Time-lapse imagerie 3D de phagocytose par les Macrophages de souris

Vingt ans plus tôt l’observation de Metchnikoff des cellules phagocytaires mésenchyme chez les larves de l’étoile de mer, en 1882 et le développement subséquent de sa théorie de la phagocytose¹, Ernest Haeckel décrit, en 1862, l’enlisement des particules de colorants insolubles par le sang cellules de fimbris de Thetis (fimbria Tethys), une espèce de limace de mer prédateur (Ernest Haeckel. Die Radiolarien (Rhizopoda radiaria) : Eine Monographie ; Druck und Verlag von Georg Reimer, Berlin, 1862). Il a décrit explicitement des saillies de membrane enveloppant les particules qui ont été ensuite repris dans le cytoplasme et accumulés autour du noyau de la cellule. Plus de 100 ans plus tard, une étude pionnière de Kaplan a suggéré qu’il y avait au moins deux mécanismes distincts de phagocytose². Kaplan a montré au moyen de la microscopie électronique à balayage de cette souris péritonéale macrophages ingéré un globule rouge mouton IgG-opsonized à l’aide des extensions de fine membrane qui a atteint vers le haut et enveloppée hermétiquement la particule, initialement donnant lieu à un coupe-like structure. Phagocytaires coupe formation requise polymérisation de l’actine, puisqu’elle a été abrogée par la toxine fongique cellules perméables cytochalasine B, connu pour bloquer la dynamique de l’actine³. En revanche, les globules rouges de mouton opsonized avec complément semblait s’enfoncer directement dans le macrophage sans la génération des extensions de la membrane, bien que, dans certaines images, volants de membrane peuvent être vu dans le voisinage immédiat des particules naufrage. Contrairement à la formation de coupe phagocytaires, complément médiée par les récepteurs naufrage en a été insenstive à la cytochalasine B traitement². Dans les expériences décrites par Kaplan, complément opsonisation a été réalisée en incubant des immunoglobulines M (IgM) étiqueté moutons globules rouges avec du sérum de souris complément C5-déficient, qui contourne l’hémolyse par le terminal de complément C5-dépendante compléter le complexe.

Les deux modes de phagocytose, formation coupe phagocytaire et naufrage, identifiés par Kaplan sont devenus les avis établis dans le champ^4,5,6,7,8,9 . Cependant, les images à très haute résolution utilisée dans l’étude originale de Kaplan², comme une étude similaire réalisée par Munthe-Kaas et al. ¹⁰, seulement des instantanés des événements phagocytaires. Dans une étude récente, Rougerie et al. ¹¹ a souligné que les différences morphologiques entre FcγR et CR-médiée par phagocytose restent à clarifier et, en outre, membrane volants ont été observés pendant complément médiée par les récepteurs particule absorption². Imagerie de cellules vivantes des événements phagocytaires uniques allant de capture des particules à l’internalisation, combinée avec génétiquement modifié des souris modèles, pourrait grandement améliorer notre compréhension de comment les phagocytes capturent et ingèrent des particules. Une approche peut consister à utiliser la microscopie à force atomique rapide (AFM) qui permet l’imagerie topographique très haute résolution (10 à 20 nm) des cellules vivantes. Récemment, un rapide du système AFM¹² a été développé, qui est adapté pour des surfaces cellulaires d’imagerie rapide avec peu de bruit. Cette technique a l’avantage que paramètres haute résolution, topographiques et mécanique des cellules peuvent être mesurées à de courts intervalles (secondes), contrairement à la microscopie électronique, qui nécessite la fixation et le point critique de séchage de la vie cellules. Une autre approche est la microscopie confocale 3D Time-lapse, laquelle est largement disponible, bien que la phototoxicité et blanchiment sont des facteurs limitants durant les enregistrements. Cette approche est très polyvalente et permet optique découpe avec une résolution spatiale élevée et permet une souplesse extraordinaire au marquage avec un éventail impressionnant de sondes fluorescentes, y compris des protéines fluorescentes codés génétiquement. Nous décrivons ici la phagocytose tests à l’aide de la microscopie confocale disque spinning Time-lapse qui permettent à haute résolution spatio-temporelle d’événements phagocytaires médiée par les récepteurs spécifiques.

Les protocoles de suivent les lignes directrices de notre Comité d’éthique de la recherche humaine locale, ainsi que les directives de protection des animaux.

