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Stimulation du nerf caverneux et enregistrement de la pression intracaverneuse chez un Rat

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DOI :

10.3791/56807

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23 avril 2018

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1Biomedical Laboratory and the Research Unit of Urology, Department of Clinical Research, University of Southern Denmark, 2Department of Surgery, University of Vermont, 3Research Unit of Urology, Department of Clinical Research, University of Southern Denmark, 4Department of Urology, Odense University Hospital

Dans cet article

Résumé

Cette étude décrit une procédure chirurgicale simplifiée et la technique permettant d’effectuer la stimulation du nerf caverneux avec l’isolement de l’électrode nerveuses complexes à l’aide de colle silicone et mesure de la pression intracaverneuse.

Résumé

La stimulation du nerf caverneux (CN) et mesure de la pression intracaverneuse (ICP) ont été largement utilisés pour tester et évaluer les thérapies pour traiter la dysfonction érectile. Cependant, les méthodes utilisées varient entre laboratoires et écueils subsistent. L’objectif de cette étude était de décrire une technique chirurgicale qui fournirait un modèle fiable et reproductible. En exposant le muscle ischiocavernosus à son point d’insertion sur la tubérosité ischiatiques, les crus du pénis pourraient être canulés avec dissection minimale et de blesser les structures impliquées dans la fonction érectile. Une stimulation répétée de la NC, sans la nécessité pour le levage et le séchage, a été réalisée en utilisant un 125 µm bipolaire électrode d’argent et la colle silicone biocompatible pour isoler le complexe de l’électrode-nerf. Cette méthode empêche neurapraxie en réduisant les étirements et le séchage du nerf et fournit une isolation complète du nerf, niant une fuite électrique et empêcher la stimulation des voies alternatives.

Introduction

In vivo l’étude de la fonction érectile chez les animaux de laboratoire a commencé en 1863 avec le pionnier expérimental Eckhard1. Électrostimulation des nerfs pelviens a été utilisée pour induire l’ICP accrue chez les chiens. Tout au long du 20ème siècle, des protocoles expérimentaux similaires ont été utilisées dans plus grands animaux tels que chiens, des singes, des chats et des lapins. Évaluation de la fonction érectile chez un rat a été développée par Quinlan et coll. 19892. La méthode a depuis été modifiée et mis à jour par plusieurs autres groupes34. Aujourd'hui, le rat est le plus couramment modèle animal pour étudier la pathologie de la dysfonction érectile et l’évaluation de nouvelles options de traitement. Les principales étapes de la procédure comprennent, enregistrement de la pression artérielle systémique utilisant une ligne dans l’artère carotide, canulation des crus du pénis à mesure ICP et la stimulation de la NC pour induire une augmentation de l’ICP. Bien que plusieurs chercheurs ont affiné le modèle, sa reproductibilité demeure un problème, et des résultats variables ont été rapportés par différents laboratoires. Plusieurs écueils subsistent.

Précédents articles5,6,7,8,9,10 décrivent l’utilisation de l’exposition complète du pénis avec degloving du pénis pour canulation des corps caverneux. Ce n’est pas une approche optimale comme la manipulation et perturbateur dissection provoque des lésions aux structures, qui sont essentiels à la fonction érectile. La dissection de la nomenclature combinée a été bien décrite10,11, mais la stimulation du nerf n’est pas optimale en raison de multiples facteurs qui pourraient affecter les résultats expérimentaux. La technique de stimulation CN comprend le nerf du tissu environnant de levage en tirant sur l’électrode bipolaire crochet, qui se positionne autour du nerf, le nerf avant chaque stimulation de séchage. Cela peut conduire à divers degrés de lésions nerveuses et des fuites de courant électrique, aboutissant à une réponse diminuée ou fausse augmentation du pic par la stimulation des voies secondaires par exemple, les muscles du plancher pelvien, la vessie et gastro-intestinaux tract12. Tous ces facteurs limitent la reproductibilité.

