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Article de méthode

Guidée par échographie intracardiaque Injection des cellules souches mésenchymateuses d’augmenter le retour vers l’intestin pour une utilisation dans des modèles murins de maladies intestinales inflammatoires expérimentale

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DOI :

10.3791/55367

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1 septembre 2017

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1Division of Gastroenterology and Liver Disease, University Hospitals, Digestive Health Research Institute, Case Western Reserve University, 2Case Cardiovascular Research Institute, School of Medicine, Case Western Reserve University, 3Department of Medicine, Harrington Discovery Institute, Harrington Heart and Vascular Institute, University Hospitals Case Medical Center, 4Department of Radiology, University Hospitals Case Medical Center, 5Department of Biology - Skeletal Research Center, Case Western Reserve University

Dans cet article

Résumé

Murines études sur des modèles d’inflammation du côlon ont montré qu’un faible pourcentage (1-5 %) des cellules souches mésenchymateuses (CSM) injecté par voie intraveineuse ou par voie intrapéritonéale à domicile à l’inflammation du côlon1,2. Cette étude montre que guidée par échographie intracardiaques injections de MSCs entraîner localisation accrue à l’intestin.

Résumé

Maladie de Crohn (MC) est une maladie inflammatoire chronique commune du petit et du gros intestin. Murins et humains cellules souches mésenchymateuses (CSM) ont un potentiel immunosuppresseur et auraient dû être divulgués pour supprimer l’inflammation dans les modèles murins d’inflammation intestinale, même si la voie d’administration peut limiter leur homing et efficacité 1 , 3 , 4 , 5. application locale de MSCs aux modèles de lésion colique a montré une efficacité supérieure à atténuer l’inflammation du côlon. Cependant, il y a peu de données sur les techniques pour améliorer la localisation de MSCs de moelle osseuse humaines (CSM) à l’intestin grêle, le site de l’inflammation dans le modèle de SAMP-1/YitFc (SAMP) maladie de Crohn expérimentale. Cet ouvrage décrit une nouvelle technique d’injection intracardiaque guidée par échographie de CSM chez les souris de la SAMP, un modèle bien caractérisé spontané de l’inflammation intestinale chronique. Sexe - et appariés selon l’âge, les souris AKR/J (AKR) exempte d’inflammation ont été utilisés comme témoins. Pour analyser la biodistribution et la localisation, les CSM ont été transduites avec un lentivirus contenant un journaliste triple. Le journaliste triple se composait de la luciférase firefly (fl), pour l’imagerie bioluminescente ; protéine fluorescente rouge monomérique (RDRF), pour le tri des cellules ; et tronquée de l’herpès simplex virus thymidine kinase (ttk), pour l’imagerie par émission de positrons (TEP). Les résultats de cette étude montrent que 24 h après l’administration intracardiaque, CSM localiser dans l’intestin des souris SAMP par opposition à exempte d’inflammation des souris AKR. Ce roman, injection guidée par ultrason du CSM dans le ventricule gauche de souris SAMP assure un taux de réussite élevé de livraison de cellule, permettant la récupération rapide des souris avec une mortalité et une morbidité minime. Cette technique pourrait être une méthode utile pour la localisation accrue de MSCs dans d’autres modèles d’inflammation intestinale grêle, tels que TNFΔRE,6. Les études à venir détermineront si la localisation accrue du CSM par voie intra-artérielle peut conduire à une augmentation efficacité thérapeutique.

