La chirurgie bariatrique est le moyen le plus efficace de réduire le poids corporel et les complications métaboliques mortelles (diabète, obésité et dyslipidémie) fréquemment associées à l’obésité morbide. Les modèles murins de chirurgie bariatrique représentent un atout unique pour déchiffrer les mécanismes moléculaires à l’origine des effets bénéfiques de ces chirurgies sur le diabète, l’hypertension et la dyslipidémie.
Un abonnement JoVE est requis pour visualiser ce contenu. Connectez-vous ou commencez votre période d'essai gratuite.
Article de méthode
Techniques de sleeve gastrectomie et modification Roux-en-Y bypass gastrique chez la souris
* These authors contributed equally
Dans cet article
Résumé
Résumé
L'obésité est un problème majeur de santé publique, avec une prévalence de 4 à 28% pour les hommes et de 6,2 à 36,5% pour les femmes en Europe (2003-2008). L'obésité morbide est souvent associée à des complications métaboliques, comme le diabète de type 2, l'hypertension et la dyslipidémie, la réduction de l'espérance et la qualité vie. En l'absence de tout traitement non invasive efficace, la chirurgie bariatrique est une option thérapeutique précieuse pour les patients souffrant d' obésité morbide (indice de masse corporelle (IMC)> 40 kg / m 2), conduisant à long terme, soutenue perte de poids et l' amélioration des complications métaboliques . Cependant, les mécanismes cellulaires et moléculaires sous-jacents supportant les effets bénéfiques de la chirurgie bariatrique ne sont pas encore entièrement compris. En raison des nombreuses souches génétiquement modifiées disponibles, le modèle de la souris est le modèle animal le plus pratique pour explorer les mécanismes moléculaires derrière les effets bénéfiques pléiotropiques des chirurgies bariatriques. Ici, nous avons détaillé le Healthc optimisésont des méthodes et des protocoles chirurgicaux chez des souris pour les deux chirurgies bariatriques les plus couramment utilisés: la sleeve gastrectomie et la dérivation gastrique de Roux-en-Y modifiée. Décrypter les mécanismes moléculaires sous-jacents aux effets thérapeutiques des chirurgies bariatriques offre la promesse d'identifier de nouvelles cibles thérapeutiques.
Introduction
La pandémie mondiale de l'obésité et le diabète est dévastateur dans la sévérité. Plus de deux milliards d' adultes dans le monde (30% de la population) sont soit en surpoids (IMC> 25 kg / m 2) ou obèses (IMC> 30 kg / m 2) 1. Cela peut venir avec des complications métaboliques, comme le diabète de type 2, l'hypertension et la dyslipidémie, conduisant à une augmentation de la morbidité et de la mortalité. L' obésité augmente la mortalité globale et la prévalence du cancer 2. En raison de l'absence de traitements non invasifs efficaces, la chirurgie bariatrique représente la seule option qui peut conduire à long terme, la perte de poids durable 3, 4. Un certain nombre de différentes méthodes chirurgicales ont été développées, mais le sleeve gastrectomie (SG) et la dérivation gastrique de Roux-en-Y (DGRY) sont les deux procédures les plus couramment utilisés dans la pratique clinique. Pendant la procédure de SG, 80% du volume initial de l'estomacenlevés; Par conséquent, cette technique est l'une des chirurgies restrictives qui améliore la satiété. Le DGRY est l'une des techniques de malabsorption-restrictif. Pendant DGRY, une petite poche gastrique (1-2% du volume gastrique totale) est créé et l'intestin est réarrangé en une forme en Y, ce qui retarde la digestion et l'absorption des nutriments. Ces deux techniques conduisent à des réductions significatives de poids corporel et une amélioration générale de comorbidités fréquemment associés (par exemple, l' hypertension, le diabète de type 2 et la dyslipidémie) 3, avec une plus grande efficacité vu dans DGRY. Cependant, les mécanismes moléculaires à l'origine des effets bénéfiques pléiotropiques des chirurgies bariatriques sont souvent pas complètement élucidés. En raison des nombreuses souches génétiquement modifiées disponibles, un modèle de souris est le modèle animal le plus pratique pour explorer ces mécanismes moléculaires.