1. isolement des Macrophages péritonéaux de souris résidentes

1. Sacrifier la souris (3 à 4 mois d’âge (ou l’autre sexe) ; par exemple La souche C57BL/6) à l’aide d’une surdose de l’isoflurane anesthésique volatil (> 5 % dans l’air) ou le dioxyde de carbone¹³, suivie par la dislocation cervicale. Induction de l’anesthésie peut être facilement évaluée par perte de réflexes¹⁴de redressement, ainsi que par la perte du réflexe de retrait de patte.
2. Après avoir nettoyé le ventre de la souris avec 80 % d’éthanol dans l’eau, faire une incision de la peau médiane et exposer la paroi abdominale sous-jacente.
3. Placer un cathéter en plastique 24-G dans le peritonium et le lavage de la cavité avec la solution saline tamponnée de Hank glacee 2 x 4.5 mL (HBSS), sans Ca^{2 +} et Mg^{2 +}via une seringue en plastique de 5 mL. Tout en injectant, laissez environ 0,5 mL résiduelle HBSS (5 – 4,5 mL (injecté) = 0,5 mL) dans la seringue dans le cas des tissus est aspiré dans l’extrémité du cathéter et doit être expulsé. Transférer la suspension aspirée dans un tube en polypropylène fond rond 14 mL et centrifuger à 300 x g pendant 6,5 min à température ambiante.
   Remarque : L’extrémité du cathéter en plastique est émoussé, qui, comparé à une aiguille, minimise les blessures le contenu abdominal. En général, qui suit en douceur massage abdominale, suspension de cellules péritonéales de 8 mL peut être récupérée dans la cavité péritonéale.
4. Jeter le surnageant et remettre en suspension les cellules péritonéales dans 1 mL de bicarbonate RPMI 1640 un milieu sans contenant 20 mM Hepes, 10 % sérum de veau fœtal inactivés par la chaleur et des antibiotiques, tels que la pénicilline (100 unités/mL) et à la streptomycine (100 µg/mL), établi par diluer 100 x pénicilline/streptomycine au 1/100. Cela donne généralement une concentration d’environ 6 x 10⁶ cellules/mL.
   NOTE : Environ 30 % des cellules péritonéales isolés sont des macrophages, tandis que les autres cellules (plus petits) sont des lymphocytes, principalement les lymphocytes B.

2. ensemencement de cellules péritonéales dans canal glisse

1. Après avoir effectué la suspension cellulaire haut et bas pour réduire l’agglutination, pipette 100 µL de la suspension dans le canal prérempli (volume, 100 µL) d’une lame de canal revêtu la fibronectine (un canal de 100 µL a les dimensions (longueur x largeur x hauteur) : 50 x 5 mm 0. 4 mm).
   1. Pré-remplir la chambre en ajoutant 1 mL additionné de sérum RPMI 1640 (Hepes) médium à l’un des deux réservoirs de la diapositive de canal, inclinaison de la lame et puis aspirer le milieu du barrage en aval (Figure 1).
      1. Supprimer les indésirables de bulles d’air, ou de longues bandes d’air, dans le chenal en ajoutant 1 à 2 mL de milieu à l’un des deux réservoirs, étroitement appliquant un bouchon du réservoir et ensuite pomper de l’air par pression du pouce rythmique sur la PAC et, le cas échéant, inclinaison de la lame. Après avoir chassé l’air, inclinez la lame avec le réservoir non plafonné (et contenant le support) vers le bas avant de retirer le bouchon pour éviter l’air soit aspiré dans le canal.
2. Incuber la lame de canal, ensemencée avec des cellules, dans une chambre humide pendant 2 h à 37 ° C en l’absence de CO₂ (CO₂ n’est pas requis car le HCO₃-système de tampon/co₂ est remplacé par Hepes). Les diapositives de canal peuvent être idéalement placés sur une grille, qui détient huit diapositives. En général, 6 – 8 diapositives sont préparées à partir une souris, mais vers le haut à 10 ou plusieurs est possible.
3. Enlever le panier et échanger le milieu RPMI 1640 (Hepes) de chaque diapositive pour le bicarbonate contenant milieu RPMI 1640, additionné de sérum de veau fœtal 10 %, ainsi que la pénicilline/streptomycine.
   1. Inclinez la lame et aspirer moyen tout d’abord le réservoir inférieur, puis du réservoir supérieur. Ensuite, ajouter 1 mL de ce nouveau média à l’un des réservoirs, incliner le support de diapositive et aspirer du barrage en aval, après qu’il a coulé à travers le canal.
   2. Après cette étape de lavage (moyenne change), remplissez la glissière de chaîne en ajoutant 1 mL de milieu à l’un des réservoirs.
      NOTE : Étapes à l’aide de diapositives de canal de lavage est très simple et efficace en termes de solution exchange et de retirer les cellules non adhérentes. Notez que le milieu RPMI 1640 (bicarbonate de) est normalement pré-incubées avec 5 % CO₂ pendant la nuit afin d’assurer l’équilibre thermique et pH.
4. Incuber les cellules pendant la nuit à 37 ° C dans un incubateur humidifié avec 5 % de CO₂. Réaliser des expériences sur le lendemain.