Introduction

Maladie de Crohn (MC) est une maladie inflammatoire chronique commune du petit et du gros intestin et est probablement le résultat d’une réponse inappropriée du système immunitaire hôte à microbes intestinaux7,8. Des études récentes ont montré que les murins et humains cellules souches mésenchymateuses (CSM) peut supprimer l’inflammation dans les modèles murins d’inflammation intestinale1,3,4,5. Il y a plusieurs essais cliniques en cours qui utilisent MSCs humaines dérivées de la moelle osseuse ou du tissu adipeux pour traiter les patients atteints de maladie intestinale inflammatoire (MII), qui comprend le CD9. Deux itinéraires pour la thérapie de la CSM ont été utilisées dans ces essais cliniques : l’un implique la perfusion systémique (c.-à-d., par voie intraveineuse) de MSCs pour EIA luminale (y compris les CD) et l’autre consiste en l’application localisée/injection de cellules souches dans la fistule tract de patients avec CD périanale. Dans une récente méta-analyse de thérapie MSC pour EIA, systémique (c.-à-d., par voie intraveineuse) thérapie MSC pour EIA luminale (y compris les CD) a été efficace chez jusqu'à 40 % (IC à 95 % : 7-79 %) des patients, alors que l’efficacité était beaucoup plus élevée, à 61 % ([IC95 : : 36-85 %), quand les MSCs ont été injectés localement à la malade de fistule CD9. Multicentrique récente phase III randomisée contrôlée contre placebo d’allogéniques cellules souches adipeuses injecté directement dans la fistule périanale de CD patients a montré des preuves cliniques et radiologiques statistiquement significative des fistules périanales, guérison, corroborant les résultats de la méta-analyse de10. Les raisons de la faible efficacité de la thérapie MSC administrée par voie intraveineuse pour CD luminal a été suffisamment examinés, mais une des raisons est peut-être le homing inadéquat de MSCs sur le site de l’inflammation. Murines études sur des modèles d’inflammation du côlon ont montré que seulement un faible pourcentage de MSCs (1-5 %) injecté par voie intraveineuse atteignent le côlon enflammé ; les MSCs restants sont filtrées par les poumons (effet de premier passage)1,2 ,5,11,12. Plusieurs études de recherche murins ont donc utilisé la voie intrapéritonéale (i.p.) pour l’administration de MSC dans les modèles animaux de colite4. Cependant, ils ont également démontré que seulement une petite fraction des cellules atteignent et greffer le côlon et que l’efficacité est liée à la sécrétion de facteurs solubles paracrine, comme des gènes inductibles par le facteur de nécrose tumorale 6 protéines (STG-6)2. Le mécanisme MSC de l’immunosuppression et la guérison implique une approche multiforme qui implique paracrine ; facteurs de proximité indépendant de cellules, comme STG-6 ; facteurs de proximité-dépendante, de la cellule comme programmé mort-ligand 1 (PD-L1) ; ou en escalier 1. Donc, localisation MSC sur le site de l’inflammation peut entraîner une augmentation efficacité9,13. En effet, une étude récente montre que MSCs directement implantés à l’endroit de la blessure du côlon dans la guérison en sécrétant l’angiogenèse favorisant vasculaire facteur de croissance endothéliale (VEGF). En revanche, un effet minime de guérison a été noté après injection intraveineuse de5. Pour augmenter leur localisation sur le site de l’inflammation (c.-à-d., l’intestin grêle chez les souris SAMP), cette technique d’injection intracardiaque guidée par échographie pour l’administration de MSC dans le ventricule gauche a été développée. Guidée par l’image injection assure une injection précise, ce qui conduit à un taux de réussite supérieur à diminué le taux de mortalité et de morbidité. Par ailleurs, l’injection de MSCs dans le ventricule gauche remet à la circulation artérielle, où ils peuvent atteindre l’intestin enflammé avant de devenir emprisonné dans les poumons.

Dans cette étude, MSCs de moelle osseuse humaines (CSM) ont été utilisées pour l’injection dans le modèle murin de SAMP-1/YitFc (SAMP) du CD14. SAMP est un modèle murin spontané bien caractérisé d’inflammation chronique qui développe l’inflammation intestinale-petit avec presque 100 % de pénétrance14. L’inflammation se développe en réponse à la microflore en l’absence de toute manipulation génétique, immunologique ou chimique et ressemble à humain CD11. Souris de la AKR/J (AKR) inflammation-free Sex - et appariés selon l’âge, les souris contrôle parental du SAMP, ont été utilisées dans cette étude.

