Un modèle de tumeur primaire du cancer du sein orthotopique et l'ablation chirurgicale de la tumeur primitive pour prolonger la vie de la souris pour générer des métastases spontanées sont décrites. La croissance et la progression tumorale sont surveillés et quantifiés par imagerie par fluorescence luciférase.
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Article de méthode
Un modèle de souris orthotopique du sein spontané Cancer Métastase
Dans cet article
Résumé
Résumé
Les métastases sont la principale cause de mortalité des patients atteints de cancer du sein. Le mécanisme sous-jacent de métastases de cellules cancéreuses, y compris les métastases du cancer du sein, est largement inconnue et l'accent est mis sur la recherche sur le cancer. modèles métastase de souris spontanés de cancer du sein Divers ont été établis. Nous rapportons ici une procédure simplifiée pour établir orthotopique transplanté le cancer du sein tumeur primaire et résultante métastase spontanée qui imitent les métastases du cancer du sein humain. Combiné avec la visualisation d'une tumeur en temps réel de bioluminescence, ce modèle de souris permet la croissance tumorale et la cinétique de progression à surveiller et quantifiés. Dans ce modèle, une dose faible (1 x 10 4 cellules) des cellules de cancer du sein 4T1-Luc a été injecté dans des souris BALB / c mammaire de souris coussinet adipeux à l' aide d' une seringue à tuberculine. Les souris ont été injectées avec de la luciférine et imagés à divers points de temps en utilisant un système d'imagerie bioluminescente. Lorsque les tumeurs primaires ont atteint la limite de taille que dans le protocole IACUC approuvé (approximately 30 jours), les souris ont été anesthésiées sous flux constant de 2% d'isoflurane et de l'oxygène. La zone de la tumeur a été stérilisé avec 70% d'éthanol. La peau de souris autour de la tumeur a été excisée pour exposer la tumeur qui a été retirée avec une paire de ciseaux stériles. Ablation de la tumeur primaire prolonge la survie des souris 4T-1 porteur d'une tumeur pendant un mois. Les souris ont ensuite été imagées de manière répétée pour une tumeur métastatique se propager à des organes distants. Les agents thérapeutiques peuvent être administrés pour supprimer les métastases tumorales à ce stade. Ce modèle est simple et pourtant sensible à quantifier la croissance des cellules du cancer du sein dans le site primaire et la progression cinétique aux organes distants, et est donc un excellent modèle pour l' étude de la croissance du cancer du sein et de la progression, et pour tester des agents anti-métastase thérapeutiques et immuno - thérapeutiques in vivo , .
Introduction
Selon l'American Cancer Society, le cancer du sein est la forme la plus fréquemment diagnostiqué de cancer chez les femmes aux États-Unis. La détection précoce en combinaison avec des thérapies ciblées récemment mis au point a permis de réduire de manière significative le taux de mortalité du cancer du sein au cours des deux dernières décennies. Cependant, le cancer du sein est toujours la deuxième cause de décès liés au cancer chez les femmes aux États-Unis 1. La majorité des décès chez les patients atteints de cancer du sein sont dus à la métastase des cellules tumorales. Malheureusement, la plupart des cancers du sein est invasive et souvent métastase du ganglion lymphatique et ensuite à des organes éloignés, y compris les os, les poumons, le foie et le cerveau. 1,2 Il n'y a actuellement aucune thérapie efficace pour le cancer du sein métastatique. Par conséquent, le développement des chimiothérapeutiques et immunothérapeutiques agents pour supprimer le cancer du sein métastatique est d'une grande importance.
