Un abonnement JoVE est requis pour visualiser ce contenu. Connectez-vous ou commencez votre période d'essai gratuite.

Article de méthode

Évaluation rapide In Vivo des fonctions de génération de l’Adjuvant T cytotoxique Lymphocytes pour le développement de vaccins

7.8K vues

⸱

DOI :

10.3791/57401

⸱

19 juin 2018

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Vaccinology and Applied Microbiology, Helmholtz Centre for Infection Research

Dans cet article

Résumé

Nous présentons ici une demande d’une norme technique immunologique (CFSE teinté OT-j’ai la prolifération) permettent de contrôler rapidement induite par le traitement adjuvant des lymphocytes T cytotoxiques (CTL) génération in vivo. Cette estimation rapide des capacités CTL est utile pour le développement de vaccins prophylactiques contre les pathogènes intracellulaires, mais aussi des vaccins thérapeutiques contre le cancer.

Résumé

L’évaluation des vaccins sous-unité moderne révèle que la production d’anticorps neutralisants est important mais insuffisant pour le choix de l’adjuvant. Par conséquent, les adjuvants grâce aux fonctions cellulaires et humorales immuno-stimulant qui sont en mesure de promouvoir les réponses (CTL) les lymphocytes T cytotoxiques sont urgent. Ainsi, la surveillance fidèle des candidats adjuvant qui induisent des croix-amorçage et ensuite améliorent la génération de CTL représente une étape cruciale dans le développement de vaccins. Ici, nous présentons une demande pour une méthode qui utilise SIINFEKL-spécifique (OT-je) les cellules T pour surveiller la présentation croisée du modèle antigène ovalbumine (OVA) in vivo en présence de candidats différents adjuvants. Cette méthode représente un test rapide pour sélectionner les adjuvants avec les meilleures capacités de croix-amorçage. La prolifération des CD8+ T cellules est la plus précieuse indication de croix-amorçage et il est également considéré comme un corrélat de la présentation croisée induite par le traitement adjuvant. Cette fonctionnalité peut être évaluée dans les différents organes du système immunitaire comme les ganglions lymphatiques et la rate. L’étendue de la génération de CTL peut être également surveillée, ce qui donne des idées sur la nature d’un local (drainage ganglionnaire principalement) ou une réponse systémique (ganglions éloignées et/ou la rate). Plus loin, cette technique permet plusieurs modifications pour tester des médicaments qui peuvent inhiber les voies spécifiques de présentation croisée et offre également la possibilité d’être utilisé dans différentes souches de souris classiques et génétiquement modifiées. En résumé, l’application que nous vous présentons ici sera utile pour les laboratoires de vaccin dans l’industrie ou des universités qui développent ou modifient des adjuvants chimiques pour la recherche sur les vaccins et le développement.