3. séparation des globules rouges humains

1. Jour 2 (second jour d’expériences ; après une nuit d’incubation des macrophages péritonéaux isolés), prélever 1 à 2 mL de sang veineux périphérique provenant d’un donneur sain, dans un tube hépariné. Transférer 1 mL dans un tube de microcentrifuge fond rond 2,0 mL (polypropylène), centrifuger à 300 x g pendant 5 min à 18 ° C (réglage empirique) et éliminer le surnageant (plasma et couche leuco-plaquettaire).
2. Doucement, aspirer 100 µL de globules rouges sédimentent et mélanger ce volume 1:1 avec le milieu RPMI 1640 (Hepes) modifié (décrit ci-dessous) dans un tube de microtubes de 2,0 mL fond rond. Etiqueter le tube « 1:1 ».
   NOTE : Le support de RPMI 1640 (Hepes) utilisé au jour 2 (pour des dosages) après isoler les cellules contient, en plus de 10 % sérum de veau fœtal inactivés par la chaleur, la pénicilline (100 unités/mL), streptomycine (100 µg/mL) et 1 mM N-(2-mercaptopropionyl) glycine (afin de réduire phototoxicité). Ci-après, ce milieu est dénommé « modifié » milieu RPMI 1640 (Hepes).
3. Pipetter 4 µL de la suspension de 1:1 dilué érythrocytaires dans 2 mL milieu RPMI 1640 (Hepes) modifié, éjectant préalablement dans un tube de microtubes de 2,0 mL (répétez cette étape, c'est-à-dire préparer les 2 tubes). Etiqueter chaque tube à essai 4 : « 2000 ». Placer les tubes « 1:1 » et « 4 : 2000 » sur la glace.

4. marquage de la Membrane plasmique de Macrophage

1. Supprimer les diapositives canal ensemencée de l’incubateur à CO₂ et d’échanger le milieu RPMI 1640 (bicarbonate) de chaque diapositive pour milieu RPMI 1640 (Hepes) modifié. Ensuite, placez les cellules dans une chambre humide à 37 ° C en l’absence de CO₂.
   NOTE : Après une nuit d’incubation et de lavage, la plupart des lymphocytes est retirée de la chaîne. La majorité des cellules adhérentes restants est des macrophages, qui peuvent être identifiés morphologiquement ou par immunofluorescence souillant utilisant des anticorps anti-F4/80. Environ 95 % des macrophages péritonéaux résident de souris sont F4/80 positive.
2. Diluer fluorescent vert étiqueté anti-souris F4/80 anticorps (conservée à 4 ° C) 01:40 mis à jour le milieu RPMI 1640 (Hepes). Prendre une diapositive, inclinez-le et Pipeter (goutte à goutte) 100 µL du mélange anticorps dans l’ouverture du canal 100 µL de la lame (voir Figure 1). Aspirez le milieu qui se jette dans le réservoir en aval. Incuber les cellules pendant 20 min à 37 ° C (environnement humidifié, sans CO₂). Au cours de la période d’incubation, étiqueter les globules rouges humains (voir la Section 5).
   Remarque : Comme nous l’avons ci-dessus, CO₂ n’est pas requise depuis le HCO₃-système de tampon/co₂ est remplacé par Hepes.
3. Après que 20 min temps d’incubation (au cours de laquelle les globules rouges humains sont colorées et opsonized), lavez la diapositive en ajoutant 1 mL de modification milieu RPMI 1640 (Hepes) à l’un des réservoirs et en aspirant le milieu après qu’il a coulé à travers le canal, facilitée par l’inclinaison de la lame. Ajouter 1 mL de milieu pour le stockage à court terme ou procéder à une expérience (c'est-à-dire, pipetage en particules (opsonisées globules rouges) et d’imagerie de phagocytose par microscopie confocale de Time-lapse tourne disque).