Au cours de notre étude, nous avons observé que la profondeur et le type d’anesthésie ont un effet profond sur le pic. Les anesthésiques utilisés sont le pentobarbital de sodium, kétamine/xylazine ou le midazolam/kétamine injection ou inhalation isoflurane/oxygène.

Nous décrivons ici une méthode chirurgicale simplifiée et fournir des données à l’appui de la normalisation du protocole expérimental.

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Protocole

Animaux était logés dans l’établissement de soins de l’Université du Danemark du Sud animaux selon les lignes directrices. Toutes les expériences animales ont été effectuées conformément au guide National Institutes of Health pour le soin et l’utilisation des animaux de laboratoire. Il s’agit d’une procédure de chirurgie aiguë, sans survie.

1. préparation du tube, électrode et Instruments pour l’intervention chirurgicale

  1. Utiliser les instruments microchirurgicaux suivants : ciseaux chirurgicaux, ciseaux micro coudée, un forceps de tissu, une paire de Dumont #7 et #5 courbes forceps micro, un micro porte-aiguille et rétracteurs.
    Remarque : Comme il s’agit d’une procédure aiguë, les instruments ne pas se faire stériliser. Après utilisation, nettoyez et essuyez les extrémités avec l’éthanol à 70 %.
  2. Tremper le tube dans l’éthanol à 70 % et puis rincez-la avec stérile 0,9 % NaCl avec 100 héparine U/mL avant utilisation. Laisser les tubes remplis pour éviter d’introduire des bulles d’air dans le système.
  3. Couper un morceau de longueur de 20 à 30 cm de tube-50 en polyéthylène (PE) pour faire une sonde pour la mesure de l’ICP. Assurez-vous que le tuyau est aussi court que possible pour réduire la pression de mouillage.
  4. Plier un stérile 24G aiguille à côté jusqu'à ce que l’aiguille se casse au milieu. Connecter la pièce avec le biseau sur l’extrémité distale du tube PE pour insertion dans les crus du pénis. Insérer l’autre moitié sur le hub pour la connexion vers le transducteur de pression. Remplir le système avec du sérum physiologique hépariné (100 U/mL).
  5. Pour rendre l’électrode enrobée de téflon bipolaire, coupé deux 125 µm argent fils d’égale longueur. Utilisez un morceau de ruban pour attacher les fils au bord de la table et vissez-les ensemble. Par la suite, fixer l’électrode à une plaque noire.
  6. Faire une petite incision dans le téflon et utiliser forceps micro #5 pour dépouiller une longueur de 4 à 5 mm d’enduit de Teflon les diminutions des électrodes. Couper les pointes avec un scalpel pour atteindre la même longueur et créer des crochets en pliant les extrémités autour du bord émoussé d’une lame de bistouri.
  7. Ruban adhésif de l’électrode avec la fin qui s’étend légèrement sur le bord de la plaque noire avec les crochets vers le haut. Mélanger la colle de silicone sur une plaque de plastique pour 10 s et enrouler une colle bulle autour de l’électrode 1-2 mm du crochet.
  8. Laisser sécher pendant environ 5 min avant utilisation (Figure 1). Dénuder le téflon d’une section plus longue sur l’autre extrémité, pour permettre le raccordement au stimulateur.
    Remarque : Avec re-faire les crochets sur l’extrémité distale, l’électrode peut être réutilisé plusieurs fois.

2. préparation de l’Animal

  1. Après anesthésier l’animal, se raser la moitié inférieure de l’abdomen, le cou et le périnée. Frotter l’animal avec de l’alcool 70 %, suivie de povidone-iode trois fois. Placez le rat sur un bloc chirurgical chauffé dans une position en décubitus dorsal. Appliquer la pommade ophtalmique de vétérinaire et basculer l’anesthésie à un cône de nez avec 2,5 % isoflurane et 0,8 L/min d’oxygène comme transporteur.
    Remarque : Réglez le niveau d’isoflurane et l’oxygène d’atteindre un niveau acceptable de l’anesthésie.