Introduction

Les lymphocytes T cytotoxiques (CTL) induisant des vaccins sont les principales interventions thérapeutiques qui ont été développées pour lutter contre certains types de cancer1. CTL sont également importants pour les vaccins prophylactiques contre les pathogènes intracellulaires2. En outre, CTL sont l’un de ses mécanismes de défense immunitaires peu fonctionnellement actifs dans les populations à risque tels que les nouveaux-nés3,4 dont dépendent aussi de CTL pour lutter contre le début vie infections5. À cet égard, les vaccins contre le Virus Respiratoire Syncytial (RSV) qui ont été élaborés avec un adjuvant qui ne pas permis d’obtenir les réponses CTL (alun) a abouti à un échec complet du vaccin conduisant à des complications graves sur les infections chez les nourrissons de6. Ces effets négatifs de la vaccination peuvent être renversés par un CD8+ réaction de lymphocytes T7. Nous avons démontré précédemment que les principales cytokines (interférons de type I) provoquées par certains stimulateur d’agonistes de gènes (STING) interféron sont essentiels pour les réponses CTL générés par ces adjuvants8, en partie par la mesure de la prolifération des OT-I T cellules après vaccination et en utilisant ces résultats comme une mesure de CTL induisant des capacités fait observer dans l’extension de vaccination annexes9. La mesure de la prolifération des OT-j’ai CD8+ T des cellules dans une souris destinataire C57BL/6 de type sauvage (WT) de colorant de carboxyfluorescéine succinimidyl ester (CFSE) dilution est une estimation fiable de la capacité de l’adjuvant du vaccin à générer Croix-amorçage de SIINFEKL, (le peptide immuno-dominante de l’ovalbumine, ovules). Les variations de cette technique sont largement utilisées pour l’évaluation de la prolifération des OT-j’ai CD8+ et OT-II CD4+ T des cellules. Par exemple, il a été utilisé en l’absence de certaines cytokines (souris KO) ou pour mesurer l’efficacité du vaccin après rappel antigène chez les animaux de WT. Nous mis au point un protocole court (4 jours experiment) dans lequel après transfert passif des OT CFSE teinté-j’ai CD8+ T cells, une vaccination sous-cutanée de (c.s.) consistant en une seule dose de 50 µg d’ovules exempte d’endotoxine additionnée d’adjuvants de test est administré (Figure 1). Le suivi des résultats 48 heures après la vaccination fournit une preuve fiable de la capacité de l’adjuvant pour générer des réponses CTL. Par cette stratégie, il est possible d’évaluer la puissance de la réponse immunitaire locale dans le ganglion lymphatique drainant après vaccination ainsi que l’ampleur de la réponse en mesurant l’activité CTL dans la rate (ou d’éloignés des ganglions).

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Protocole

Toutes les souris utilisées dans cette étude proviennent de l’arrière-plan de C57BL/6. Tous les animaux se trouvaient dans des conditions exempts de micro-organismes pathogènes. Toutes les expériences ont été réalisés selon la normative de la loi allemande de protection animale (TierSchG BGBl. J’AI S 1105 ; 25.05.1998) et ont été approuvés par le Comité de Basse Saxe sur l’éthique de l’expérimentation animale et de l’office de l’État (Basse Saxe État Office de la Protection des consommateurs et la sécurité alimentaire), sous le numéro de permis 33,4-42502-04-13/1281 et 162280.

1. CFSE coloration des OT-j’ai T cellules et transfert adoptif

NOTE : OT-je souris sont des animaux transgéniquement générés qui expriment un récepteur des cellules T (TCR) avec α fixe et chaînes β qui ensemble reconnaissent le peptide immuno-dominante des ovules, SIINFEKL10,11. En conséquence, ces souris ont un nombre considérablement élevé de CD8 spécifiques SIINFEKL+ T cells (97 %)12 par rapport aux souris normales ou ovules vaccinés (≤ 1 %)13.