5. marquage de la Membrane plasmique des globules rouges humains

1. Commencer le marquage des globules rouges humains immédiatement après l’incubation d’une diapositive des macrophages avec vert fluorescent étiquetés anticorps d’anti-F4/80 (après la Section 4.2). Après avoir mélangé doux, prenez 400 µL de l’un des tubes « 4 : 2000 » (voir la Section 3.3) et dispensent dans un tube de microtubes de 2,0 mL (fond rond). Permettre la suspension se réchauffer à environ 37 ° C (voir le paragraphe ci-dessous). Ajouter teinté de rouge/orange fluorescent membrane plasmique 0,4 µL (aliquots stockés à-20 ° C), mélanger et laisser incuber à 37 ° C pendant 5 min.
   Remarque : Un bloc d’aluminium chauffée, placé à l’intérieur de la hotte à flux laminaire, est utile pour réduire au minimum la perte de chaleur tout en préparant des diapositives. Tubes peuvent être placés dans les forages du bloc chauffage et un autre, ou plaque d’aluminium intégrée, chauffée peut servir comme un espace de travail.
2. Après la période d’incubation de 5 min, préparer la première étape de lavage en ajoutant 1600 µL modifiée RPMI 1640 (Hepes) moyen (pour remplir le tube de microtubes de 2,0 mL).
3. Centrifuger le tube à 300 x g pendant 5 min à 18 ° C (réglage empirique). Une pastille rouge compacte doit être visible sur le mur (p. ex., décentré) au fond du tube. Tourner le tube pour que la pastille est vers le haut et retirez délicatement le surnageant successivement (en deux étapes) à l’aide d’une pointe de pipette de 1 à 1,5 mL toutes.
4. Après avoir aspirer le surnageant, ajouter 2 000 µL modifiée RPMI 1640 (Hepes) moyen, mix (pour remettre en suspension les cellules) et répétez les étapes ci-dessus d’aspiration de centrifugation puis le surnageant.
5. Resuspendre le culot (de membrane plasmique souillé et 2 x lavé des globules rouges) avec 400 µL de milieu RPMI 1640 (Hepes) modifié. Etiqueter le tube PMS (abréviation de tache de la membrane plasmique).
   Remarque : Par ailleurs, le succinimidyl ester d’un dérivé rhodamine sensibles au pH, qui devient plus fortement fluorescent à pH acide, pourrait être utilisé pour étiqueter des globules rouges humains. Dans ce cas, l’intensité de la fluorescence sert en outre comme mesure de la maturation du phagosome après que les particules ont été intériorisés.

6. opsonisation (étiquetage) des globules rouges humains avec souris immunoglobuline G (IgG)

1. Ajouter 1 µL souris (IgG2b) monoclonales (clone HIR2) anti-humain CD235a anticorps (1 mg/mL) (conservé à-20 ° C) au tube étiqueté PMS (voir Sections 5.2-5.5), contenant de la membrane plasmique teinté de globules rouges humains suspendus dans 400 µL de milieu. CD235a (également connu comme la glycophorine A) est une sialoglycoprotéine de membranaire spécifique lignée érythroïde.
2. Incuber à 37 ° C pendant 8 min. Note l’opsonisation des globules rouges humains avec agglutination de causes d’IgG (agglutination des cellules). Agglutination peut servir d’un indicateur visuel d’opsonisation, mais il est indésirable pour l’imagerie des effets phagocytaires unique. Pour contourner l’agglutination, à plusieurs reprises mélanger la suspension cellulaire (toutes les 1 min) en utilisant, par exemple, une variable pipette de 20-200 µL volume set à 200 µL.
   1. Vers la fin de la période d’incubation de 8 min, si désiré, laver la diapositive de macrophage, incubée avec vert fluorescent étiquetés anticorps anti-F4/80, avec 1 mL de milieu RPMI 1640 (Hepes) modification. Veiller à ce que les deux réservoirs de la diapositive de canal sont exempts de moyenne après les étapes de lavage.