Toutefois, les procédures bariatrique sont difficiles à adapter directement aux petits modèles animaux et require dextérité chirurgicale haute. Alors que SG peut être facilement réalisée chez les rongeurs avec un taux de survie très bon, DGRY est létale chez la souris en raison de graves obstructions intestinales 5. Techniques de DGRY modifiées différentes ont été proposées pour remédier à ce problème, notamment le 5 oesojejunostomy. Ici, nous présentons une autre alternative: l'gastrojéjunostomie sans excision de l'estomac. Cette DGRY modifiée reproduit la plupart des effets bénéfiques observés chez les humains ( par exemple, une réduction de poids corporel important et une amélioration de la glycémie et de l' homéostasie lipidique).
Ce manuscrit a pour but de résumer et de discuter des détails techniques et expérimentaux de SG et DGRY chez la souris et de faciliter ces procédures avec l'aide de vidéos. Un point culminant particulier sera fait en ce qui concerne l'optimisation des protocoles de soins préopératoires et postopératoires qui permettent la réduction des vitamines et carences en fer.
Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.
Protocole
Animaux et le logement: Obtenir 8 semaines d'âge des souris mâles C57BL / 6. À l'âge de 10 semaines, donner le C57BL / 6 libre accès à l'eau et un régime alimentaire riche en matières grasses (DIO régime alimentaire: 35% kcal de matières grasses, 25,8% de caséine, 1,30% AIN minérale, 1,30% de vitamines, 1,70% de phosphate dicalcique, 0,7 carbonate% de calcium, 2,10% citrate de potassium, 0,026% de bitartrate de choline, 8,9% de saccharose, 0,384% de cystine, 6,5% de cellulose, 31,7% de saindoux, 3,3% d'huile de soja et 16,29% de maltodextrine) pour 8 (SG) ou 14 (RYGB) semaines avant les chirurgies bariatriques. Pour favoriser le gain de poids, donner à la souris dédiée à la chirurgie DGRY (simulacre et DGRY) l'eau contenant 20% de fructose (p / v) en plus du régime alimentaire riche en matières grasses.
Déclaration éthique: Toutes les étapes de protocole décrites ci-dessous, suivez les directives du Comité d'éthique de l'expérimentation animale des Pays de la Loire sous le numéro d'agrément 01.953,01.
1. préopératoire Préparation générale
- Rapide les souris pendant 6 h avant la chirurgie. Gel diet la nourriture a été donné 3 jours avant la chirurgie et exclusivement un jour avant la chirurgie. Induire une anesthésie dans une chambre avec 5% d' isoflurane (0,4 L / min) et O 2 (dioxygène; 0,4 L / min). Effectuer un test toe-pincement pour confirmer que l'anesthésie est efficace. Administrer des analgésiques (0,1 mg / kg buprénorphine), des antibiotiques (10 mg / kg marbofloxacine), et pro-cinétiques (1 mg / kg métoclopramide) par injections sous - cutanées.
- Allouer une zone de travail spécifique pour les interventions chirurgicales (éloignés de la circulation et de ventilation de laboratoire ventilateurs). Nettoyer la zone chirurgicale avec des désinfectants de surfaces dures dédiées. Placez un coussin chauffant sur la zone de l'espace de travail pour maintenir homéothermie de la souris pendant la chirurgie. Appliquer un underpad absorbant propre sur le coussin chauffant.
- Raser l'abdomen du sternum au pelvis en utilisant un rasoir électrique. Enveloppez l'abdomen de la souris dans stérilisée pellicule plastique (Figures 1A et 2A) et placer la souris en position couchée sur le chauffage pun d.