  1. Isolement des CD8 traçables les cellules de+ T de OT-j’ai des souris exprimant l’allèle de lymphocytes T spécifiques Thy1un (Thy1.1) :
    1. Euthanasier OT âgés de 6 à 9 semaines-j’ai souris par inhalation de CO2 suivie de dislocation cervicale14. Disséquer la rate et les principaux ganglions lymphatiques (paires inguinales, axillaires et col de l’utérus) en coupant la peau avec des ciseaux chirurgicaux, détacher la peau du corps avec l’aide de pinces chirurgicales et forceps et placez-les dans des boîtes de Pétri (60 x 15 mm) contenant chacune un 100µm pore maille coupe libération de meulage et cellule de tissus.
    2. Maintenir Pétri (chacun avec un maillage tasse) dans 3 à 5 mL de milieu RPMI complet (RPMI 1640, 10 % v/v FCS, 100 U/mL de pénicilline, 50 µg/mL de streptomycine) gardé sur glace.
    3. Écraser les organes à l’aide d’un piston de la seringue ou un instrument stérile similaire (la découpe préalable n’est pas nécessaire) et recueillir la suspension monocellulaire qui en résulte dans des tubes à centrifuger 15 mL.
    4. Centrifuger la suspension de cellules à 300 g pendant 10 min à 4 ° C. Jeter le surnageant. Laver les cellules dans 10 mL de PBS froid par centrifugation et lyse des érythrocytes de la rate par re-suspension du culot dans 1 mL/rate de chlorure d’ammonium buffer (tampon ACK, disponible dans le commerce). Incuber les cellules pendant 1,5 min sur glace et par la suite laver les cellules avec 10 mL de PBS froid par centrifugation (comme avant).
    5. Resuspendre le culot dans le même tube dans 1 mL de PBS (pH 7,2) contenant 5 % sérum de veau fœtal pour isolation magnétique.
  2. Pour une isolation magnétique, procéder à la sélection négative des CD8+ T des cellules à l’aide d’un kit d’isolation magnétique selon les instructions du fabricant ou la publication des protocoles15.
  3. Pour effectuer CFSE coloration, tout d’abord compter le nombre de CD8+ T cellules obtenues à partir des OT-je souris à l’aide d’un compteur de cellules automatisées (compteur de particules). Tache 1-5 x 107 cellules/mL dans un volume de 1 à 5 mL avec 5 µM CFSE dans du PBS pendant 7 min à 37 ° C, abri de la lumière dans un tube falcon de 15 ml.
  4. Étancher la CFSE coloration en ajoutant le même volume (1:1) de sérum de veau fœtal aux cellules et les incuber supplémentaire 7 min à 37 ° C, abri de la lumière. Laver les cellules avec 10 mL de PBS.
  5. Compter les cellules à l’aide d’un compteur de cellules automatisées. Définir le nombre de cellules à 3-5 x 107 cellules/mL de PBS afin d’injecter 3 à 5 x 106 cellules/souris dans 100 µL par voie intraveineuse (i.v.) via la veine caudale.
  6. Pour effectuer des injections de veine de queue, immobiliser les souris dans retardateurs appropriés. Réchauffer le dos et la queue des souris pour être injecté à l’aide d’une lampe de lumière rouge, placée entre 20 à 25 cm des souris pendant 1-3 min afin de permettre une vasodilatation de la queue veineuse.
    Remarque : Cela contribue à la détection de veine de facilité et de l’administration de la suspension cellulaire.
  7. S’assurer que (avec la main placée entre les souris et la lampe) qu’il n’est pas trop chaud pour les souris et lorsque les veines de queue sont clairement visibles, procéder à l’injection. Injecter les cellules dans la veine de queue latéral ou dorsal, à l’aide d’une seringue de 1mL avec une aiguille de calibre 2516.

2. vaccination (Endo-free OVA +/-Adjuvant)

  1. Placez les souris transplantées avec OT-j’ai des cellules (étape 1.7, Figure 1) dans une chambre d’anesthésie et d’administrer isoflurane en oxygène par une anesthésie machine14.
  2. Lorsque la souris est complètement endormie sous anesthésie, sortez-le de la chambre et raser la fourrure de la souris sur la zone au-dessus du gluteus superficialis (latéral bas du dos) à l’aide d’une machine de coupe de cheveux électriques, afin d’effectuer une injection propre avec une bonne vue de la zone d’application.
  3. Injecter 50 µL du vaccin, l.c. dans la zone rasée à l’aide d’une aiguille de calibre 25.

3. isolement des Lymphocytes et de coloration pour l’analyse en cytométrie en flux