modèles métastase spontanée de souris de cancer du sein ont Divers been développé pour étudier les mécanismes moléculaires sous - jacents tumeur du sein progression cellulaire et la métastase et à être utilisés comme modèles pour le développement d'agents thérapeutiques. 1,3-5 Cependant, la plupart de ces modèles de souris sont des modèles de tumeurs génétiques, tandis que d' excellents modèles pour mécaniste des études, ne sont pas appropriés pour tester des agents thérapeutiques depuis la métastase prend des mois à se développer dans ces modèles génétiques, ce qui nécessite coûteuse l' administration à long terme des agents anti-cancéreux. progression de la tumeur 6,7 Monitoring chez les souris en direct est également techniquement difficile. En revanche, un modèle de métastases du cancer du sein greffé présente les avantages de la progression tumorale court terme et de faciliter le suivi de la progression tumorale chez des souris vivantes. Le modèle de souris 4T1 métastase spontanée du cancer du sein orthotopique est un modèle de tumeur tel transplanté. 8 Dans ce modèle, des cellules tumorales du sein sont transplantés dans le coussinet adipeux mammaire à établir des nodules de tumeur primaire. La tumeur primairepeuvent ensuite être enlevés chirurgicalement comme chez les patients atteints de cancer du sein humain. Les cellules tumorales 4T1 sont hautement invasives. 8,9, 3,10 Presque toutes les souris porteuses de tumeurs développent des métastases dans les 30 jours après la greffe de la tumeur dans le coussinet adipeux mammaire. Cependant, les tumeurs 4T1 poussent agressivement dans les sites primaires et les tailles des tumeurs dépassent souvent les limites qui sont autorisés dans la plupart des protocoles d'animaux. A ce stade, les métastases sont souvent micrométastases. Par conséquent, il est essentiel d'éliminer les tumeurs primaires pour permettre la progression de la métastase pour tester des agents thérapeutiques. Nous rapportons ici la mise en place d'une procédure simple et pourtant sensible de la transplantation de la tumeur primaire, l' ablation chirurgicale de la tumeur primitive et bioluminescence quantification basée sur l' imagerie-de la croissance de la tumeur 4T1 et la progression in vivo.
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Protocole
Toutes les procédures suivent les directives et les protocoles approuvés par le Comité de soins Université Georgia Regents l'utilisation des animaux et.
1. Création d'Orthotopique tumeur du cancer du sein
- Un jour avant l'expérience, la culture d' environ 2 x 10 6 cellules tumorales 4T1-Luc dans une boîte de culture de 10 cm dans 10 ml de milieu RPMI contenant 10% de FBS. Incuber la boîte de culture dans un incubateur à CO2 à 37 ° C et 5% de CO 2.
- Le jour de l'injection de cellules tumorales, éliminer le milieu de culture à partir de la boîte de culture avec le vide, ajouter 5 ml de phosphate stérile saline tamponnée (PBS), pH 7,4 à la boîte de culture, et secouez doucement le plat pour laver la surface de culture, retirer le PBS par le vide.
- Ajouter 2 ml de trypsine-EDTA (0,05% de trypsine et d' EDTA 0,53 mM) à la boîte de culture, incuber dans l'incubateur à CO2 à 37 ° C pendant environ 5 min. Vérifiez les cellules sur un microscope inversé pour faire en sorte que toutes les cellules se détachent du fond de la boîte de culture.
- Étancher la trypsine par addition de 8 ml de milieu contenant du sérum, les cellules de transfert à un tube conique de 15 ml et on centrifuge les cellules à 450 xg pendant environ 3 min à température ambiante.
- Retirer le surnageant par les cellules de vide et de remettre en suspension dans 10 ml de PBS. Centrifuger les cellules à environ 450 xg pendant 3 min. Enlever le surnageant par aspiration, et remettre en suspension les cellules dans 10 ml de PBS.
- Pipette 10 ul de la suspension cellulaire sur un hémocytomètre sous le verre de couverture. Compter les cellules pour déterminer la concentration des cellules. Resuspendre les cellules dans du PBS à une densité de 2 x 10 5 cellules / ml de HBSS. Transfert des cellules dans un tube de microcentrifugation stérile 1,5 ml et garder les cellules sur la glace jusqu'à utilisation.
- Utiliser des femelles BALB / c âgées de 6 à 8 semaines pour l'injection de cellules tumorales.
- Rasez cheveux près entourant le mamelon # 3 à l'aide d'une tondeuse électronique. L'injection de 4T1 cellulaire dans la glande mammaire 3 coussinet adipeux génère reproductible métastases pulmonaires. Nettoyez la zone rasée en utilisant le coton-tige trempé dans 70% éthanol. Remettre en suspension les cellules en inversant le microtube 2 - 3 fois. Doucement aspirée 50 pl de suspension cellulaire dans un CC ½ 27 G 1/2 seringue tuberculine.
