Article de méthode

Une nouvelle technique de production et d'observation de chimiluminescence en milieu biologique

DOI :

10.3791/54694

⸱

9 mars 2017

 ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Radiology, Memorial Sloan Kettering Cancer Center, 2KAUST Catalysis Center, King Abdullah University of Science and Technology, 3Department of Chemistry, Hunter College, and PhD Program in Chemistry, Graduate Center of City University of New York, 4Department of Radiology, Weill Cornell Medical College

Dans cet article

Résumé

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ce protocole décrit une nouvelle technique d’imagerie peropératoire qui utilise un complexe de ruthénium comme source d’émission de lumière chimiluminescente, produisant ainsi des rapports signal/bruit élevés lors de l’imagerie in vivo. L’imagerie peropératoire est un domaine en pleine expansion qui pourrait révolutionner la façon dont les procédures chirurgicales sont effectuées.

Résumé

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Les techniques d’imagerie peropératoire ont le potentiel de rendre les interventions chirurgicales plus sûres et plus efficaces ; pour ces raisons, ces techniques se répandent rapidement dans la salle d’opération. Nous présentons ici une nouvelle approche qui utilise une technique non encore explorée pour l’imagerie peropératoire : l’imagerie chimiluminescente. Cette méthode utilise un rapporteur chimiluminescent à base de ruthénium ainsi qu’un système de nébulisation sur mesure pour produire des images ex vivo ou in vivo avec des rapports signal/bruit élevés. Le rapporteur à base de ruthénium produit de la lumière après exposition à une solution oxydante aqueuse et une ré-réduction dans les tissus environnants. Cette méthode nous a permis de détecter des concentrations de rapporteurs aussi faibles que 6,9 pmol/cm2. Dans ce travail, nous présentons un guide visuel de nos études in vivo de preuve de concept impliquant des injections sous-cutanées et intraveineuses chez la souris. Les résultats suggèrent que cette technologie est un candidat prometteur pour d’autres recherches précliniques et pourrait éventuellement devenir un outil utile en salle d’opération.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Au cours des dernières décennies, les technologies d'imagerie ont révolutionné la façon dont les médecins à diagnostiquer et de surveiller la maladie. Ces techniques d'imagerie, cependant, ont été largement limitée à des systèmes d'imagerie du corps entier, comme la tomographie par émission de positrons (PET), le photon unique par émission de positrons (SPECT), tomographie assistée par ordinateur (CT) et l'imagerie par résonance magnétique (IRM). Une attention particulière a été accordée au cancer, et des percées technologiques d'imagerie ont grandement amélioré la façon dont cette maladie est diagnostiquée et traitée. Malgré ces progrès, il y a un endroit où ces technologies d'imagerie ne correspondent tout simplement pas: la salle d'opération. Bien que les techniques d'imagerie du corps entier peut aider à la planification chirurgicale, ils manquent généralement des résolutions spatiales suffisamment élevées pour aider les médecins à déterminer en temps réel si tout le tissu tumoral a été enlevé ou de tissu tumoral résiduel reste caché aux marges chirurgicales 1. Faire en sorte que pas infiltrativemarges tumorales sont laissés est l'un des objectifs chirurgicaux les plus importants, et les chirurgiens doivent marcher un corde raide entre la résection des tissus rigoureux et prudent. Si trop est enlevé, les effets secondaires indésirables pour le patient sont exacerbés; si trop peu est enlevé, les taux de récidive sont augmentés de 2, 3. Par conséquent, il est essentiel de définir des marges tumorales précises, et nous croyons que l'imagerie peropératoire chimioluminescent peut aider à améliorer la précision de l'identification des marges tumorales en aidant les chirurgiens de visualiser les tissus malins qui pourraient autrement ne pas être détectés avec des techniques établies.