- Appliquer une pommade vétérinaire sur les yeux pour prévenir la sécheresse sous anesthésie. Placer la souris dans le cône de nez et à maintenir l' anesthésie avec 2% d' isoflurane (0,4 L / min) et O 2 (0,4 L / min).
- Avant de commencer l'opération, mettre une blouse stérile d'examen, une casquette de gommages jetable, un masque et des gants stériles. Ouvrez un package autoclavé contenant un ensemble d'instruments chirurgicaux stérilisés, ce qui est nécessaire pour toutes les étapes de la chirurgie. Couper une fenêtre dans la pellicule de plastique stérilisée et désinfecter la peau avec 2 solutions de povidone-iode successifs.
2. sleeve gastrectomie: Procédure chirurgicale
- Laparotomie médiane (figure 1B)
- Sous un microscope binoculaire et avec un scalpel, effectuer une incision médiane du sternum au milieu de l'abdomen pour ouvrir la cavité abdominale (ne pas endommager les muscles abdominaux). Protéger la peau avec une compresse stérile imbibée de solution C saline 37 °.
- L' exposition de l' estomac (figure 1C)
- mobiliser doucement l'estomac en utilisant des tampons humidifié coton. Libérez l'estomac de ses latéraux proches des pièces jointes du tissu conjonctif à l'aide de tampons de coton humidifié ou micro ciseaux.
- Doucement, extérioriser l'estomac pleinement et placer un collagène hémostatique compresse derrière l'estomac. Suturer le pylore et l' œsophage vaisseaux le long de la grande courbure gastrique avec 8,0 sutures non absorbables afin d' éviter les saignements futurs (figure 1D et E). Note: L'utilisation hémostatique peut induire des lésions tissulaires, assurez-vous d'utiliser uniquement sur les tissus qui visent à réséquer.
- Résection de la région cardiaque de l' estomac (fundus)
- Effectuer une gastrotomie sur la ligne anatomique présente entre la région du pylore (corpus) et la région cardiaque de l' estomac (fundus) (figure 1F).
- Retirer les aliments résiduels avec 2 tampons de coton humidifié les uns envers lescôté de l'estomac. Utilisation de micro ciseaux, couper l'estomac le long de la frontière entre le fond et le corps de l'estomac (figure 1G).
- Appuyez sur un collagène hémostatique compresse pendant 2 minutes en cas de saignement majeur. Fermer l'ouverture de l' estomac avec 8,0 sutures non absorbables de la jonction gastro-œsophagienne à l'extrémité de l'incision (figure 1H).
- Relèvement de la région pylorique de l' estomac (corpus)
- Terminer la résection de l' estomac le long de la grande courbure de manière à éliminer environ 80% de l'estomac (figure 1I). Uniformiser la largeur de la SG à 3 mm. Appuyez sur un collagène hémostatique compresse pendant 2 minutes en cas de saignement majeur.
- Fermez l'ouverture de la région pylorique de l'estomac avec 8,0 suture non résorbable (figure 1J). Rouler délicatement 2 tampons de coton humidifié vers chaque côté de l'estomac pour faire en sorte que la suture est étanche.
- Complet avec 8,0 sutures non résorbables en cas de fuite. Retirez les compresses de collagène hémostatiques et retourner l'estomac dans la cavité abdominale. Laisser un collagène hémostatique comprimer contre la suture.
- fermeture abdominale
- Fermez la couche musculaire de la paroi abdominale avec 5,0 sutures non résorbables (Figure 1K). Réduire l'anesthésie en réduisant la concentration d'isoflurane à 1%. Fermez la peau en utilisant 5,0 sutures non résorbables (Figure 1L).