3. une préparation

  1. Effectuer l’ensemble de la procédure chirurgicale sous un microscope opératoire : un grossissement allant de 3,15 X à 20 X est suffisant. Utilisez des gants et de maintenir un environnement propre dans l’ensemble de la chirurgie. Placez le rat sur un drap.

4. Ischiocavernosus musculaire Dissection pour la mesure des ICP

  1. Utiliser un bistouri, ciseaux droites et Dumont #7 curved forceps micro pour faire un 1 cm verticale peau incision latérale de 5 mm à la ligne médiane au niveau de la base du pénis et de son prolongement vers le bas (Figure 2 a). Utilisez un coton-tige et séparer soigneusement les latéraux de carénage au scrotum (Figure 2 b). Après dissection du fascia, fixez des rétracteurs et palper avec un coton-à pointe-du swap pour trouver la tubérosité ischiatiques (Figure 2).
  2. Disséquer par le biais du côté médial du tissu adipeux de ce point jusqu'à ce que le muscle ischiocavernosus est visualisé (Figure 3 a). Une paire de forceps micro incurvée Dumont #7 et séparez longitudinalement le muscle. L’albuginée apparaîtra comme une structure blanche brillante (Figure 3 b). À l’aide de forceps micro et micro ciseaux, exposer l’albuginée adéquatement pour voir son cours (Figure 3).
  3. Après calibration des paramètres systèmes, insérer le tube à travers la peau sur le périnée, en vous assurant qu’elle est parallèle aux crus du pénis (Figure 4). Laissez la ligne en place et garder l’incision humide avec du sérum physiologique.

5. le CN Dissection pour la Stimulation

  1. Faire un cm 2 est inférieure, l’incision abdominale médiane à travers la peau à l’aide, tout d’abord, un scalpel, puis une paire de ciseaux droites et pince micro. Créer une incision correspondante par l’intermédiaire de l’aponévrose le long de la linea alba et le tissu musculaire sous-jacent pour exposer la vessie et la prostate.
  2. Rétracteurs permet d’obtenir la bonne exposition. Utiliser des écouvillons coton-astuce pour séparer la prostate dans les adipocytes pour obtenir une visualisation claire du ganglion pelvien majeur (MPG) et le CN, en cours d’exécution sur l’aspect dorso-latérale de la prostate (Figure 5).
  3. Après visualisation de la MPG et le CN, soigneusement inciser l’aponévrose recouvrant le nerf 2-5 mm distal de la MPG avec des ciseaux micro coudée (Figure 6 a). Avec l’utilisation de forceps micro #5, répandre le tissu de chaque côté du nerf et dessous de libérer une partie longue de 4 mm (Figure 6 b) et faites glisser une suture de 9-0 sous le nerf (Figure 6C).
  4. Élever le nerf légèrement à l’aide de la suture (Figure 7 a) afin de faciliter le placement des crochets de l’électrode bipolaire autour du nerf (Figure 7 b). Laisser un mélange adjoint la colle deux composants silicium avec la pointe d’une insuline d’aiguille pour 5 sec s. le nerf et appliquer la colle sur la zone autour des crochets et le nerf (Figure 7 c, d). Garder le nerf élevée en tirant légèrement sur l’électrode pendant environ 1 minute laisser la colle sécher.
  5. Supprimer les rétracteurs, sauf pour les rétracteurs à droite afin d’éviter toute traction ou torsion de l’électrode. Mouiller les organes exposés avec saline et laïc gaze trempée dans une solution saline sur l’incision.