Le CSM ont été isolés et élargi en laboratoire des échantillons de moelle osseuse (BM) provenant de donneurs normaux, non identifiés après que consentement éclairé à l’aide de validé et publié précédemment protocoles15,16. Après isolement et l’expansion, la capacité MSC en ostéogénique, adipocytaire, et différenciation chondrogéniques a été évaluée en laboratoire par plusieurs essais sur15. Le test fonctionnel ostéogénique a été réalisé par l’implantation des cubes en céramique d’une matrice hydroxyapatite/tricalcium phosphate contenant du CSM par voie sous-cutanée dans les sujets immunodéprimés de souris SCID CB17-Prkdc17. Le test de cube montre ostéogenèse et chondrogenèse potentiels et est considéré comme l’ultime épreuve d’évaluation individuelle MSC préparations17. Pour visualiser le CSM en vivo après l’injection, les lentivirus servait à transduce CSM avec construction de gène de journaliste triple qui se compose de la luciférase firefly (fl), protéine fluorescente rouge monomérique (RDRF) et l’herpès simplex thymidine kinase virale (ttk ), conduit par un sarcome myéloprolifératifs mis à jour le virus (mnd) promoteur18. La luciférase firefly dans le journaliste triple est une enzyme que luciférine injecté tectrices à oxyluciferin au CSM et produit des photons/blanc bleu. Ceci est détecté par la caméra sensible dispositif à couplage de charge (CCD) (bioluminescence) dans in vivo d’imagerie système, qui permet la visualisation du CSM direct chez la souris optique. Bioluminescence imaging (BLI) est une technique sensible qui peut être utilisée en série pour le suivi des cellules et pour l’analyse des ex vivo . L’utilisation d’un promoteur fort MINISTERIELLE entraîne l’expression continue de la construction de gène de journaliste triple fusion et permet l’imagerie des CSM injectée pendant plus de 16 semaines19. Le CSM est difficiles à transmettre et ont un rendement faible de transduction. En utilisant un protocole optimisé, l’efficacité de la transduction du CSM a été améliorée et l’expression du transgène a été renforcée18. À l’aide d’expression RDRF (un des gènes journaliste triple) sur la cytométrie en flux, la capacité à transmettre le CSM à rendement élevé jusqu'à 83 % a été démontrée. Différenciation des essais et des essais in vivo cube démontré la capacité de la CSM transduite à se différencier en chondrocytes, les adipocytes et les ostéocytes,17.

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Protocole

toutes les expériences de la souris et les procédures dans l’étude ont été approuvées par l’Université Case Western Reserve ' s Institutional Animal Care et Comité d’urbanisme. Les procédures ont été menées en liaison pour évaluation et accréditation des soins aux animaux de laboratoire (AAALAC) accrédités par l’installation. La BM a été aspiré dans un protocole approuvé par le Conseil de révision institutionnelle Université hôpitaux l’installation de base de cellules souches à Case Western Reserve University après consentement éclairé.

1. culture et Transduction de la moelle osseuse humaine dérivées de cellules souches mésenchymateuses (CSM)

Remarque : l’isolement du CSM est décrite en détail dans les précédentes publications 15 , 20.

  1. Culture isolée CSM dans Dulbecco ' milieu de glucose (DMEM-LG) s Modified Eagle mi-doux additionné de 10 % sérum fœtal (SVF). La culture des cellules à 37 ° C, humidité de 95 % et 5 % de CO 2 dans des flacons de T175 avec 25 mL de milieu de croissance. Remplacer le support tous les 3-4 jours. Le 14e jour, effectuer le passage principal du CSM.
    1. Lorsque les cellules atteignent 80 % confluence, supprimer complètement le milieu de la vieil et laver délicatement les cellules avec 5 mL de sérum physiologique stérile tamponnée au phosphate (PBS ; pour les flacons de culture de tissus de 75 cm).
    2. Enlever les PBS de la fiole et ajouter 4 mL de 0,25 % acide de trypsine-tétraacétique (EDTA). Replacez la fiole dans l’incubateur à 37 ° C pendant 5-10 min. Gardez le temps d’exposition aussi bref que possible.
    3. Lorsque la majorité des cellules est devenues bien-arrondie ou ont détaché de la boîte de Petri, arrêter la réaction en ajoutant un volume de sérum de veau égal à la moitié du volume de la trypsine.
    4. Transférer la suspension de cellules dans un tube à centrifuger de taille appropriée. Centrifuger les cellules à 400 x g pendant 5 min et puis retirer délicatement le surnageant.
    5. Remettre en suspension les cellules dans 5 mL de milieu (DMEM-LG + 10 % FBS) et compter les cellules avec un hémocytomètre.
      Remarque : À ce stade, les cellules peuvent être repiqués ou transduites avec triple reporter.
  2. Effectuer la transduction du CSM avec triple reporter.
    1. Graines 1,5 x 10 6 cellules dans un T175 fiole. La culture des cellules dans 25 mL de milieu de culture à 37 ° C, 95 %, humidité et 5 % de CO 2. Attendre 24 h pour les cellules d’attacher.
    2. Faire un virus cocktail dans des tubes de 15 mL, comme décrit dans référence 18.
      1. Dégel lentivirus à 37 ° C dans une eau de bain. Ajouter 160 µL d’une solution de sulfate de proteamine 5 mg/mL dans Dulbecco ' s Modified Eagle moyenne (DMEM) jusqu'à 8 mL de milieu de culture (DMEM-LG + 10 % FBS) pour une concentration finale de 100 µg/mL. Vortexer pendant 3 s. Ajouter une multiplicité de virus d’infection (MOI) de 5 (1ère fois décongelés) .
    3. Retirez le support du flacon de culture cellulaire (étape 1.2.1) et ajouter le cocktail de virus dans les cellules. Incuber pendant 10 heures à 37 ° C, humidité de 95 % et 5 % de CO 2.
  3. Ajouter 4 mL de sulfate de proteamine 100 µg/mL dans 4 mL de DMEM-LG + 10 % FBS et incuber pendant une h 14 supplémentaires
  4. Arrêter la transduction après 24h en remplaçant 25 ml de milieu (DMEM-LG + 10 % FBS).
  5. Efficacité de transduction de confirmer en évaluant l’expression RDRF par écoulement cytometry 18.
    NOTE : Ici, le CSM qui était transduites avec plus de 65 % efficacité servaient.
  6. Étendre les cellules en remplaçant avec 25 mL de milieu frais (DMEM-LG + 10 % FBS) deux fois par semaine. La culture des cellules à 37 ° C, 95 %, humidité et 5 % de CO 2. Passage des cellules après avoir atteint 80 % confluent.
  7. Après avoir atteint le nombre de cellules voulu, effectuer la trypsinisation selon les étapes 1.1.2 - 1.1.4.
  8. Compter les cellules et suspendez-les dans du PBS stérile (1 x) dans la concentration finale de 1 x 10 6 cellules/75 µL. garder les cellules sur la glace pour le transport de la machine à ultrasons. Pour les expériences, utilisez CSM des numéros de passage 2-5.

