d'adhésion 8

  1. Après la récupération, sédimenter les cellules de cancer de l'ovaire en faisant tourner pendant 3 min à 0,5 XG, puis éliminer le surnageant et diluer les cellules dans le volume approprié de milieu sans sérum pour obtenir une concentration de 50.000 cellules / 100 pi.
  2. Inverser les plaques à 96 puits avec les cultures organotypiques / NOF HPMC pour enlever milieu usé, et ajouter 100 pi de la suspension de cellules de cancer en milieu sans sérum à chaque puits. Incuber la plaque à 37 ° C dans 5% de CO2 dans un environnement humidifié pendant 30 min pour 4 heures.
  3. Inversez la plaque de 96 puits pour enlever les médias et les cellules non-adhérentes. Utilisez une pipette multicanaux à faible puissance à pipette soigneusement et doucement 100 pi de PBS dans chaque puits, et inverser à nouveau la plaque. Répétez la PBS laver une fois de plus.
  4. Inversez pour enlever PBS et ajouter 100 ul paraformaldéhyde 4% à chaque puits. Laisser la plaque reposer pendant 20 min pour fixer les cellules. Après 20 minutes, retourner la plaque et ajouter 100 ul de PBS.
  5. Notez que la fluorescence totale de puits peut être rapporté ou le nombre de cellules peut être quantifiée. Pour la quantification, première plaque une courbe standard en double exemplaire, en utilisant des cellules HeyA8 à une concentration de 1 millions de cellules / ml.
    1. Faire de la courbe standard par filage soit 1 million de cellules, de retirer le média, et en leur permettant de siéger dans 1 ml de paraformaldéhyde 4% pendant 20 min.
    2. Cellules Spin ramènerai et dans 1 ml de PBS (cellules de recomptage confirment 1 million / ml de concentration). Plate 50.000, 40.000, 30.000, 20.000, 10.000, 5000, 1000, et 0 cellules dans chaque puits en double, et d'ajouter PBS pour un volume total final de 50 ul dans chaque puits.
  6. Bottom lire la plaque de culture sur un lecteur de plaque fluorescente (excitation = 488 nm, émission = 528 nm), mise à l'échelle haute puits (50.000 sur la courbe standard). Utilisez la courbe standard pour calculer le nombre de cellules de cancer de l'ovaire ont adhéré à la organotypic culture dans chaque puits (figure 4A-C).

4. Essai de prolifération 10

  1. Après que les cellules de cancer de l'ovaire récupérer (voir les étapes 2.5 et 2.6 ci-dessus), d'une pastille les cellules par centrifugation pendant 3 minutes à 0,5 x g et ensuite dilué les cellules dans le volume approprié de 1% de FBS médias (DMEM avec 1% de FBS, 1% de MEM vitamines [93 mg / L], 1% MEM non essentiels acides aminés [81,4 mg / l], 1% de pénicilline streptomycine [Pen-Strep, 100 U / ml de pénicilline et 100 pg / ml de streptomycine]) pour obtenir une concentration de 4000 cellules / 150 ul.
  2. Inversez la plaque de 96 puits avec les HPMC / cultures organotypiques NOF pour enlever milieu usé, et ajouter 150 pi de la suspension de cellules de cancer de 1% de FBS à chaque puits. Incuber la plaque à 37 ° C dans 5% de CO2 dans un environnement humidifié pendant 72 heures.
  3. Bottom lire la plaque de culture sur un lecteur de plaque fluorescente une fois par jour (excitation = 488 nm, émission = 528 nm) pour évaluer la prolifération rapportdes cellules. Continuer l'essai pendant 96 heures, en changeant les médias à 48 h (figure 5A-C). Soyez prudent de ne pas perturber la culture lors du changement de média (inversant la plaque est préférable).

5. Invasion Assay 8

  1. Avant la culture 3D de placage, ajouter 7,5 ug de collagène de queue de rat I dans 200 ul de PBS dans une plaque de culture de 24 insert de puits (8 um de taille de pore). Laissez la plaque d'incubation O / N, puis retirez soigneusement la PBS avec une pipette immédiatement avant l'ensemencement de la culture organotypique HPMC / NOF sur les inserts revêtus de collagène (étape 2, ci-dessus).
  2. Préparer les cellules de cancer ovarien comme à l'étape 3.1. Pour plaquer les cellules cancéreuses de l'ovaire sur les cultures organotypiques sur les inserts, utiliser avec précaution une pipette pour enlever l'excès des médias à partir du haut des inserts. Ajouter 100 ul de la suspension de cellules de cancer ovarien dans du milieu sans sérum à chaque puits.
  3. Ajouter 750 ul de milieu de pleine croissance dans le bien en dessous de l'insert pour induire des cellules cancéreuses dansinvasion dans les cultures organotypiques. Incuber la plaque à 37 ° C dans 5% de CO2 dans un environnement humidifié pendant 24 heures.
    Nota: Les cellules de cancer ovarien qui envahissent la culture organotypique traversera l'insert et rester sur le côté inférieur de l'insert.
  4. Après 24 h, saisir l'insert avec des pinces et brièvement rincer dans un bécher de PBS, puis déplacer l'insert dans un puits vide. Frotter la partie supérieure de chaque insert avec deux côtés d'un coton-tige pour un total de 1 min. Placer rapidement l'insert dans une plaque contenant 750 pi 4% de paraformaldehyde dans chaque puits. Permettre à chaque insert de siéger dans paraformaldéhyde pendant 10 minutes avant de transférer les inserts dans les puits remplis de 750 pi de PBS.
  5. Afficher les cellules envahies (collées et fixées sur le fond du inserts) avec un microscope à grossissement 2,5x. Lorsque l'ensemble du bien est dans le champ de vision, ajuster l'agrandissement de 10x et de prendre 5 photos, l'un près du centre et 1 dans chaque quadrant du puits, en évitantprendre des images qui sont trop près des bords. Suivez la même pour chaque puits.
  6. Utilisez le programme du fabricant à compter le nombre de cellules dans chaque image pour obtenir un nombre moyen de cellules envahies par champ dans chaque puits (figure 6A-C) en fonction de leur protocole.