Il existe de nombreuses technologies d'imagerie actuellement étudiés pour leur utilité possible que les systèmes d'imagerie peropératoire. Ceux - ci comprennent des sondes ß et γ-émettant un rayonnement 4, la fluorescence optique 5, Raman spectroscopie 6 >, 7 et Cherenkov luminescence 8, 9. À ce jour, cependant, aucune de ces sont établies comme des outils cliniques standard. l'imagerie de fluorescence optique a jusqu'ici avéré être le plus prometteur de ces techniques et est donc le plus exploré. Bien qu'il ait déjà été révélé être un outil précieux pour de nombreuses applications, il ne va pas sans limitations. En effet, son principal inconvénient est la fluorescence de fond généré par le tissu biologique intrinsèquement autofluorescents. Ce signal de fond autofluorescente est un produit de l'excitation du tissu environnant, en plus du fluorophore, par la source de lumière externe nécessaire pour la production d'un signal fluorescent. Du point de vue pratique, cette autofluorescence peut potentiellement conduire à de faibles rapports signal sur bruit, ce qui peut limiter l'utilité de cette technologie dans la salle d'opération.

Le principalavantage de l'imagerie par chimioluminescence sur l'imagerie de fluorescence est qu'aucune lumière d'excitation est nécessaire. Par conséquent, il n'y a pas de fond d'autofluorescence. En imagerie par chimiluminescence, l'énergie d'excitation est générée au lieu chimiquement. Ce procédé ne produit aucun signal de fond non voulue et peut donc entraîner une augmentation des rapports signal sur bruit. Cela pourrait finalement conduire à la détection plus précise et exacte des marges chirurgicales. Assez étonnamment, l'utilité de cette approche comme une technique d'imagerie peropératoire est restée inexplorée 10. En effet, l'exemple le plus proche de cette technique est l'oxydation du luminol par la myéloperoxydase chez les souris 11, 12, 13. imagerie biomédicale chimioluminescente est donc un domaine assez inexploré de la recherche qui pourrait offrir les avantages suivants: (1) autofluorescence minimale résultant en un signal de fond bas avec salutle rapport signal-bruit gher; (2) les longueurs d'onde accordables d'émissions chimioluminescentes allant du visible au proche infrarouge; et (3) complexes chimiluminescents fonctionnalisables qui, lorsqu'il est combiné avec les technologies de liaison et de biomolécules qui existent déjà ciblées, donnent accès à des bibliothèques entières de sondes d'imagerie moléculaire ciblées 14.

Cette étude de validation de principe illustre l'utilité potentielle d'imagerie chimioluminescent dans le milieu biomédical à l'aide d'un agent d'imagerie à base de ruthénium. Les propriétés chimioluminescentes de ce composé sont bien étudiés, des enquêtes datant du milieu des années 1960 15. Lors de l' activation chimique, l'agent produit de la lumière à environ 600 nm 16, ce qui est bien adapté à des fins d'imagerie médicale. L'énergie d'activation est fourni par une réaction d'oxydoréduction qui conduit à un état-excité qui a une durée de vie de 650 ns dans l' eau 17 -folldue par la génération de photons lors du relâchement de cet état excité. Grâce à l'utilisation d'un nébulisateur à distance spécialement conçu, nous avons pu détecter le composé à la fois ex vivo et in vivo. Les résultats des premières expériences sont très prometteurs, ce qui suggère une enquête plus approfondie de cette technologie.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Protocole

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Déclaration éthique: Tous les in vivo des expérimentations animales décrites ont été réalisées selon un protocole approuvé et selon les directives éthiques du Memorial Sloan Kettering Cancer Center (MSK) Institutional Animal Care et utilisation Commission (IACUC).