7. la phagocytose de la Membrane plasmique d’imagerie souillé et IgG-enduit de globules rouges humains

1. Après le 8 min d’incubation avec l’anticorps anti-CD235a (Section 6.2), pipette 100 µL de suspension contenant colorés à la membrane plasmique et IgG-opsonized globules rouges humains dans le canal d’une diapositive contenant des macrophages étiquetés avec vert fluorescent anti-F4 / anticorps 80 (étape 4). Ainsi, rouges fluorescents, IgG-opsonized globules rouges humains sont ajoutés au verts fluorescents phagocytes (macrophages).
2. Dès que les globules rouges humains ont été ajoutés, monter la diapositive de canal sur un microscope confocal de tourne disque (avec l’incubateur de stade réglé à 37 ° C) pour l’imagerie, par exemple, via un 60 X / 1,49 lentille d’objectif-immersion dans l’huile. Commencer d’imagerie dès que possible, puisque les particules commencent à s’installer au sein de 1 min.
   Remarque : L’utilisation de perles fluorescentes avec un diamètre de 100 nm, nous avons mesuré, par analyse du point spread fonctions, résolutions XY de x = 0,22 µm, y = 0,23 µm (laser à 488 nm) et x = 0,27 µm, y = 0,27 µm (561 laser nm). Toutefois, pour réduire le photoblanchiment et phototoxicité durant l’imagerie 3D accéléré des cellules vivantes, nous compromettre une résolution spatiale utilisant binning 2 x 2. Binning augmente la sensibilité (améliore le rapport signal sur bruit) et la fréquence d’images autorisées, mais au détriment de la résolution spatiale.
3. Utiliser une mise au point parfaite (ou similaire) système pour empêcher la dérive de mise au point pendant les enregistrements. Après avoir activé le système de mise au point parfaite, utilisez le contrôle de décalage de se concentrer sur les saillies lamellipode macrophage immédiatement au-dessus de la lamelle couvre-objet (voir note ci-dessous) de la glissière de chaîne. Ce niveau de la mise au point correspond à Z = µm 0. obtenir Z-cheminées de µm-1 à + 16 µm à 0,8 µm pas, qui s’élève à 22 Z-tranches. Z-piles peuvent, par exemple, être obtenues à un taux de 1 pile (pour chaque canal) toutes les 15 s pour un total de 16 min.
   Remarque : Plus longues périodes d’enregistrement souffrent de pertes de qualité de l’image, principalement en raison de photoblanchiment. Z-piles sont acquis pour chacun des deux canaux : les macrophages sont imagés à l’aide d’un laser à 488 nm (couche verte) et de globules rouges humains sont imagés à l’aide d’un laser à 561 nm (canal rouge). En utilisant cette approche, diverses vues de macrophages ingérant IgG-opsonized globules rouges humains à différents intervalles peuvent être obtenus (par exemple, voir la Figure 2).
   Remarque : Les paramètres par défaut du système (avec 2 x 2 binning) sont : canal vert (20,5 % laser (50 mW ; 488 nm) de puissance, sensibilité 101 (, 0 à 255) et temps d’exposition de 200 ms) ; couche rouge (laser de 10,5 % (50 mW ; 561 nm) de puissance, sensibilité 101 (intervalle : 0-255) et temps d’exposition 98 ms).
   Remarque : Le bas de la glissière de chaîne est un polymère ayant la même épaisseur comme une lamelle de verre #1.5 et les mêmes propriétés optiques du verre, mais, notamment, le matériau a l’avantage de perméabilité au gaz.

8. imagerie de la phagocytose de la Membrane plasmique coloré et enduit de complément de globules rouges humains