3. Roux-en-Y bypass gastrique: Procédure chirurgicale
- laparotomie médiane
- Sous un microscope binoculaire et avec un scalpel, effectuer une incision médiane du sternum au milieu de l'abdomen pour ouvrir la cavité abdominale (ne pas endommager les muscles abdominaux). Protéger la peau avec une compresse stérile imbibée de 37 ° C une solution saline (figure 2B).
- Membre biliopancréatique et membre alimentaire
- Externaliser l'intestin (figure 2C). Mesure 8 cm du pylore et effectuer deux ligatures de l'intestin avec 5,0 sutures non résorbables (Figure 2D).
- Couper l'intestin entre les deux ligatures (figure 2E). Placez la branche proximale des deux extrémités dans le quadrant supérieur gauche de l'abdomen. Remarque: Il sera utilisé en tant que membre alimentaire (Figure 2F).
- Placer le membre distal des deux extrémités tournées vers la branche alimentaire de 6 cm au- dessous de la branche proximale (figure 2F).
NOTE: Il sera utilisé en tant que membre biliaire.
- Jéjuno-jéjunostomie
- Couper la fois la branche proximale et la boucle de l' intestin au moyen de micro ciseaux et effectuer deux incisions antimésentérique de la même longueur (Figure 2G et 2H).
- Effectuer un côté à côté anastomose avec deux 8,0sutures non résorbables. Effectuer l'anastomose face dorsale première (figure 2I), suivie par l'anastomose côté ventral (Figure 2J).
- Rouler délicatement 2 tampons de coton humidifié vers chaque côté de l'anastomose pour assurer que la suture est étanche. Complet avec 8,0 sutures non résorbables en cas de fuite.
- Gastro-jéjunostomie
- mobiliser doucement l'estomac en utilisant des cotons-tiges humectés. Libérez l'estomac de ses latéraux proches des pièces jointes du tissu conjonctif à l'aide de tampons de coton humidifié ou micro ciseaux.
- Doucement, extérioriser l'estomac complètement, en plaçant un collagène hémostatique re-absorbable compresse derrière l'estomac. Effectuer une ligature du pylore en utilisant un fil de suture non résorbable 5.0 traversé l'épiploon utilisant des micro pince courbe (Figure 2K et 2L).
- Couper à la fois la face ventrale de l'estomac, 1,5 cm du pylore, et le membre distalau moyen de micro ciseaux, créant ainsi deux incisions de la même longueur (figure 2 M).
- Effectuer anastomose côte à côte avec deux 8,0 sutures non résorbables. Commencez avec l'anastomose côté dorsal (Figure 2N), puis effectuer l'anastomose face ventrale (Figure 2O). Rouler délicatement 2 tampons humidifié coton vers chaque côté de l'anastomose pour assurer que la suture est étanche. Complet avec 8,0 sutures non résorbables en cas de fuite.
- fermeture abdominale
- Fermez la couche musculaire de la paroi abdominale en utilisant 5,0 sutures non résorbables (Figure 2P). Réduire l'anesthésie en réduisant la concentration d'isoflurane à 1%. Fermez la peau en utilisant 5,0 sutures non résorbables (Figure 2Q) .Administer 25 mL / kg de solution saline chaude par injection sous - cutanée.
4. Général Soins postopératoires
- Arrêtez isofluraneet continuer avec un O 2 débit de 0,8 L / min jusqu'à ce que la souris est pleinement éveillé. Ne laissez pas la souris sans surveillance jusqu'à ce qu'il reprenne le contrôle du moteur, indiquée par le départ des animaux pour se déplacer autour de la cage et être capable de se lever et marcher sans tomber.
- Placer la souris (une seule souris par cage) dans une étuve à 30 ° C, les conditions de température pendant 5 jours.
- Maintenir le fer (0,5 mg / kg / jour, injection sous-cutanée) et de la vitamine (800 mg / 180 ml dans l'eau) supplémentations chez les souris DGRY jusqu'à la fin du protocole.