1. Construction d'un dispositif de nébulisation

  1. Fixer le bois de la partie A (12,5 x 2,5 x 1,8 cm 3) en position verticale dans le centre de la partie B (12,7 x 10,7 x 1,8 cm 3) à l' aide de deux vis (4 x 25 mm 2). Fixer le bois de la partie C (11 × 2,5 × 1,8 cm 3) au milieu de la partie A (12,5 x 2,5 x 1,8 cm 3) à l' aide d' une vis, de telle sorte que la partie C (11 x 2,5 x 1,8 cm 3) peuvent encore être déplacés. Voir Figure 1.
  2. Percez deux trous à travers l'extrémité inférieure de la gâchette de la bouteille de pulvérisation d'un mini-pulvérisateur 3 oz plastique (D) et pousser une tige en acier inoxydable (10 cm de "acier 1/16) (E) à travers pour former deux boucles, l'une des deux côté de la gâchette.
  3. Enveloppez la partie inférieure de la bouteille de pulvérisation avec du ruban adhésif (F) pour empêcher les attaches de câble de glisser. Fixer la bouteille à bois partie C (11 x 2,5 x 1,8 cm 3) en utilisant les deux attaches de câble en plastique (28 cm) (G) de pulvérisation.
  4. Coupez le moteur 011 d'asservissement (I) et de le reconnecter avec les câbles en vrac de la commande d'asservissement (H). Ensuite, fixez le servo - moteur vers le haut de la partie A du bois (12,5 x 2,5 x 1,8 cm 3) en utilisant du ruban adhésif.
  5. Fixer un crayon (J) sur le levier de servo-moteur à l'aide du trombone (K). connecter Étroitement les parties les plus externes du crayon pour les boucles de tige en acier à l'aide de fils de torsion en plastique couverte (L) et fixer les extrémités sur le crayon avec du ruban adhésif.
  6. Coupez le connecteur du câble magnétique de l'unité de commande de servo-moteur (M) et le remettre en place le câble de haut-parleur (N). Ensuite, collez l'unité servo de commande du moteur à bois partie B (12,7 x 10,7 x 1,8 cm 3). Couper un câble w1 avec des connecteurs magnétiques en deux et fixer une partie à l'extrémité libre du cuivre scâble peaker (1 m). Connectez le (magnétique) i2 interrupteur à bascule et la puissance de p1 au câble w1 disponible et une batterie de 9V.