1. Complément-opsonize plasma membrane colorés et rouge sang IgG-opsonized cellules de même aux Sections 5 et 6, sauf, au lieu de pipetage 4 µL de la suspension de 1:1 dilué de globules rouges dans un milieu RPMI 1640 (Hepes) 2 mL modifié, tel que décrit à la Section 3.3, distribuer 4 µL dans milieu RPMI 1640 (Hepes) 1 mL modifiée et par conséquent l’étiquette du tube 4:1, 000. Ainsi, les globules rouges humains sont 2 x plus concentré.
2. Poursuivez les étapes décrites dans les Sections 4 et 5, mais commencer par le 4:1,000 plutôt que le stock de 4:2,000 dilué de globules rouges humains (4:1, 000 et 4:2,000 référez vous aux dilutions suivantes des initialement 1:1 dilués humains sang globules rouges décrites dans les Sections 3.1 et 3.2).
3. Sacrifier une souris nulle C5 (p. ex., B10. D2 -Hc⁰ H2^d H2-T18^c/oSnJ ; Laboratoire de Jackson) par inhalation d’isoflurane (> 5 % dans l’air) suivie par décapitation et de recueillir le sang. Habituellement, nous laisser couler environ 0,8 mL de sang dans un tube en plastique à fond rond 14 mL immédiatement après la décapitation et l’inhalation isoflurane.
4. Après 1 h, lorsque le sang est entièrement coagulé, transférer le reste de liquide dans un tube de microtubes de 2,0 mL et centrifuger à 300 x g pendant 5 min à température ambiante. Par la suite, soigneusement recueillir le sérum jaunâtre. En général, on retrouve au moins 200 µL C5 de sérum null. Placez le sérum null C5 sur la glace.
5. Après que 4 min d’incubation de la membrane plasmique tachée de globules rouges humains avec des IgG, ajouter un autre 1 µL d’anticorps anti-CD235a (ce qui donne 2 x concentré), puis prendre 50 µL de la suspension cellulaire et mélangez-le dans un tube de microcentrifuge distinct 2,0 mL contenant 50 µL C5 null sérum. Continuer à mélanger plusieurs fois (toutes les 1 min) par pipetage de haut en bas, comme dans Section 6.2, pendant 4 min. Ainsi, après cette étape, les globules rouges humains ont été incubées avec l’anticorps anti-CD235a pour un total de 8 min.
   Remarque : La période d’incubation de 4 min avec C5 sérum null est suffisante pour activer la cascade du complément classique et opsonize les globules rouges humains avec C3b, qui est dégradé en facteur I iC3b.

9. confirmation des IgG - et C3b-opsonisation de globules rouges humains

1. Confirmer l’opsonisation des globules rouges humains avec des anticorps de souris anti-CD235a IgG (IgG2b ; voir Section 6.1) en incubant les cellules avec les anticorps IgG (secondaire) de chèvre anti-souris conjugués à un fluorophore fluorescent vert ou rouge.
   1. Ajoutez des anticorps IgG de 1 µL de souris anti-CD235a et 1 µL fluorescent étiquetés anti-souris anticorps secondaire à un 400 µL de la suspension de globules rouges humains et incuber à 37 ° C pendant 8 min. Par la suite, laver deux fois (comme dans Sections 5.2 – 5,5).
   2. Remettre le culot cellulaire avec 400 µL modifiée RPMI 1640 (Hepes) moyenne et la pipette 100 µL de la suspension dans un canal glisser (voir Figure 1) pour l’imagerie confocal fluorescence.
      Remarque : Les cellules seront touffe (agglutinante) après le lavage et la remise en suspension, mais le lavage est nécessaire pour réduire la fluorescence de fond en raison de l’anticorps secondaire indépendant.
2. Confirmer opsonisation de globules rouges humains, préalablement marquées avec souris IgG et incubées en présence de sérum de souris null de C5, avec C3b/iC3b utilisant, par exemple, rat de C3b/iC3b/C3c anticorps anti-souris et un anticorps secondaire, par exemple, anticorps de type IgG de anti-rat chèvre conjugué à un fluorophore fluorescent vert.
   1. Répétez les étapes décrites dans l’article 8 à l’aide sans coloration des globules rouges humains.
   2. Ajouter 0,25 µL fluorescent étiqueté de C3b/iC3b/C3c anticorps anti-souris au mélange 100 µL (50 µL marqué IgG humaine globules rouges + 50 µL de sérum de C5 souris null) et incuber à 37 ° C pendant 8 min.
   3. Laver deux fois, resuspendre le culot dans 100 µL de modification de milieu RPMI 1640 (Hepes) et pipette de la suspension dans un canal glisser (voir Figure 1) pour l’imagerie confocal fluorescence.