- Retour libre accès à l'alimentation de gel alimentaire (régime gel-riche en matières grasses: 10% de saindoux, le sucre liquide 10%, 57% d'eau) pendant 5 jours après la chirurgie. Réintroduire une alimentation solide 3 jours après la chirurgie.
- Par voie sous- cutanée injectent buprénorphine (0,1 mg / kg, deux fois par jour, du jour 0 au jour 3 après la chirurgie), le méloxicam (1 mg / kg, du jour 0 au jour 3 après la chirurgie), le métoclopramide (1 mg / kg, du jour 0 au 5 jours après la chirurgie), et marbofloxacine (10 mg / kg, du jour 0 au jour 3 aFTE Chirurgie r).
Évaluation 5. postopératoires Metabolic Paramètres
- Mesure de la consommation alimentaire
- Laisser les souris se rétablir pendant 1 semaine après l'intervention chirurgicale. Maison de la souris par une cage. Mesurer la quantité d'alimentation solide placé dans la cage. Poids restants 24 alimentaires h plus tard. Répétez cette étape aussi longtemps que nécessaire.
- Test de tolérance au glucose oral
- Rapide les souris pendant 6 h avant la bolus orale. Récolter une goutte de sang de la pointe de la queue et l'appliquer sur une bande de glucose inséré dans un glucomètre pour déterminer le temps 0 sang valeur de glucose.
- Administrer un bolus par voie orale d'une solution de D-glucose à 20% (2 g / kg). Mesurer les niveaux de glucose dans le sang à 15, 30, 60 et 120 minutes après gavage.
- Analyse des taux d'hémoglobine
- L'utilisation d'un système d'hématologie, mesurer 20 pi de sang frais pour échantillonner le taux d'hémoglobine.
- Anesthésier les souris par injection intrapéritonéale d'une solution de xylazine / kétamine (10/80 mg / kg). Effectuer une dislocation cervicale. Vérifier l'euthanasie complète en veillant à ce que le cœur ne bat pas et le réflexe de clignement globe oculaire est perdu.
Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.
Résultats
Conditions générales
La durée opératoire moyenne pour la procédure de SG était de 49,3 ± 1,5 min. Nous avons retiré 62,8 ± 5,0 mg de l'estomac, ce qui représente environ 80% pour cent de l'estomac. Aucune souris sont mortes au cours de la chirurgie ou pendant les sept jours suivants. Une souris (7,1%) est décédé le 11 e jour postopératoire en raison d'une obstruction gastrique provoquée par un bézoa...
Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.
Discussion
Pour surmonter l'épidémie croissante de l'obésité, les premières procédures de chirurgie bariatrique sont apparus dans les années 1960 aux États-Unis. Depuis lors, le nombre de procédures effectué à travers le monde chaque année encore augmenter, et aujourd'hui, ces techniques représentent la meilleure option thérapeutique pour la prise en charge de l' obésité morbide 6. Parmi les procédures développées, SG et DGRY sont les deux méthodes les plus populaires utilisés dans la pratiq...
Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.
Déclarations de divulgation
Les auteurs ne déclarent aucun conflit d’intérêts.
Remerciements
Nous remercions Gilles Mithieux et Aude Barataud (INSERM U1213, Lyon, France) ainsi que Marie Liabeuf et Stéphanie Lemarchand-Minde (Animal facility, l’Institut du Thorax, Nantes, France) pour leur aide avec le protocole de soins aux animaux. Ce travail a été soutenu par des subventions de la région des Pays de la Loire, de la Fondation d’Avenir et de la Banque Casden. Nous tenons à remercier Catherine Postic, Fadila Benhamed et Michelle Caüzac de l’institut Cochin pour leur hospitalité et leur aide pendant le processus de tournage.
Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.