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Résultats

La culture organotypique a été assemblé en mélangeant d'abord des fibroblastes humains primaires avec collagène de type I et recouvrant cette culture avec 5 fois le nombre de cellules mésothéliales. La culture a été incubée pendant au moins 18 heures avant que les cellules cancéreuses de l'ovaire ont été ajoutés pour étudier l'adhérence, l'invasion ou la prolifération. Chaque essai a été répété avec de multiples (n = 3-5) cultures 3D obtenues à partir de différents patients et de nombreux puits ont été t...

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Discussion

Un modèle organotypique du microenvironnement péritonéale a été créé pour évaluer la fonction (s) individuelle et collective à la fois des composants cellulaires et innées du microenvironnement dans la diffusion de cancer de l'ovaire. Les protocoles spécifiques pour le placage et la personnalisation de la culture organotypique 3D pour étudier l'ovaire adhérence des cellules cancéreuses, la prolifération et l'invasion sont fournis. Cellules humaines omentales mésothéliales et des fibroblastes primaires ont ét...

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Déclarations de divulgation

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Remerciements

Nous remercions tous les résidents et les médecins traitants, notamment le Dr A.F. Haney (Université de Chicago, Département d’obstétrique et de gynécologie) pour la collecte des biopsies omentales. Nous remercions également Stacey Tobin et Gail Isenberg d’avoir soigneusement révisé ce manuscrit. Ce travail a été soutenu par Bears Care, le bénéficiaire caritatif du Chicago Bears Football Club, le National Institute of Neurological Disorders and Stroke (NINDS) R21 NS075702, et la subvention R01 du National Cancer Institute CA111882 à E.L.

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
1. Isolement et culture de cellules primaires
PBSFisher ScientificSH3001304
Lames de rasoir à simple tranchantFisher Scientific12-640
Boîtes de culture de 15 cmBD Biosciences353025
Flacon en verre ??
Sérum fœtal bovin (FBS)Life Technologies16000044_3616914956
DMEM avec L-GlutamineCorning10-013-CV
MEM VitaminesCorning25-020-Cl
MEM Acides aminés non essentielsCorning25-025-CI
Pénicilline-StreptomycineCorning30-002-CI
Shaker  ;Thermo-FisherMaxQ 4450
CentrifugeuseEppendorf5702
Incubateur Thermo-FisherForma Series II Incubateur CO2 à enveloppe d’eau Modèle 3100
Trypsine EDTA, 1x (0,25 %)Corning25-053-CI
HyaluronidaseWorthington BiochemicalLS002592
T-75 FlasksBD Biosciences
Fioles T-175BD Biosciences353112
Pointes de pipetteRaininP2, P10, P20, P200 et P1000
Pointes de pipetteCorningPointes filtrées P2, P10, P20, P200 et P1000
Nom du réactif/ de l’équipementCompany>Numéro de catalogueComments/Description
2. Placage Compteur de cellules 3D
Cell CounterInvitrogenCountess Countess
Lames de chambre de comptage de cellulesInvitrogenC10313
Trypan Blue Stain (0,4 %)Gibco15250-061
Collagène de type I (queue de rat)BD Biosciences354236
96 plaque de puits, fond transparent, noirBD Biosciences353219
Nom du réactif/de l’équipementEntrepriseNuméro de catalogueComments/Description
3. Dosage d’adhérence
Pipette multicanauxEppendorfXplorer 300
Solution de paraformaldéhyde 4 % dans PBSSanta Cruz Biotechnologysc-281692
Lecteur de plaquesMolecular DevicesMinimax
Nom du réactif/ ÉquipementCompanyNuméro de catalogueComments/Description
>5. Essai d’invasion
Cell Culture Inserts (8um, 24 puits)BD Biosciences353097
cotons-tigescotons-tiges cotons-tiges
MicroscopeZeissAxiovert 200m
Cell Profilerdomaine
24 puitsplaque BD Biosciences353047
Nom du réactif/de l’équipementCompanyNuméro de catalogue>Comments/Description
6. Anticorps
; V&bêta ; 3 Anticorps, clone LM609EMD MilliporeMAB1976
Beta 1  ;OncosynergyOS2966
Alpha 5 [CD49e]ID Pharmingen555615
Beta 4 [CD104]EMD MilliporeMAB 2058
353136publicAnti-intégrine &alpha

Références

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  8. Kenny, H. A., Krausz, T., Yamada, S. D., Lengyel, E. Use of a novel 3D culture model to elucidate the role of mesothelial cells, fibroblasts and extra-cellular matrices on adhesion and invasion of ovarian cancer cells. Int. J. Cancer. 121, 1463-1472 (2007).
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