  1. Isolement des lymphocytes et des splénocytes
    1. Euthanasier les souris vaccinées par inhalation de2 CO suivie par dislocation cervicale.
    2. Extraire le drainants et lointains des ganglions lymphatiques et la rate et les placer dans séparé de Pétri contenant 100 µm pore maille tasses libération de meulage et cellule de tissus. Suivez les étapes 1.1.2 par 1.1.3.
    3. Décanter le liquide surnageant après centrifugation et remettre en suspension les granules cellulaires dans le même volume de vestige PBS (env. 100 µL).
  2. Coloration pour l’analyse en cytométrie en flux
    1. Dans un tube à centrifuger de 15 mL, préparez un mélange maître contenant les anticorps coloration dans les concentrations décrites dans le tableau 1, produisant ainsi un 2 x mélange concentré de coloration. Préparer un volume suffisant de mélange maître d’avoir 100 µL par échantillon. Mélanger les cellules et master mix 1:1 et il incuber à 4° C pendant 30 min.
      Remarque : Le volume final de coloration par échantillon devrait être de 200 µL (100 µL de cellules pellet + 100 µL du mélange maître d’anticorps).
    2. Laver les cellules deux fois par centrifugation, tel que décrit en 1.1.3, ajouter 10 mL de PBS, deux fois.
    3. Remettre en suspension les cellules colorées en 0,5 à 1 mL de PBS pour l’acquisition et la cession de la suspension aux tubes cytomètre de flux. Toujours garder les échantillons sur la glace et abri de la lumière.

4. cytométrie en flux

  1. Préfiltre toujours les échantillons de cellules à l’aide de filtres de 70 à 100 µm.
  2. Préparer les contrôles de compensation coloration unique pour les fluorophores détaillés dans le tableau 1 (perles ou cellules).
    Remarque : Une indemnité devrait être effectuée dans cytomètre ou analyse logiciel17,18,19 et appliquée à tous les échantillons.
  3. Suivre la stratégie de blocage illustrée au tableau 2. En bref, les populations de porte en hauteur avant dispersion vs zone de dispersion vers l’avant (Figure 2 a), puis diffusion latérale large vs zone de dispersion latérale (SSA, Figure 2 b) afin d’exclure les doublets.
  4. Porte la population de la Figure 2 b en traçant BV 650 (auto-fluorescence) vs FITC (CFSE) afin de discriminer le vrai CFSE teinté de cellules provenant des cellules auto-fluorescent hautes. Inclure des perles ou cellules colorées avec l’anticorps conjugué à BV 650 dans les contrôles de compensation. Ce terrain BV 650 vs FITC (Figure 2) est utilisé pour la porte de l’ancien testament-j’ai CFSE teinté de cellules.
  5. Porte la population de la Figure 2 C pour Pe-Cy7 (Thy1.1 - CD90.1-) vs APC (CD8) afin de distinguer les cellules provenant de donneurs vs souris destinataires.
    Remarque : Les cellules dérivées de OT-je souris de donateurs sont Thy1.1+ (CD90.1), tandis que les cellules d’origine souris (C57BL/6, destinataires) WT sont Thy1.2+ (CD90.2) (Figure 2D). Certains laboratoires ont OT-je souris dans un contexte de Thy1.2 et WT (C57BL/6) dans un Thy1.1. Dans ce cas vous devez utiliser un anticorps contre Thy1.2 pour l’OT-I de cellules Gate.
  6. Re-gate CD8 les cellules de+ de Thy1.1+ population en traçant il sur un portail comprenant 450 BV (CD4) vs APC (CD8) (Figure 2E).
  7. Afficher la population Figure 2E contrôlée à l’aide d’un affichage de l’histogramme de la CD8+ cellules montrant CFSE (FITC, 530/15 canaux - bleu laser-), porte la population constituée en incluant des intensités de 102 jusqu’au niveau où les populations de contrôle indivis sont (intensités ~ 105, selon l’efficacité de la coloration de CFSE et le réglage de la tension sur le cytomètre en flux) (Figure 2F).
  8. Faire une porte supplémentaire (ne pas affiché à la figure 2) traçage marqueur FITC vs L/D (450/20 canaux, laser UV) afin d’évaluer les cellules mortes en parallèle à l’évaluation de la prolifération.
  9. Acquérir au moins 5000 manifestations pour les commandes de compensation et 10,000 (porte E, Figure 2) des échantillons à un cytomètre en flux. Exécutez le cytomètre à débit faible ou moyenne (ne pas dépasser les vitesses d’écoulement de 20.000 événements/s).