2. L’Injection intracardiaque de CSM guidée par ultrasons dans le ventricule gauche

Remarque : utilisation SAMP1/YitFc établie petit-intestinal inflammation et appariés selon l’âge et le sexe AKR/J des souris pour les expériences. Maintenir les souris SAMP et AKR conditions spécifiques exempts de micro-organismes pathogènes, nourrissez-les chow standard de laboratoire et les conserver sur les cycles de lumière/obscurité de 12 h. Ici, les injections cardiaques guidée par échographie ont été réalisées dans une salle d’échographie cardiaque exempts de micro-organismes pathogènes dédié située dans le centre de recherche animale de CWRU qui a été désinfecté avec un désinfectant et rincé avec de l’alcool 70 %. Personnel de recherche de laboratoire doit porter les équipements de protection individuelle, y compris des blouses, masques protecteurs oculaires, et des gants stériles pendant l’injection intracardiaque. La chaleur du corps de la souris doit être maintenue pendant la durée de la procédure.

  1. Mis en place le système d’imagerie avant d’anesthésier la souris l’échographie. Pour ce protocole, utiliser la machine ultrasons conçue pour échocardiogramme de souris.
    1. Tourner sur la puissance et l’initialiser le transducteur (30 MHz) de mettre en place la nouvelle étude.
  2. Anesthésier la souris dans une chambre à induction l’isoflurane de 3 à 4 % à 100 % d’oxygène à un taux de 0,2 - 0,5 L/min. maintenir l’animal pendant toute la procédure avec l’isoflurane de 2 % à 100 % d’oxygène par un cône de nez. Confirmer anesthetization appropriée avant d’effectuer l’imagerie en pinçant l’orteil, rouler la souris et en observant l’absence de mouvement.
    NOTE : Pommade ophtalmique doit être appliquée aux yeux après l’induction de l’anesthésie pour prévenir l’assèchement cornéenne. Transférer les souris anesthésiés aux machines d’imagerie (i.e., le système d’imagerie de bioluminescence et échographie), où ils recevront une dose d’entretien de l’anesthésie isoflurane. Déterminer l’anesthésie commencer à temps et la profondeur de l’anesthésie en observant une absence de réaction à pincées sur la queue et pied touche toutes les 10 min pendant toute la durée de l’anesthésie.
  3. Régler la température du gel d’imagerie table et échographie à 37 ° C.
  4. Supprimer complètement la fourrure sur la zone du thorax de la souris anesthésiée à l’aide de crème dépilatoire.
  5. Placer la souris sur la table d’imagerie en décubitus dorsal et fixer les deux membres supérieurs et inférieurs avec du ruban adhésif pour éviter les mouvements du corps au cours de la procédure. Utiliser un moniteur de l’électrocardiogramme au cours de la procédure pour toutes les souris.
  6. Nettoyer la peau de la zone du thorax à l’aide d’un écouvillon de povidone/iode 10 % suivi d’un tampon de l’éthanol 70 %. Appliquez une couche épaisse de gel dans la région du thorax de la souris.
  7. Monter le transducteur dans le support et ajuster sa position jusqu'à ce que le ventricule gauche est visible sur le champ de vision.
  8. Charge 150 µL de la suspension de cellules transduite CSAH (2 x 10 6 CSM dans 150 µL de PBS stérile) dans une seringue de 1 mL avec un 28-G aiguille et fixer la seringue au bon support. Pour visualiser le sang pulsé, garder une colonne petit air dans la seringue. Pour éviter les grumeaux, suspendre les cellules avant l’injection.
  9. Avancer la seringue vers le thorax de souris, ajuster la trajectoire de l’aiguille par le guidage échographique et entrer dans le ventricule gauche.
  10. Suivant les directives de l’imagerie par ultrasons, pénétrer l’aiguille de la seringue à travers l’espace intercostal et dans le ventricule gauche de la souris.
    Remarque : L’extrémité de l’aiguille de seringue doit être clairement visible dans le ventricule gauche sur l’image échographique. Un placement correct devrait être confirmé par l’écoulement de sang artériel dans la seringue. Ce sont des signes d’une insertion réussie.