6. caverneux corps canulation pour la mesure des ICP

  1. Restauration de visualisation de l’albuginée avec rétracteurs. Veillez à ne pas attacher les rétracteurs du muscle ischiocavernosus comme elle faussera les crus.
  2. Fixer l’aiguille et rincer la tubulure avec du sérum physiologique hépariné avant de l’introduire dans l’albuginée. Maintenez l’albuginée s’étendue, à l’aide de forceps micro incurvée Dumont #7 dans une main (non dominant), l’albuginée et le reste du muscle sus-jacente distale au point d’insertion. Tenez l’aiguille avec une pince micro directement dans l’autre main dominante et veillez à introduire en parallèle avec le cours du corps caverneux (Figure 8).
  3. Pousser l’aiguille 5-8 mm dans le corps caverneux. Rincer la tubulure et appuyez sur les crus pour tester la ligne (Figure 9). S’assurer qu’il n’y a aucune fuite. Fixer le tuyau à la table avec du ruban adhésif pour éviter l’arrachement accidentel sur la ligne. Supprimer les rétracteurs.

7. stimulation de la nomenclature combinée

  1. Avec le programme d’enregistrement (par exemple, Spike 2) en cours d’exécution, enregistrer en continu les deux la pression artérielle moyenne et intracaverneuse.
  2. Réglez les paramètres suivants sur un stimulateur (p. ex., Instruments d’herbe SD9, voir Table des matières) pour la stimulation de la CN : actuel à 1,5 mA, fréquence 16 Hz, tension 3 V et largeur d’impulsion à 5 Mme distribuer 50 s de stimulation avec un minimum de 1 min de repos entre les stimulations.
    Remarque : Les premières stimulations résultent habituellement en réponse diminuée (Figure 10).

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Résultats

L’utilisation de ce protocole avec les paramètres de stimulation recommandée, sous anesthésie par inhalation avec l’isoflurane 2,0 % oxygène 0,8 L/min, doivent produire des résultats comme le montre la Figure 11 et Figure12, où il y a plusieurs dos à dos les stimulations entre 75 et 80 mm Hg. Figure 13 montre la même réponse stable sur une stimulation de 20 min avec la réponse stable à 73 à 77 mm...

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Discussion

L’objectif principal de cette étude était de décrire une technique chirurgicale simplifiée de canulation de crus du pénis pour l’enregistrement de l’ICP et l’isolement du CN pour l’électrostimulation. Nous avons introduit des modifications à la dissection du corps caverneux pour simplifier la chirurgie et permet des enregistrements reproductibles de l’augmentation du pic avec stimulation de CN. Une incision verticale peau de 1 cm, latérales à la base du pénis, à l’aide de la tubérosité ischiatiques palpable comme guide, ...

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Déclarations de divulgation

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Remerciements

Les auteurs n’ont aucun remerciements.

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Pince AdsonFine ScienceTool 11006-12
Dumont #7 ForcepsFine Science Tool11271-30
Dumont #5 ForcepsFine ScienceTool 11273-20
ToughCut Mayo ScissorFine ScienceTool 14110-15
Miniature Vannas Spring ciseauxFine Science Tool15006-09
Outil de science fineHemostat ultra fine13020-12
science fineCrile Hemostat13004-14
Kwik-Sil AdhesiveWorld Precision InstrumentsKWIK-SIL
Fil d’argent revêtu de téflon 0,125 mmWorld Precision InstrumentsAGT0510
Enrouleurs de fil élastiqueSur
mesureLame de scalpelFine Science Tool10023-00
Tube PE-50Warner Instruments64-0753
Aiguille 23 GKruuse121272
SD-9 Stimulateur d’impulsion carréSomatco1077/183
Transducteur et câble de pression artérielleWorld Precision InstrumentsBLPR2
Raucotupf Applicateurs à embout en cotonLohmann-Raucher11966
Pro-ophta Bâtonnets oculairesLohmann-Raucher16515
NaCl 0,9 % 100 mLPharmacie
HéparinePharmacie
25 mL SeringueHôpital
Pommade pour les yeux vétérinaire - ViscotearsPharmacie locale
fils d’argent  ;Science Products GmbH, Heidelberg, Allemagne
Colle de silicium  ;Kwik-Sil, World Precision Instruments, Sarasota, Floride, États-Unis
Outil de localelocaleuniversitaire d’Odense

Références

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Mots-clés

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