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Résultats

Afin de tester les traitements à l’aide d’une combinaison différente des adjuvants (ADJ1 et ADJ2), nous avons évalué la capacité de production de CTL en mesurant la prolifération des OT Moutschen transféré-j’ai CD8+ T des cellules par cytométrie en flux (Figure 2). Pour ce faire, nous avons teinté précédemment cellules isolées du drainage des ganglions et rate (tableau 1). En mesurant la prolifération des CD8+ T des cell...

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Discussion

Idéalement, les vaccins modernes sont composedof antigène purifié et adjuvants, avec l’ajout éventuel d’un système de livraison comme les liposomes, les Pseudo-particules virales, les nanoparticules ou les vecteurs vivants. Un aspect clé lors de la conception d’un vaccin consiste à choisir le bon adjuvant selon les besoins cliniques. Partie du champ d’application pourrait impliquer favorisant un humorale vs réponse immunitaire cellulaire (ou les deux), l’élection d’un local par rapport à une réponse immunitaire systémiqu...

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Déclarations de divulgation

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Remerciements

Nous sommes redevables à nos assistants techniques : Bröder U. et H. Shkarlet, qui nous ont aidé au cours de procédures expérimentales. Ce travail a été financé en partie par des subventions de l’UE (UniVax, contrat n° 601738 et TRANSVAC2, contrat n° 730964) et une subvention de l’Association Helmholtz (HAI-IDR). Les sources de financement n’a pas influencé la recherche conception, génération de manuscrit ou décision de le soumettre pour publication.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Analyseur de cellules BD LSR Fortessa CytomètrefluxBDSpecial Order
Sondes moléculairesCFSEC34554Colorant de prolifération
MojoSort Souris CD8 Kit d’isolement des lymphocytes T Biolegend480007Isolation magnétique Billes et anticorps pour la sélection négative des lymphocytes T CD8 intacts.
LIVE/DEAD Kit de coloration bleue bleue fixable, pour l’excitation UVSondes moléculairesL23105Marqueur de cellules mortes
CD90.1 (Thy-1.1) Anticorps monoclonal (HIS51), PE-Cyanine7eBioscience25-0900-82anticorps
APC anti-souris CD8a AnticorpsBioLegend100712anticorps
BV421 Anticorps
anti-souris CD4 BD 740007Soc Z2 Analyseur de comptage et de taille des particulesBeckman Coulter9914591DACompteur de cellules. Z2 Compteur automatisé de particules/cellules
EndoGrade Ovalbumine (10 mg)Hyglos(Allemagne)321000Ovalbumine sans endotoxine testée.
Crépine cellulaire 100µ ; m nylonCorning352360Filtre à cellules (100 µ ; bonnets en maille de pores).
Flacons d’échantillonsBeckman Coulter899366014Flacons d’échantillons pour compteur automatisé Z2
C57BL/6 souris (CD90.2)Harlan (Rossdorf, Allemagne)L’entreprise s’appelle désormais Envigo
OT-I (C57BL/6 background, CD90.1)Harlan (Rossdorf, Allemagne)Consanguinité dans notre animalerie. Société où l’acquisition est maintenant
Envigo FACIS tubesFischer (Corning)14-959-5Corning Falcon Tubes en polystyrène à fond rond
Falcon Tubes de 15 mLFischer (Corning)05-527-90Falcon 15mL Tubes coniques à centrifuger
PBS (500 mL)Fischer (Gibco)20-012-027Gibco PBS (solution saline tamponnée au phosphate), pH 7,2
Lampe rouge (lampe chauffante)Dirk Rossmann GmbH (Allemagne)405096Lampe chauffante (100 watts)
IsoFlo (Isoflurane)Abbott Laboratories (USA)5260.04-05.Anesthésique à l’isoflurane (fiole de 250 ml).
Appareil d’anesthésie de table/appareil d’anesthésie mobile avec absorbeur de CO2Parkland ScientificV3000PKappareil d’anesthésie à l’isoflurane.
RPMI 1640 mediumGibco (distribué par ThermoFischer)11-875-093Milieu de base avec glutamine (500 mL)
Solution antibiotique Pen-Strept (Gibco)Gibco (distribué par ThermoFischer)15-140-148Gibco Penicillin-Streptomycin (10 000 U/mL)
Sérum de bobine fœtale (Gibco)Gibco (distribué par ThermoFischer)10082147Sérum fœtal de bovin, certifié, inactivé par la chaleur, origine américaine
Tampon de lyse ACK (100 ml)Gibco (distribué par ThermoFischer)A1049201Tampon de lyse du sang total chlorure d’ammonium (ACK), adapté à la lyse des érytrocytes dans les suspensions de rate, également Boîtes
Pétri en plastiqueNunc (distribué par ThermoFischer)150340Boîte de Pétri en plastique 60 x 15 mm, filtre
agglomération cellulaireCellTrics (Sysmex)04-004-2317CellTrics® ; 50 &mu ; m, stérile
en de à non traitée

