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Article de méthode

In Vivo Imaging of Cerebrospinal Fluid Transport through the Intact Mouse Skull using Fluorescence Macroscopy In Vivo Imaging of Cerebrospinal Fluid Transport through the Intact Mouse Skull using Fluorescence Macroscopy In Vivo Imaging of Cerebrospinal Fluid Transport through the Intact Mouse Skull using Fluorescence Macroscopy In Vivo

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DOI :

10.3791/59774

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29 juillet 2019

* These authors contributed equally

Dans cet article

Résumé

L'imagerie optique transcrânienne permet l'imagerie à large champ du transport du liquide céphalo-rachidien dans le cortex des souris vivantes à travers un crâne intact.

Résumé

Le flux de fluide céphalo-rachidien (CSF) chez les rongeurs a été largement étudié à l'aide de la quantification ex vivo des traceurs. Des techniques telles que la microscopie à deux photons et l'imagerie par résonance magnétique (IRM) ont permis une quantification in vivo du flux de FSC, mais elles sont limitées par des volumes d'imagerie réduits et une faible résolution spatiale, respectivement. Des travaux récents ont constaté que CSF pénètre dans le parenchyme cérébral à travers un réseau d'espaces périvasculaires entourant les artères piales et pénétrantes du cortex des rongeurs. Cette entrée périvasculaire de CSF est un moteur primaire du système glymphatique, une voie impliquée dans le dégagement des solutés métaboliques toxiques (par exemple, amyloïde-MD). Ici, nous illustrons une nouvelle technique d'imagerie macroscopique qui permet l'imagerie en temps réel et mésoscopique des traceurs fluorescents de CSF par le crâne intact des souris vivantes. Cette méthode peu invasive facilite une multitude de conceptions expérimentales et permet des tests uniques ou répétés de la dynamique du FSC. Les macroscopes ont une résolution spatiale et temporelle élevée et leur grande distance de portique et de travail permet l'imagerie tout en effectuant des tâches sur des dispositifs comportementaux. Cette approche d'imagerie a été validée à l'aide de mesures d'imagerie à deux photons et de fluorescence obtenues à partir de cette technique fortement corrélées avec la fluorescence ex vivo et la quantification des traceurs radio-étiquetés. Dans ce protocole, nous décrivons comment l'imagerie macroscopique transcrânienne peut être utilisée pour évaluer le transport glymphatique chez les souris vivantes, offrant une alternative accessible aux modalités d'imagerie plus coûteuses.

Introduction

Le liquide céphalo-rachidien (CSF) baigne le cerveau et la moelle épinière et est impliqué dans le maintien de l'homéostasie, l'approvisionnement en nutriments, et la régulation de la pression intracrânienne1. CSF dans l'espace subarachnoïde pénètre dans le cerveau à travers un réseau d'espaces périvasculaires (PVS) entourant les artères corticales piales, puis coule vers le bas le long des artérioles pénétrantes2. Une fois dans le parenchyme, Le CSF échange avec le liquide interstitiel (ISF), transportant des métabolites nocifs tels que l'amyloïde et les agrégats de protéines tau hors du cerveau par des voies de matière....

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Protocole

Toutes les expériences ont été approuvées par le Comité universitaire sur les ressources animales (UCAR, Protocole no 2011-023) de l'Université de Rochester et réalisées selon le Guide des NIH pour le soin et l'utilisation des animaux de laboratoire.

1. Préparation de la canule cisterna magna, plaque de tête et support de tête

  1. Stériliser tous les instruments chirurgicaux et les plaques de tête avant la chirurgie.
    REMARQUE : Les traceurs fluorescents sont livrés directement dans CSF par l'intermédiaire d'une cannulation de magna de cisterna. Pour des instructions détaillées sur cette procédure, veuillez consulter Xavier et coll.....

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Résultats

L'afflux de CSF est représenté sur un macroscope épifluorescent (Figure 1A), qui permet l'imagerie mésoscopique du transport de traceurs CSF dans le cortex murine. La plaque de tête du crâne entier permet la visualisation des os nasaux rostral, les os frontaux et pariétaux au centre, et la partie rostrale de l'os interpariétal caudally (Figure 1B). Pendant l'imagerie, les sutures nasofrontales, sagittales, coronales et lambdoid peuvent être facilement identifiée.......

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Discussion

Nous avons décrit un protocole détaillé pour exécuter la formation image transcrânienne de CSF dans les souris vivantes utilisant les macroscopes et les traceurs fluorescents commercialement disponibles. Cette technique est simple et peu invasive, mais quantitative. L'imagerie in vivo est bien corrélée avec des méthodes sensibles telles que le comptage de la scintillation liquide des traceurs étiquetés par radio, y compris 3H-dextran et 14C-inuline après la livraison de CM, et avec la quantification.......

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Déclarations de divulgation

Les auteurs n'ont rien à révéler.

Remerciements

Ces travaux ont été financés par le National Institute of Neurological Disorders and Stroke et le National Institute on Aging (US National Institutes of Health; R01NS100366 et RF1AG057575 à MN), le Programme des réseaux transatlantiques d'excellence de la Fondation Leducq et le programme de recherche et d'innovation DE l'UE Horizon 2020 (subvention no 666881; SVDs-target). Nous tenons également à remercier Dan Xue pour son aide experte en illustrations graphiques.

....

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
0,25 % Bupivacaïne HClUniversité de Rochester Vivarium
100 & micro ; L Seringue étanche au gaz Modèle 1710 TLL, PTFE Luer LockHamilton Company81020
A-M Systems Poudre de ciment dentaireFisher ScientificNC9991371
CarprofenUniversité de Rochester Vivarium
ChlorhexidinePrevanticsB10800
CMOS CaméraHammamatsuORCA Flash 4.0
Plaque de têteUniversité de Rochester Pas decatalogue #Sur mesure fabriqué à l’atelier d’usinage de l’Université de Rochester
Cautérisme à haute températureBovie Medical CorporationAA01
Insta-set AcceleratorBob Smith IndustriesBSI-151
Isoflurane - FlurisoVet One502017Université de Rochester Vivarium
KétamineStrong Memorial Hospital Pharmacy
Krazy GlueElmer’s Products, IncPas de catalogue #, voir lien dans les commentaireshttps://www.amazon.com/Krazy-Glue-KG48348MR-Advance-Multicolor/dp/B000BKO6DG
Micropore Ruban chirurgicalFisher Scientific19-027-761
ParaformaldéhydeSigma-aldrichP6148
PE10 - Polyéthylène .011 » x .024 » par pi, 100 ft. continuBraintree ScientificPE10 100 FT
Pompe 11 Elite Infusion uniquement Double seringueHarvard Appareil70-4501
PURALUBE VET OINTMENTDechra
Puritan PurSwab Bâtonnets de nettoyage à pointe de cotonFisher Scientific22-029-553
Recherche Macro Zoom MicroscopeOlympusMVX10
Plaque de support de tête simple (pour souris)Narishige International USA IncMAG-1
Aiguilles à usage unique, BD MedicalVWRBD305106
Tampons de préparation à l’alcool stérilesFisher Scientific22-363-750
LED accordablePRIOR Lumen 1600-LED
XylazineUniversité de Rochester Vivarium

Références

  1. Tumani, H., Huss, A., Bachhuber, F. The cerebrospinal fluid and barriers - anatomic and physiologic considerations. Handbook of Clinical Neurology. , 21-32 (2017).
  2. Jessen, N. A., Munk, A. S., Lundgaard, I., Nedergaard, M. The Glymphatic System: A Beginner's Guide. Neurochemi....

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