2. Sensibilité Détermination de la méthode

  1. Dans un tube de centrifugation de 1,5 mL, préparer des solutions de [Ru (bpy) 3] Cl 2 dans l' eau d'osmose inverse (100 pi) dans des quantités de 260 ug (347 nmol), 52 ug (69 nmol), 26 pg (34 nmol) , 5 ug (6,9 nmol), 3 pg (3,5 nmol), 520 ng (694 pmol), 260 ng (347 pmol), 52 ng (69 pmol), 26 ng (34 pmol), 5 ng (6,9 pmol), et 3 ng (3,5 pmoles).
  2. Mélanger 100 ul de chaque [Ru (bpy) 3] Cl 2 solution avec 100 ul d'une solution aqueuse de nitrate d' ammonium et de cérium ((NH 4) 2 Ce (NO 3) 6) dans l' eau (25 mM) sur une lame de microscope.
  3. Mettre en place l'acquisition dans le lecteur de bioluminescence par l' initialisation du logiciel d'imagerie.
    1. Connectez-vous au profil de l'utilisateur et recherchez le acquipanneau de contrôle d 'opposition. Cliquez sur "Initialiser" et attendre que l'appareil est prêt.
    2. Recherchez "Mode Imaging" et assurez-vous "luminescent" et "Photo" sont vérifiées et que "Fluorescent" est décochée.
    3. Change "temps d'exposition" réglage pour "luminescent" à 20 s. Définissez les paramètres restants pour "luminescent" comme suit: "Binning": Medium; "F / stop": 1; et "Filtre d'émission": Open.
      REMARQUE: Les temps d'exposition pourraient devoir être adaptés en fonction de l'instrumentation et le réglage expérimental utilisé, si différente de la configuration présentée.
    4. Pour "Photo," utiliser les paramètres suivants: "Temps d'exposition": Auto; "Binning": Medium; et "F / stop": 8. Réglez le "Sujet Hauteur" selon l'imagerie target.Look pour le menu «Field of View" déroulante. Le réglage initial est "C" Changer à "B" (14 cm de distance entre le cAmera et le stade de l'échantillon).
  4. Mettre en place le nébulisateur en plaçant une lame de microscope sur une feuille de papier noir sur le plancher de la chambre d'imagerie pour la protéger de l'agent oxydant. Mélanger 100 μLdroplet de [Ru (bpy) 3] Cl 2 -solution avec 100 pi d'une solution aqueuse de (NH 4) 2 Ce (NO 3) 6. Observer la boîte réticule vert.
    1. Placez le sujet d'imagerie sur le papier de construction noir, de telle sorte que la zone d'intérêt est dans le centre du vert boîte à lumière réticule apparaît sur la scène de l'échantillon. Préparer le nébuliseur en détachant le flacon pulvérisateur en plastique du support en bois. Remplir une solution de triéthylamine (1: 3 dans de l'eau / éthanol) dans son réservoir en matière plastique et le remettre en place sur le support en bois.
    2. Placez le nébuliseur à l'intérieur du lecteur de bioluminescence et assurez-vous que le cordon d'alimentation est débranché de la corde du nébuliseur. Assurez-vous que l'interrupteur d'alimentationest activée, l'interrupteur à bascule est éteint, et le voyant rouge est allumé Placer le nébuliseur de telle sorte que le débit de pulvérisation est dirigé vers la zone d'intérêt sur le sujet d'imagerie, tout en minimisant l'obstruction de la vue de la caméra vers l'objet d'imagerie par la tête de buse de pulvérisation.
    3. Placez de petits morceaux de papier noir de construction sur tous les points chauds potentiels (par exemple, des marques blanches sur des lames microscopiques ou des sites d'injection) pour les protéger des embruns. La place d'au moins 40 cm de câble à distance du nébuliseur dans la chambre d'imagerie, de telle sorte qu'elle ne gêne pas le sujet d'imagerie, le nébulisateur, ou le verrou de porte magnétique. Fermez la porte du système d'imagerie.
      NOTE: Le réticule va changer la taille sur la base du «Field of View" mise en "image vivante;" assurez-vous que cela est réglé sur "B".
  5. Acquérir une image en lançant la séquence d'imagerie. Cliquez sur "Acquérir" dans le "Panneau de configuration d'acquisition." Sur la première Sequ d'imagerierence, activer la sauvegarde automatique si on le souhaite (recommandé) et choisissez un dossier de données. Ignorer le "Edit Imaging Labels" boîte de dialogue jusqu'à la fin de la séquence.
    REMARQUE: Le logiciel de contrôle affiche les actions de l'instrument, étape par étape en temps réel. Après la préparation de la mesure et le déplacement du stade de l'échantillon à la bonne position, il ouvre l'obturateur de la caméra et compte le temps de mesure. L'ouverture de l'obturateur peut également être entendu par un bruit de clic généré par la machine.
  6. Comme l'ouverture de l'obturateur, pulvériser trois salves d'une solution de triéthylamine (1: 3 dans de l'eau / éthanol, 0,24 ± 0,04 ml par pulvérisation rafale) en mettant l'interrupteur à bascule à trois reprises pour générer chimioluminescence.
    NOTE: L'étape de l'échantillon se déplace pendant la mesure. Laisser un câble suffisamment (minimum 40 cm) à l'intérieur de l'instrument pour permettre cela. Assurez-vous que la solution à pulvériser par le nébuliseur peut être aspiré par le tube ascendant et qu'il n'y a pas de bulles d'air dans le tuyau. Avoir plusieurs batterie de rechanges pour le nébuliseur prêt en cas de besoin.