Références

  1. Krishna, S., Anderson, K. S. T-Cell Epitope Discovery for Therapeutic Cancer Vaccines. Methods Mol Biol. 1403, 779-796 (2016).
  2. Pinchuk, I., et al. A CD8+ T cell heptaepitope minigene vaccine induces protective immunity against Chlamydia pneumoniae. Journal of immunology. 174, 5729-5739 (2005).
  3. Zhang, J., Silvestri, N., Whitton, J. L., Hassett, D. E. Neonates mount robust and protective adult-like CD8(+)-T-cell responses to DNA vaccines. Journal of virology. 76, 11911-11919 (2002).
  4. Marchant, A., et al. Mature CD8(+) T lymphocyte response to viral infection during fetal life. J Clin Invest. 111, 1747-1755 (2003).
  5. Simmons, C. P., et al. Mucosal delivery of a respiratory syncytial virus CTL peptide with enterotoxin-based adjuvants elicits protective, immunopathogenic, and immunoregulatory antiviral CD8+ T cell responses. Journal of immunology. 166, 1106-1113 (2001).
  6. Fulginiti, V. A., et al. Respiratory Virus Immunizationa Field Trial Of Two Inactivated Respiratory Virus Vaccines; An Aqueous Trivalent Paratnfluenza Virus Vaccine And An Alum-Precipitated Respiratory Syncytial Virus Vaccine1. American journal of epidemiology. 89, 435-448 (1969).
  7. Olson, M. R., Varga, S. M. CD8 T cells inhibit respiratory syncytial virus (RSV) vaccine-enhanced disease. Journal of immunology. 179, 5415-5424 (2007).
  8. Lirussi, D., et al. Type I IFN and not TNF, is Essential for Cyclic Di-nucleotide-elicited CTL by a Cytosolic Cross-presentation Pathway. EBioMedicine. 22, 100-111 (2017).
  9. Ebensen, T., et al. Bis-(3',5')-cyclic dimeric adenosine monophosphate: strong Th1/Th2/Th17 promoting mucosal adjuvant. Vaccine. 29, 5210-5220 (2011).
  10. Hogquist, K. A., et al. T cell receptor antagonist peptides induce positive selection. Cell. 76, 17-27 (1994).
  11. Clarke, S. R., et al. Characterization of the ovalbumin-specific TCR transgenic line OT-I: MHC elements for positive and negative selection. Immunology and cell biology. 78, 110-117 (2000).
  12. Topham, D. J., Castrucci, M. R., Wingo, F. S., Belz, G. T., Doherty, P. C. The role of antigen in the localization of naive, acutely activated, and memory CD8(+) T cells to the lung during influenza pneumonia. Journal of immunology. 167, 6983-6990 (2001).
  13. Le Bon, A., et al. Cross-priming of CD8+ T cells stimulated by virus-induced type I interferon. Nature immunology. 4, 1009-1015 (2003).
  14. Otto, K. The Laboratory Mouse. Bullock, G. , Academic Press. 555-569 (2004).
  15. Lim, J. F., Berger, H., Su, I. H. Isolation and Activation of Murine Lymphocytes. Journal of visualized experiments: JoVE. , (2016).
  16. Shimizu, S. The Laboratory Mouse. Bullock, G. , Academic Press. 527-542 (2004).
  17. Breton, G., Lee, J., Liu, K., Nussenzweig, M. C. Defining human dendritic cell progenitors by multiparametric flow cytometry. Nature protocols. 10, 1407-1422 (2015).
  18. Kaminski, D. A., Wei, C., Rosenberg, A. F., Lee, F. E. -H., Sanz, I. Multiparameter Flow Cytometry and Bioanalytics for B Cell Profiling in Systemic Lupus Erythematosus. Methods in molecular biology. 900, Clifton, N.J. 109-134 (2012).