  11. Injecter la suspension cellulaire CSAH très lentement pendant 2 min, application pré douxassure.
  12. Suite à l’injection de cellules suspendues, délicatement retirer l’aiguille, enlever le gel ultrasonique et relâchez le bouton de la souris des restrictions de bande.
  13. Placer l’animal dans une cage propre avec un tampon préchauffé.
    Remarque : Après l’achèvement de la procédure, un environnement plus chaud devrait bénéficier aux souris jusqu'à la guérison. Il faut éviter une surchauffe, puisque la vasodilatation périphérique compromet la récupération. Les souris doivent être étroitement surveillées et maintenus isolés des autres souris jusqu'à leur rétablissement complet, indiqué par leur capacité à maintenir le décubitus sternal.
  14. Surveiller l’animal jusqu'à ce qu’ils atteignent le rétablissement complet de l’anesthésie et tous les jours jusqu'à la fin de l’expérience.

3. Bioluminescence (BLI) imagerie du CSM

  1. Image les souris 24 h après l’injection intracardiaque la bioluminescence système d’imagerie. Lancez le en vivo logiciels d’imagerie. Initialiser le système d’imagerie et ouvrir une nouvelle étude.
    1. Dans le panneau de configuration, définir les paramètres d’imagerie en cliquant sur " séquence d’installation. " à l’imagerie, sélectionnez " luminescence " et " photo. " définir les temps d’exposition de 0,5 s à 10 min. mettre le binning " moyen " et la F / stop à " 1. " définir le filtre d’excitation " bloc " et le filtre d’émission à " ouvert. " la valeur du champ de vision " C " pour deux souris. Ajouter la configuration de la séquence à l’Assistant de l’image en cliquant sur le panneau acquisition.
  2. Mettre en marche la pompe à oxygène et l’isoflurane à 2,5 % en la chambre de l’induction et le cône de nez à l’intérieur de la machine.
  3. Injecter la souris i.p. avec 300 µL de D-luciférine (12,5 mg/mL).
  4. Placer la souris dans la chambre de l’induction de l’anesthésie.
    1. Après 2-3 min, transvaser la souris dans in vivo d’imagerie chambre, avec sa tête dans le cône de nez sur le collecteur de l’anesthésie. Pommade optique afin de protéger les yeux pendant la formation image. Pour l’image de plusieurs souris, utilisez déflecteur de lumière noire pour empêcher la réflexion de la lumière sur des souris adjacentes.
  5. Cliquez le " acquérir " bouton pour démarrer l’acquisition de l’image 10 min après l’injection de D-luciférine.
  6. Répétez les points 3.3-3.5 pour image plus souris.
  7. Après l’acquisition d’image in vivo, euthanasier les souris par inhalation de 2 CO suivie par dislocation cervicale, pour confirmer la mort. Effectuer l’analyse ex vivo.
    1. Si l’analyse ex vivo est réalisée après 20 min, renouveler l’injection de la luciférine (étape 3.3) avant de sacrifier les souris ; le signal BLI peut-être diminuer 20 min après l’injection de la luciférine.
  8. Disséquer les souris pour enlever l’ensemble gastro-intestinal (c'est-à-dire, de l’estomac au rectum), ganglions mésentériques (MLN), poumons, rate et le foie. Placez-les dans des boîtes de Pétri à l’aide de pinces et ciseaux 2 , 4.
  9. Placer la boîte de Pétri contenant les organes explantés dans la salle d’imagerie et d’acquérir des images BLI par étapes 3.1-3.6.
  10. Après l’acquisition de l’image, transférer les organes explantés aux moules de spécimen contenant le composé de la température optimale de coupe (OCT). Cryofreeze les moules à-80 ° C à l’aide de neige carbonique. Effectuer l’immunohistochimie à l’aide d’anticorps anti-luciférase sur coupes congelées pour confirmer la présence du CSM 16.
  11. Pour la quantification de l’intensité lumineuse, utilisez la région d’outil d’intérêt (ROI) dans l’outil palette 16 , 19. Sélectionnez l’image ROI et le déplacer dans la région d’intérêt sur l’image. Cliquez sur " mesure ROI " et enregistrer les données au format de fichier SEQ. Exportez les données comme un fichier .txt et utiliser un logiciel de statistique pour effectuer des tests statistiques de base pour la quantification 16.