- Injecter les cellules tumorales dans le coussinet adipeux mammaire sous # 3 glande mammaire d'une souris BALB / c. Placez la souris dans une cage propre et retourner la cage pour l'installation de logement des animaux. Attendez environ 21 - 30 jours pour le développement de la tumeur. La croissance tumorale doit être surveillée sur une base régulière conformément aux politiques de l'institution pour les études de tumeurs.
2. Souris en direct bioluminescence Imaging de la croissance tumorale
- souris de l'image tous les 3 jours après les souris de transfert d'injection de la tumeur à l'installation d'imagerie. Injecter 100 ul de luciférine (30 mg / ml dans du PBS) par voie intraperitoneale (ip) à des souris avant l'imagerie. Au bout d' environ 10 minutes, anesthésier les souris dans une chambre d'induction avec 2% d' isoflurane / O2 écoulement. Utilisez la pince pour toucher la jambe de la souris. Aucune réponse au toucher confirme that la souris est totalement inconscient.
- Placer les souris dans la chambre d'imagerie en continu 2% d' isoflurane et O 2 à un débit de 2 L / min. Placer la souris de telle sorte que la zone d'intérêt ( par exemple, le tampon mammaire d'injection de la tumeur initiale) fait face à la caméra du système d'imagerie. Assurer le nez et la bouche de la souris sont fermement fixé dans le tube anesthésique. Les animaux doivent être anesthésiés par des normes vétérinaires à l'institution.
- Acquérir l'imagerie par bioluminescence avec un éventail de différents temps d'exposition. Par exemple, régler l'exposition à 30, champ de vision (FOV) à 25, hauteur de l'objet à 1,5 cm, et d'obtenir des images photographiques luminescents avec faible puissance X-ray. Définissez les unités de mesure à «l'éclat».
- Utilisez une gamme de couleur automatique linéaire avec un maximum d'environ 2,4 unités x 10 7 de radiance. Après l' acquisition d' images initiales, ajuster les paramètres et obtenir une image optimisée (Figures 3 et 4).
- Retour souris pour nettoyer les cages et assurent souris reprennent conscience avec ambulation avant le retour des animaux à l'installation de logements.
- Analyser les données avec le logiciel d'imagerie vivante associée à l'instrument d'imagerie. L'utilisation d'un programme d'imagerie, tracer une ligne fermée autour de la région d'intérêt (ROI). Utilisez le logiciel d'imagerie pour déterminer l'intensité de rayonnement du ROI. Notez les intensités relatives de chaque ROI pour chaque souris.
NOTE: intensités de radiance plus élevées indiquent des niveaux plus élevés de cellules luminescents, et la croissance ainsi une plus grande de la tumeur. - Examiner visuellement la souris tous les 3 jours pour les effets indésirables.
NOTE: Les souris seront pesés une fois par semaine. Une perte de poids de 15% du poids corporel sera considéré comme effet indésirable et les souris porteuses de tumeurs sera euthanasié comme décrit à l'étape 5. Les souris présentant des tumeurs ulcérées seront également euthanasiés.
3. L'ablation chirurgicale des tumeurs primaires
NONTE: ciseaux autoclaves, pinces et les clips de la plaie et d' agrafe de la plaie (figure 1).
- Effectuer la chirurgie dans une hotte stérile pour maintenir l'état stérile pour réduire le risque d'infection. Un jour avant la chirurgie, raser la zone entourant les tumeurs de souris les porteurs de tumeurs avec une tondeuse électrique.
- Environ 2-4 heures avant la chirurgie, nourrir les souris comprimés de carprofène à croquer formulés pour les souris à une dose de 5 mg / kg de poids corporel.
- Mettez les souris dans une chambre contenant 2% d'isoflurane dans de l'oxygène pendant environ 30 secondes. anesthésier continuellement la souris à l'aide d'un appareil d'anesthésie pendant toute la période chirurgicale.