3. Imagerie in vivo Après injection intraveineuse systémique

  1. Dans un microtube de 1,5 ml, la préparation de 100 ul de solution saline tamponnée au phosphate (PBS) , solution contenant entre 8 et 33 nmoles de [Ru (bpy) 3] Cl 2. Préparer une solution aqueuse de (NH 4) 2 Ce (NO 3) 6 dans de l' eau (25 mM) en même temps.
  2. Intraveineusement injecter 100 pi de [Ru (bpy) 3] Cl 2 dans la veine de la queue des souris en bonne santé (n = 5).
  3. Euthanasier les souris 10 minutes après l' injection par l' intermédiaire de CO 2 asphyxie.
    1. Retirer la peau avec une coupe Y du torse, puis retirez l'arc costal dans une forme en U pour exposer le cœur et les poumons. Perfuser les souris en coupant un orifice de sortie dans l'oreillette droite et en injectant 20 ml de PBS à travers une aiguille de calibre 24 dans le ventricule gauche 18. Découpez soigneusement par le ventrela peau et exposer le rein et le foie. Couper longitudinalement à travers les organes pour créer une coupure visible.
  4. Mettre en place l'acquisition comme décrit dans les étapes 2.3-2.6, avec les modifications suivantes.
    1. Après avoir soigneusement lavé le réservoir en plastique nébulisateur, le remplir avec une solution de (NH 4) 2 Ce (NO 3) 6 dans de l' eau (25 mM) au lieu de triéthylamine.
      NOTE: Il est important de rincer la buse du nébuliseur après chaque utilisation, car cristallisant (NH 4) 2 Ce (NO 3) 6 peut détruire la buse de pulvérisation après plusieurs utilisations.
  5. Utilisez l'ensemble des échantillons d'animaux ou d' organes pour l' imagerie.
    1. Pour l'imagerie de l'abdomen entier, positionner la carcasse de la souris avec l'abdomen ouvert face à la caméra et la tête pointant vers l'arrière de l'instrument. Centrer l'organe à imager (par exemple, le foie ou les reins) dans le vert boîte à lumière réticule.
    2. Fou individu imagerie d'organes et de quantification, retirez la souris de l'instrument d'imagerie et la broche vers le bas. A partir de la cavité du corps déjà ouvert, exciser les organes internes (par exemple, les reins, le foie, les poumons, les muscles, la rate, le cerveau et le cœur). Couper à travers la peau de la patte arrière pour exciser le tissu musculaire. Ouvrez soigneusement le crâne avec un scalpel pour exciser le cerveau.
      1. Si l'organe d'intérêt est le foie, les reins ou la rate, couper tous les organes dans la moitié longitudinalement, placer chaque organe sur une boîte de Pétri ou un morceau de papier de construction noir.
    3. Suivez la procédure décrite dans les étapes 2.3-2.6 pour établir l'émission relative du traceur chimiluminescent pour les organes simples.

4. Imagerie in vivo des ganglions lymphatiques

  1. Préparer 10 pi d'une solution de PBS contenant 80 nmol de [Ru (bpy) 3] Cl 2. Préparer une solution aqueuse de (NH 4) 2 Ce (NO 3) 6 en water (25 mM) en même temps.
  2. Injecter 10 ul de la solution sous la peau dans la patte arrière de souris en bonne santé (n = 5). Comme témoin négatif, injecter la patte controlatérale avec 10 pi de pur PBS. Sacrifiez les souris via CO 2 asphyxie 15 min après l'injection. Enlever la peau sur les deux pattes arrière pour exposer les canaux lymphatiques jusqu'aux ganglions lymphatiques poplités.
  3. Mettre en place l'acquisition telle que décrite à l'étape 3.4.
  4. Retirer les ganglions lymphatiques poplités des deux pattes arrière, les couper en deux et les pulvériser avec oxydant sur une boîte de Pétri, comme décrit précédemment (étape 3.5.3), aux fins de quantification.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Résultats

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Le système de nébuliseur décrit dans la section 1 du protocole peut être construit à partir de matériaux facilement disponibles à un faible coût. Il est destiné à être un encart pour la télécommande déclenché par pulvérisation du réducteur / agent oxydant à l' intérieur d' un lecteur de bioluminescence (figure 1). Notre conception permet le fonctionnement en toute sécurité du nébuliseur dans le lecteur de bioluminescence à une distance de 14 cm de la lentille. Pas de bué...

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ici, nous présentons une technologie qui est capable de délimiter le tissu optiquement par l'intermédiaire de l'émission de photons créés par un rapporteur chimioluminescent. Contrairement à d' autres, plus établi, les technologies 4, 5, 6, 7, 8, 9, ce système rapporteur chimioluminescent utilise une sonde d'...