Un diagramme schématique de la diapositive de canaux utilisé pour l’imagerie de phagocytose par microscopie confocale spinning Time-lapse est illustré à la Figure 1. Globules rouges humains (hRBCs) sont colorées avec le marqueur de la membrane plasmique fluorescent rouge CellMask Orange, tandis que les macrophages péritonéaux résident isolés de souris (Ms) sont étiquetés avec vert fluorescent Alexa Fluor 488 anti-F4/80 anticorps conjugué ( Figure 2), qui sert comme un marqueur spécifique des macrophages de souris et une étiquette de la membrane plasmique. Globules rouges humains peut être opsonized avec la souris IgG (mIgG) ou d’IgM (mIgM), la souris en incubant les cellules à IgG (ou IgM) anticorps anti-CD235a (CD235a, également connu sous le nom de glycophorine A, est une protéine exprimée spécifiquement sur les globules rouges humains). Time-lapse imagerie 3D des macrophages fluorescents verts, présenté avec rouges fluorescents globules rouges humains permet la visualisation des événements phagocytaire de particule (Figure 2). Une observation attentive des événements phagocytaires unique permet détails de la capture des particules et l’ingestion pour être délimité. Par exemple, la capture d’un mIgG-opsonized humain globule rouge par un filopodium de macrophage, une projection mince, doigt, peut être observée (Figure 3 a; Voir aussi Horsthemke et al. 15). en outre, la compression d’une cellule humaine du sang rouge pendant la formation coupe phagocytaires peut être observée (Figure 3 a). Lors de l’introduction de sérum de souris fraîche, mIgG-opsonized, ou de globules rouges humains, mIgM-opsonized déclenchent la cascade de complément classique, qui aboutit à la formation d’un complexe d’attaque membranaire hémolytique. La cinétique d’hémolyse médiée par le complément peut être mesurée par imagerie de cellules double marquage avec CellMask Orange et calcéine. Vert fluorescent calcéine cytosolique est rapidement libéré par les cellules au cours de l’hémolyse (Figure 3 b).

Figure 1 : manipulation des diapositives de canal revêtu la fibronectine. Diapositive de canal (A) A se compose de deux réservoirs reliés par un canal avec les dimensions 50 x 5 mm 0,4 mm canal diapositives sont préremplis initialement en appliquant 1-2 mL de milieu à l’un des deux réservoirs et en inclinant la diapositive. Caps (B) peuvent être placés dans les réservoirs avant l’incubation. Les bouchons peuvent être utilisées pour pomper de bulles d’air indésirables avant le semis du canal avec les cellules. Canal de 100 µL (C) l’air exempt de bulles peut être comblé par pipetage directement moyen dans la bouche d’un canal. Cette étape est utilisée, par exemple, aux macrophages de graines dans une diapositive ou d’ajouter gfluorophore (vert fluo)-anticorps anti-F4/80 conjugué, qui sert une étiquette de membrane, mais aussi un marqueur de macrophages de souris. (D) après que pipetage des particules, comme opsonisées globules rouges humains, dans un canal ensemencé avec fluorescent teinté de macrophages, la lame peut être placée sur la scène d’un microscope inversé et la microscopie confocale spinning Time-lapse disque peut être effectué. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.

Figure 2 : imagerie 3D Time-lapse de phagocytose. (A) schéma montrant l’opsonisation de membrane plasmique colorée (rouge fluorescent) globules rouges humains (hRBCs) avec des anticorps de souris (m) anti-CD235a immunoglobuline G (mIgG) et la présentation des hRBCs marqués de macrophages de souris (Ms), étiqueté (vert fluorescent) avec vert fluorescent anticorps conjugué fluorophore anti-F4/80. (B) Images de Time-lapse (vues XZ), obtenues en faisant tourner la microscopie confocale disque, montrant la formation coupe phagocytaire et ingestion de mIgG-opsonized hRBCs. Echelle = 10 µm. (C) reconstructions 3D montrant des macrophages ingérant mIgG-opsonized hRBCs. Vues XZ correspondantes (pour 3 de la h) apparaissent en représentent des espacements B. grille 5,07 µm. s’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.

Figure 3 : Capture d’une particule par une filopodium. Images de Time-lapse, obtenue en faisant tourner la microscopie confocale disque, montrant un macrophage souris capture une immunoglobuline souris G (mIgG)-opsonisées humaine de globules rouges (GRH) via un filopodium (flèches dans le panneau du haut), une projection de doigt. Notez que les globules rouges perd sa crenations tôt au cours de la formation de coupe phagocytaire. De plus, la coupe phagocytaire semble se faufiler le globule rouge enveloppé (indiqué par des flèches dans le panneau inférieur). Echelle = 10 µm. s’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.

Les auteurs n’ont rien à divulguer.