- Utilisez un coton bâton stérile pour appliquer une pommade vétérinaire aux yeux de la souris pour prévenir la sécheresse sous anesthésie. Utilisez la pince pour toucher la jambe de la souris. Aucune réponse au toucher confirme que la souris est totalement inconscient.
- Désinfecter la surface de la peau autour du site de la tumeur avec trois alternancelingettes d'un gommage au savon désinfectant. Essuyez la zone chirurgicale avec un 70% tampon imbibé d'alcool.
- Utiliser un scalpel stérilisé (figure 1) pour couper une petite incision près de la tumeur.
- Insérer la pointe d'une paire de ciseaux stérilisés à l'incision pour couper la peau autour de la tumeur pour exposer le nodule tumoral (Figure 2A). Maintenir la tumeur à l' aide d'une pince stérile et en utilisant des ciseaux pour séparer la tumeur de la peau (figure 2B). Enregistrer l'échantillon de tumeur par congélation dans un congélateur à -80 ° C ou en fixant dans une solution de formol à 10%, pour une utilisation future.
- Fermez le site chirurgical avec 9 mm clips enroulés en utilisant l'auto-applicateur d' agrafes (Figure 1). Retour de la souris dans une cage propre avec literie autoclavé. Les animaux doivent être surveillés par des directives institutionnelles.
REMARQUE: La souris récupère habituellement connaissance suffisante et commence à se déplacer dans la cage d'environ 10 - 30 minutes après l'intervention chirurgicale. - Administrer carprofène àsouris à nouveau 24 heures après la chirurgie. Carprofène est pour l'analgésie post-opératoire et la prescription de l'analgésie post-opératoire doit être vérifiée par la consultation directe avec le personnel vétérinaire de l'institution. Retirer des agrafes après la guérison de la plaie (habituellement dans 5 - 7 jours après la chirurgie). Retirer clips enroulés à l'aide de l'auto-pince décapant.
4. Souris en direct bioluminescence Imaging de tumeur métastase
- souris de l'image tous les 3 jours après la chirurgie, comme décrit à l'étape 2.
5. Validation des métastases pulmonaires utilisant l'encre de Chine L'inflation des Poumons porteuses de tumeurs
NOTE: Pour valider les résultats luciférase d'imagerie de la tumeur en direct, effectuer l'encre de Chine inflation des poumons de souris tumeur porteuse de quantifier nodules tumoraux. Les cellules 4T1 métastasent aussi à d' autres organes et tissus (figure 5) et , par conséquent, l' examen histologique de ces organes pour valider les métastases tumorales doit être effectuée si nécessaire. Cette utilisation du protocole LUNg métastases à titre d'exemple.
- Gardez les souris dans leur cage de l'existant pour l'euthanasie. Lorsque logé avec d'autres animaux, déplacer ces souris ne sont pas euthanasiés à une cage différente.
- Enlever la partie supérieure du filtre de la cage et le remplacer par le filtre supérieur CO 2. Activer le CO 2 bouteille de gaz comprimé (100%) , qui est reliée au filtre haut du CO 2. Réglez le débit à 2 L / min et de garder CO 2 pendant au moins 10 min. Si les souris sont respiraient encore à la fin de 10 min, laissez le CO 2 jusqu'à au moins 1 min après les souris arrêtent de respirer. Désactiver le contrôle du CO 2 du cylindre et le débitmètre. Attendre 3 minutes et retirer la partie supérieure du filtre.
- Placez la souris sacrifiée sur son dos sur une planche de polystyrène. Epingler les jambes pour assurer un accès libre à la trachée. Pulvériser les souris avec 70% d'éthanol.
- En utilisant une paire de ciseaux, couper le long de la ligne médiane du milieu de l'abdomen de la souris à travers la cage thoracique et vers le haut vers le SalIfaire varier les glandes. Observer la trachée. Utilisez une pince pour enlever les tissus entourant la trachée pour exposer la trachée.
- Enfiler une pointe de pipette sous la trachée. Tenir la pointe d'une main, soulevez doucement la trachée et loin du corps.