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Déclarations de divulgation

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Remerciements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Les auteurs remercient le professeur Jan Grimm et M. Travis Shaffer pour leurs discussions utiles et M. David Gregory pour la révision du manuscrit. Nous remercions chaleureusement les services techniques fournis par la plateforme d’imagerie animale MSK, soutenue en partie par la subvention de soutien P30CA008748-48 du NIH Cancer Center. Les auteurs remercient les NIH (K25 EB016673 et R21 CA191679, T.R. et 4R00CA178205-02, B.M.Z.), le MSK Center for Molecular Imaging and Nanotechnology (T.R.), la Tow Foundation (C.-B.) et la National Science Foundation Integrative Graduate Education and Research Traineeship (IGERT 0965983 at Hunter College for B.C. and T.M.S.) pour leur généreux soutien. La recherche rapportée dans cette publication a été financée par l’Université des sciences et technologies du roi Abdallah.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Partie A en bois (12,5 × ; 2,5 × ; 1,8 cm)  ; Woodcraft131404Coupé dans une feuille de contreplaqué de bouleau de 3/4 » x 24 » x 30
Partie de bois B (12,7 & fois ; 10,7 & fois ; 1,8 cm)Woodcraft131404Coupé dans une feuille de contreplaqué de bouleau de 3/4 » x 24 » x 30
de bois C (11 × ; 2,5 & fois ; 1,8 cm)Woodcraft131404Coupé dans un 3/4 » x 24 » x 30& rdquo ; Vis en tôle de contreplaqué de bouleau
(4 & times ; 25 mm)Screwfix79939
Harmon Face Values Mini pulvérisateur 3 ozBed, Bath and Beyond
(10 cm d’acier 1/16")Metals Depot Int. Inc.2192
Crayon Classic HBPapermate58592
TromboneOffice Depot221720
câble haut-parleurRCA Inc.
Pile alcaline Energizer 9VEnergizer Holdings Inc.EN22
Hitech HS-82MG, couple de sortie de 3,4 kg/cm @ 6VHitech RCD USA Inc.32082S
Nomde l’entrepriseNuméro de catalogueCommentaires Colliers
serrage en plastique de 28 cmGeneral Electric Inc.50725
Ruban adhésif3M Inc.3939
littleBits w1 fillittleBits Inc.w1 fil
littleBits p1 puissancelittleBits Inc.p1 puissance
littleBits i2 interrupteur à basculelittleBits Inc.i2 interrupteur
littleBits 011 servolittleBits Inc.011 servo
20 cm Fil revêtu de plastique Attaches torsadéesFour Star Plastics71TIE8000
Tris(2,2&prime ;-bipyridyl)dichlororuthénium(II) hexahydratéSigma-Aldrich Inc.
Nitrate d’ammonium et de cérium(IV)Sigma-Aldrich Inc.22249
IsofluoraneBaxter Healthcare1001936060
PBSSigma-AldrichPBS1
ÉthanolSigma-Aldrich2854
TriéthylamineSigma-Aldrich Inc.T0886
EauL’eau a été purifiée à l’aide d’un Milipore Mili-Q (R &ge ; 18 M&Omega ; )
Souris nues femelles JacksonLaboratories19295 - 6 semaines
Souche C57BL/6J  ;   ;
souris mâles NU/J à  ;Jackson Laboratories20196 ans &ndash ; 8 semaines
IVIS 200 lecteur de bioluminescenceCaliper Live Science
4.2 logicielPerkin-Elmer128165
lames de microscopeThermoScientific4951PLUS4
 »  » Partie Tige en acier inoxydable AH1650SNMicro servomoteur de à bascule 224758 Live Image