Matériaux
| Nom | Entreprise | Numéro de catalogue | Commentaires |
|---|---|---|---|
| Médicaments | |||
| Régime riche en matières grasses | Dio régime | sûr Isoflurane | |
| Forane | Baxter | ||
| Buprénorphine | Buprecare | Animalcare | |
| Marbofloxacine | Marbocyl | Vetoquinol | |
| Ammonium citrate de fer, vitamines PP-B12 | Fercobsang | Vetoquinol | |
| Vitamines A-D3-E-K-B | Vita Rongeur | Virbac | |
| NaCl 0,9 % | NaCl 0,9 % | ||
| Solution de povidone | Bétadine Gommage | Bétadine | |
| Solution de Povidone | Bétadine Solution | Betadine | |
| Carboptol 980 NF | Ocrygel | TVM | |
| Nom | Références | Company | Comments |
| >Sutures | |||
| Prolene® ; | 8.0, 6,5 mm | Ethicon | |
| Prolene® ; | 5.0, 13 mm | Ethicon | |
| Nom | Références | Entreprise | Commentaires |
| Equipements chirurgicaux | |||
| Scissors | FST | ||
| Porte-aiguille | Olsen-Hegar | FST | |
| Micro ciseaux | Vannas | FST | |
| Micro pinces ; | Graefe | FST | |
| Micro pince incurvée | Graefe | FST | |
| Porte-micro-aiguille incurvé | Castroviejo | FST | |
| Compresse de collagène hémostatique | Pangen | Urgo | |
| Sous-vêtements | VWR | ||
| Nom | Références | Entreprise | Comments |
| >Equipements spécifiquesSystème d’hématologie | |||
| ; | Hemavet 950FS | Hemavet | |
| Bandelettes de glucose et glucomètre | One touch Verio | Life scan | |
| Stéréomicroscope | MZ6 | Leica ; |
Références
- Ng, M., Fleming, T., et al. Global, regional, and national prevalence of overweight and obesity in children and adults during 1980-2013: a systematic analysis for the Global Burden of Disease Study 2013. The Lancet. 384 (9945), 766-781 (2014).
- Calle, E. E., Thun, M. J., Petrelli, J. M., Rodriguez, C., Heath, C. W. Body-mass index and mortality in a prospective cohort of U.S. adults. The New England Journal of Medicine. 341 (15), 1097-1105 (1999).
- Sjöström, L., Lindroos, A. K., et al. Lifestyle, diabetes, and cardiovascular risk factors 10 years after bariatric surgery. The New England Journal of Medicine. 351 (26), 2683-2693 (2004).
- Buchwald, H., Avidor, Y., et al. Bariatric surgery: a systematic review and meta-analysis. JAMA. 292 (14), 1724-1737 (2004).
- Yin, D. P., Gao, Q., et al. Assessment of different bariatric surgeries in the treatment of obesity and insulin resistance in mice. Annals of surgery. 254 (1), 73-82 (2011).
- Buchwald, H., Oien, D. M. Metabolic/Bariatric Surgery Worldwide 2008. Obesity Surgery. 19 (12), 1605-1611 (2009).
- Liu, W., Zassoko, R., et al. Establishment of duodenojejunal bypass surgery in mice: A model designed for diabetic research. Microsurgery. 28 (3), 197-202 (2008).
- Lan, Z., Zassoko, R., et al. Development of techniques for gastrojejunal bypass surgery in obese mice. Microsurgery. , (2010).
- Schlager, A., Khalaileh, A., et al. A mouse model for sleeve gastrectomy: Applications for diabetes research. Microsurgery. 31 (1), 66-71 (2011).
- Troy, S., Soty, M., et al. Intestinal Gluconeogenesis Is a Key Factor for Early Metabolic Changes after Gastric Bypass but Not after Gastric Lap-Band in Mice. Cell Metabolism. 8 (3), 201-211 (2008).
- Seyfried, F., Lannoo, M., et al. Roux-en-Y gastric bypass in mice--surgical technique and characterisation. Obesity surgery. 22 (7), 1117-1125 (2012).
Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.
Réimpressions et autorisations