- Tournez la plate-forme maintenant la souris 180 °. Utilisez un CC ½ 27 G 1/2 seringue tuberculine à injecter l'encre de Chine (10% l'encre de Chine et de 0,1% d'hydroxyde d'ammonium) dans les poumons par la trachée. Complètement gonfler les poumons avec de l'encre jusqu'à une forte résistance se fait sentir.
- Utilisez une paire de ciseaux pour couper la trachée. Utilisez une pince pour tenir la souris et insérez une autre série de pinces dans les poumons et tirer les lobes pulmonaires de la souris. Rincer brièvement les poumons dans un bécher contenant de l'eau.
- Dans une hotte chimique, transférer les poumons dans un flacon à scintillation en verre contenant 3 ml de solution de Fekete (50% d'éthanol, 6% de formaldehyde et 3% d'acide acétique glacial). Boucher le flacon afin d'éviter l'évaporation de la solution.
REMARQUELes tissus peuvent être stockés dans une solution de Fekete indéfiniment. - Après quelques minutes, observer nodules tumoraux comme des points blancs sur les poumons noirs (figure 5). Le nodule de la tumeur blanche est visible par les yeux. Transférer les poumons à un plat dans une hotte et compter le nombre de taches blanches. Chaque tache blanche représente un nodule unique de la tumeur métastatique.
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Résultats
Mise en place du sein Orthotopique Modèle cancer souris
4T1 est une ligne agressive mammaire de cellules de carcinome. Injection d'aussi peu que 1 x 10 4 cellules dans le coussinet adipeux mammaire peut conduire à l' établissement d'un nodule de tumeur unique dans le site d'injection (figure 2A). Par conséquent, la tumeur imite le carcinome mammaire humain primaire. Près de 100% des souris développent la...
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Discussion
De nombreux types de modèles de souris transgéniques de métastases du cancer du sein ont été développés. 1 Ces souris transgéniques ont l' incidence tumorale élevée allant de 60 à 100%. Cependant, l'incidence des métastases de ces souris transgéniques est bien inférieure à l'incidence des tumeurs (14 à 100% de). Les cellules tumorales forment des métastases LN et les poumons, dans la plupart de ces modèles de souris transgéniques de métastases du cancer du sein. La latence des métastases varie d&#...
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Déclarations de divulgation
Les souris ont été achetées au Jackson Laboratory et hébergées dans l’animalerie de l’Université Georgia Regents. Les expériences et les soins/bien-être étaient en accord avec les réglementations fédérales et un protocole approuvé par le comité IACUC de l’Université Georgia Regents. Les auteurs n’ont rien à divulguer.
Remerciements
Soutenu par des subventions de l’Institut national de la santé subventions CA133085, CA182518 et CA185909 (à KL) et VA Merit Review Award BX001962 (à KL).
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Matériaux
| Nom | Entreprise | Numéro de catalogue | Commentaires |
|---|---|---|---|
| Système d’imagerie Ami-X ; | Spectral Instruments Imaging Inc. Tucson, Arizona | ||
| IsoTec SurgiVet | Service d’anesthésie & Equipment , Inc., Atlanta, GA | ||
| Kit de médecins AutoClip | Becton Dickinson Primary Care Diagnostics. Sparks, MD | 427638 | |
| Applicateur AutoClip de 9 mm ; | Diagnostic des soins primaires Becton Dickinson. Sparks, MD | 427630 | |
| 9 mm AutoClip | Remover Becton Dickinson Primary Care Diagnostics. Sparks, MD | 427637 | |
| Clip de plaie AutoClip de 9 mm | Becton Dickinson Primary Care Diagnostics. Sparks, MD | 427631 | |
| Ciseaux de dissection à pointe acérée | Fisher | 8940 | |
| Pince à dissection à pointe fine | Fisher | 8875 | |
| 1/2 CC 27 ; G ; 1/2 seringue à tuberculine | Becton Dickinson and Co. NJ ; | 305620 | |
| RPMI 1640 moyen | Mediatech Inc | 10-040-CV | |
| PBS | Mediatech Inc | 21-040-CV | |
| 70 % éthanol | Ultrapure-usa.com | ||
| trypsine-EDTA | Mediatech Inc | 25-040-CI |
Références
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Réimpressions et autorisations