Références

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Fong, Y., Giulianotti, P. C., Lewis, J., Koerkamp, B. G., Reiner, T. Imaging and Visualization in The Modern Operating Room: A Comprehensive Guide for Physicians. , Springer. (2015).
  2. Nguyen, Q. T., Tsien, R. Y. Fluorescence-guided surgery with live molecular navigation - a new cutting edge. Nat. Rev. Cancer. 13 (9), 653-662 (2013).
  3. Weissleder, R., Pittet, M. J. Imaging in the era of molecular oncology. Nature. 452, 580-589 (2008).
  4. Heller, S., Zanzonico, P. Nuclear probes and intraoperative gamma cameras. Semin. Nucl. Med. 41 (3), 166-181 (2011).
  5. van Dam, G. M., et al. Intraoperative tumor-specific fluorescence imaging in ovarian cancer by folate receptor-α targeting: first in-human results. Nat. Med. 17 (10), 1315-1319 (2011).
  6. Zavaleta, C. L., et al. A Raman-based endoscopic strategy for multiplexed molecular imaging. Proc. Natl. Acad. Sci. U S A. 110 (25), E2288-E2297 (2013).
  7. Harmsen, S., Bedics, M. A., Wall, M. A., Huang, R., Detty, M. R., Kircher, M. F. Rational design of a chalcogenopyrylium-based surface-enhanced resonance Raman scattering nanoprobe with attomolar sensitivity. Nat. Commun. 6, 1-9 (2015).
  8. Thorek, D. L., et al. Positron Lymphography: Multimodal, High-Resolution, Dynamic Mapping and Resection of Lymph Nodes After Intradermal Injection of 18F-FDG. Nucl. Med. 53 (9), 1438-1445 (2012).
  9. Thorek, D. L. J., Riedl, C. C., Grimm, J. Clinical Cerenkov Luminescence Imaging of 18F-FDG. Nucl. Med. 55 (1), 95-98 (2014).
  10. Gross, S., et al. Bioluminescence imaging of myeloperoxidase activity in vivo. Nat. Med. 15 (4), 455-461 (2009).
  11. Lee, J. -J., White, A. G., Rice, D. R., Smith, B. D. In vivo imaging using polymeric nanoparticles stained with near-infrared chemiluminescent and fluorescent squaraine catenane endoperoxide. Chem. Commun. 49 (29), 3016-3018 (2013).
  12. Lee, D., et al. In vivo imaging of hydrogen peroxide with chemiluminescent nanoparticles. Nat. Mater. 6 (10), 765-769 (2007).
  13. Baumes, J. M., et al. thermally activated, near-infrared chemiluminescent dyes and dye-stained microparticles for optical imaging. Nat. Chem. 2 (12), 1025-1030 (2010).
  14. Siraj, N., et al. Fluorescence, Phosphorescence, and Chemiluminescence. Anal. Chem. 88 (1), 170-202 (2016).
  15. Hercules, D. M., Lytle, F. E. Chemiluminescence from Reduction Reactions. Am. Chem. Soc. 88 (20), 4745-4746 (1966).
  16. Kerr, E. Annihilation electrogenerated chemiluminescence of mixed metal chelates in solution: modulating emission colour by manipulating the energetics. Chem. Sci. 6, 472-479 (2015).
  17. Montalti, M., Credi, A., Prodi, L., Gandolfi, M. T. Handbook of Photochemistry 3rd Ed. , CRC Press Taylor & Francis Group. Boca Raton, FL, USA. 379-404 (2006).
  18. Gage, G. J., Kipke, D. R., Shain, W. Whole Animal Perfusion Fixation for Rhodents. J. Vis. Exp. (65), e3564(2012).
  19. Büchel, G. E., et al. Near-infrared intraoperative chemiluminescent imaging. ChemMedChem. , (2016).
  20. Ntziachristos, V., Ripoll, J., Wang, L. V., Weissleder, R. Looking and Listening to Light: the Evolution of Whole-Body Photonic Imaging. Nat. Biotechnol. 23, 313-320 (2005).
  21. Koch, J. H., Gyarfas, E. C., Dwyer, F. P. Biological Activity of Complex Ions Mechanism of Inhibition of Acetylcholinesterase. Austral. J. Biol. Sci. 9 (3), 371-381 (1956).
  22. Juris, A., Balzani, V., Barigelletti, F., Campagna, S., Belser, P., Zelewsky, A. V. Ru(II) polypyridine complexes: photophysics, photochemistry, electrochemistry, and chemiluminescence. Coord. Chem. Rev. 84, 85-277 (1988).