  19. Bayer, J., Grunwald, D., Lambert, C., Mayol, J. F., Maynadie, M. Thematic workshop on fluorescence compensation settings in multicolor flow cytometry. Cytometry. Part B, Clinical cytometry. 72, 8-13 (2007).
  20. Newrzela, S., et al. T-cell receptor diversity prevents T-cell lymphoma development. Leukemia. 26, 2499-2507 (2012).
  21. Iwasaki, N., et al. Allergen endotoxins induce T-cell-dependent and non-IgE-mediated nasal hypersensitivity in mice. J Allergy Clin Immunol. 139, 258-268 (2017).
  22. Tsuchiya, K., Siddiqui, S., Risse, P. A., Hirota, N., Martin, J. G. The presence of LPS in OVA inhalations affects airway inflammation and AHR but not remodeling in a rodent model of asthma. American journal of physiology. Lung cellular and molecular physiology. , L54-L63 (2012).
  23. Burgdorf, S., Scholz, C., Kautz, A., Tampe, R., Kurts, C. Spatial and mechanistic separation of cross-presentation and endogenous antigen presentation. Nature. 9, 558-566 (2008).
  24. Last'ovicka, J., Budinsky, V., Spisek, R., Bartunkova, J. Assessment of lymphocyte proliferation: CFSE kills dividing cells and modulates expression of activation markers. Cellular immunology. , 79-85 (2009).
  25. Oelke, M., et al. Functional characterization of CD8(+) antigen-specific cytotoxic T lymphocytes after enrichment based on cytokine secretion: comparison with the MHC-tetramer technology. Scand J Immunol. 52, 544-549 (2000).
  26. Wang, W., Golding, B. The cytotoxic T lymphocyte response against a protein antigen does not decrease the antibody response to that antigen although antigen-pulsed B cells can be targets. Immunology letters. 100, 195-201 (2005).
  27. O'Sullivan, D., et al. Memory CD8(+) T cells use cell-intrinsic lipolysis to support the metabolic programming necessary for development. Immunity. 41, 75-88 (2014).
  28. Xu, H. C., et al. Type I interferon protects antiviral CD8+ T cells from NK cell cytotoxicity. Immunity. 40, 949-960 (2014).
  29. Volk, A., et al. Comparison of three humanized mouse models for adoptive T cell transfer. The journal of gene medicine. 14, 540-548 (2012).
  30. Safinia, N., et al. Humanized Mice as Preclinical Models in Transplantation. Methods Mol Biol. 1371, 177-196 (2016).
  31. Grover, A., et al. Humanized NOG mice as a model for tuberculosis vaccine-induced immunity: a comparative analysis with the mouse and guinea pig models of tuberculosis. Immunology. 152, 150-162 (2017).

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Réimpressions et autorisations

Explorer plus d’articles

Évaluation d'adjuvantslymphocytes T OT1prolifération CFSEanalyse par cytométrie en fluxisolement des ganglions lymphatiquespréparation des cellules spléniquestransfert adoptif de lymphocytes Tantigène ovalbuminesuivi de la présentation croisée
Évaluation rapide In Vivo des fonctions de génération de l’Adjuvant T cytotoxique Lymphocytes pour le développement de vaccins
Contactez-nous
Recommander à la bibliothèque

Confidentialité

Conditions d’utilisation

Politiques

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Tous droits réservés.