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Résultats

La figure 1 montre que le CSM peut être transduites avec le journaliste triple à un rendement élevé et en préservant leurs propriétés de cellules souches. CSM transduite peut être visualisées en temps réel par BLI (Figure 1, Figure 3). Ce roman, injection guidée par ultrason du CSM dans le ventricule gauche de souris SAMP assure un taux de réussite très élevé d’injection, permettant la récupération r...

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Discussion

Cette étude décrit une nouvelle technique d’injection intracardiaque guidée par échographie de CSM dans un modèle de souris petit digestif de CD expérimental. Cette technique a un taux très élevé de survie et le succès, que la trajectoire de l’aiguille peut être réglée selon les images haute résolution en temps réel du ventricule gauche souris, fournies par l’échographie. L’avantage de la livraison pour le ventricule gauche est que CSM est ensuite distribuées intra-artériellement et contourner la circulation veineuse, év...

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Déclarations de divulgation

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Remerciements

Maneesh Dave est pris en charge par ministère de la défense grant PR141774 et la maladie de Crohn et la colite Foundation d’Amérique Career Development Award. Le laboratoire de Fabio Cominelli est pris en charge par les NIH accorde DK042191 (C.F.), DK055812 (C.F.), DK091222 (C.F.) et DK07948 (C.F.). Le laboratoire de Arnold Caplan est soutenu en partie par le L. David et E. la Virginie Baudouin Foundation. Les bailleurs de fonds n’avaient aucun rôle dans l’analyse de l’étude ou écriture du manuscrit. Son contenu est la seule responsabilité des auteurs.

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
DMEM-LG  ;   ;Gibco31600-091
0,25 % trypsine-EDTAGibco25-200-072
Sulfate de proteamineSigma AldrichP4020-1G
D-LuciferinGoldbioluck-500
Sérum de bobine fœtaleGibco26140-079
Antibiotique-antimycosiqueGibco15240-062
PBSHyCloneSH30256.01
175 cm Flacons à escalopes en tissuCorning431080
Flacons à escalopes en tissu de 75 cmCorning430720
Tubes à centrifugerCrysalgen23-2265
Tissue-Plus O.C.T. compoundFisher HealthCare4585
Cryomold StandardTissue-Tek  ;4557
Lenti-Pac Système d’emballage de l’expression du VIHGeneCopoeiaHPK-LvTR-20  ;
Povidone Ionidine écouvillonsMedlineMDS093901
Crème dépilatoireNairN/A
Isoflurane  ;Piramal Helathcare  ;NDC 66794 013 25
Forceps  ;Fine Science Tools11200-33
Ciseaux de dissection (Wagner)Fine Science ToolsWagner 14068-12
Puralube vetent pommentPuralubeNDC 17033-211-38
Aquasonic 100 gel de transmission d’ultrasonsParker laboratories01 08
Boîte de PétriFisher ScientificFB0875711A
sourisSAMPCentre central de recherche sur les maladies digestives de Cleveland
Visual Sonics, Toronto, Canada
  ; Système de la série IVIS spectrum  ;PerkinElmer, Waltham, MA
Logiciel d’image vivante  ;CaliperLifeSciences, PerkinElmer, Waltham, MA
Triple reporterAimablement fourni par Dr. Zheng-Hong Lee, CWRU, (citation 19)
Souris AKR Centre de recherche sur les maladies digestives de Cleveland Système d’imagerie Vevo 770

Références

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