  23. Knoll, J. D., Turro, C. Control and utilization of ruthenium and rhodium metal complex excited states for photoactivated cancer therapy. Coord. Chem. Rev. 282, 110-126 (2015).
  24. Haley, T. J. Pharmacology and toxicology of the rare earth elements. J. Pharm. Sci. 54 (5), 663-670 (1965).
  25. Siekierski, S., Mioduski, T., Salomon, M. IUPAC Commission on Solubility Data. Solubility Data Series. Vol 13. Scandium, Yttrium, Lanthanum, and Lanthanide Nitrates. , Pergamon Press. (1983).
  26. Reiner, T., Jantke, D., Marziale, A. N., Raba, A., Eppinger, J. Metal-Conjugated Affinity Labels: A New Concept to Create Enantioselective Artificial Metalloenzymes. ChemistryOpen. 2, 50-54 (2013).
  27. Zanarini, S., et al. Synthesis and Electrochemiluminescence of a Ru(bpy)3-Labeled Coupling Adduct Produced on a Self-Assembled Monolayer. J. Phys. Chem. C. 112 (8), 2949-2957 (2008).
  28. Liu, R., Lv, Y., Hou, X., Yang, L., Mester, Z. Protein Quantitation Using Ru-NHS Ester Tagging and Isotope Dilution High-Pressure Liquid Chromatography-Inductively Coupled Plasma Mass Spectrometry Determination. Anal. Chem. 84 (6), 2769-2775 (2012).
  29. Jantke, D., et al. Synthetic strategies for efficient conjugation of organometallic complexes with pendant protein reactive markers. J. Organomet. Chem. 744, 82-91 (2013).
  30. Aoki, Y., et al. An experimental xenograft mouse model of diffuse pontine glioma designed for therapeutic testing. J Neurooncol. 108 (1), 29-35 (2012).
  31. Forster, R. J., Bertoncello, P., Keyes, T. E. Electrogenerated Chemiluminescence. Annual Rev. Anal. Chem. 2, 359-385 (2009).
  32. Connell, T. U., James, J. L., White, A. R., Donnelly, P. S. Protein Labelling with Versatile Phosphorescent Metal Complexes for Live Cell Luminescence Imaging. Chem. Eur. J. 21 (40), 14146-14155 (2015).
  33. Zhou, X., et al. Synthesis, labeling and bioanalytical applications of a tris(2,2′-bipyridyl)ruthenium(II)-based electrochemiluminescence probe. Nat. Protoc. 9 (5), 1146-1159 (2014).
  34. Bœuf, G., et al. Encapsulated Ruthenium(II) Complexes in Biocompatible Poly(d,l-lactide-co-glycolide) Nanoparticles for Application in Photodynamic Therapy. ChemPlusChem. 79 (1), 171-180 (2014).
  35. Loizidou, M., Seifalian, A. M. Nanotechnology and its applications in surgery. Brit. J. Surgery. 97 (4), 463-465 (2010).
  36. Barry, N. P. E., Sadler, P. J. Challenges for Metals in Medicine: How Nanotechnology May Help To Shape the Future. ACS Nano. 7, 5654-5659 (2013).
  37. Hasan, K., Bansal, A. K., Samuel, I. D. W., Roldán-Carmona, C., Bolink, H. J., Zysman-Colman, E. Tuning the Emission of Cationic Iridium (III) Complexes Towards the Red Through Methoxy Substitution of the Cyclometalating Ligand. Nat.Sci. Rep. 5, 1-15 (2015).
  38. Truong, J., et al. Chemiluminescence detection with water-soluble iridium(III) complexes containing a sulfonate-functionalised ancillary ligand. Analyst. 139 (22), 6028-6035 (2014).

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Réimpressions et autorisations

Demander l’autorisation de réutiliser le texte ou les figures de cet article JoVE

Demander une autorisation

Mots-clés

Imagerie chimioluminescenteRapporteur au ruth niumSyst me de n bulisationRapport signal sur bruitLecteur de bioluminescenceImagerie in vivoTris bipyridine ruth niumNitrate d ammonium et de c riumSolution de tri thylamineConcentration minimale d tectable

Articles connexes