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Article de méthode

Induire une lésion pulmonaire aigue chez la souris par instillation directe du lipopolysaccharide intratrachéal

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⸱

DOI :

10.3791/59999

⸱

6 juillet 2019

 ,  ,  , 
1Department of Anesthesiology and Intensive Care Medicine, University Hospital Bonn

* These authors contributed equally

Dans cet article

Résumé

Présenté ici est une procédure étape par étape pour induire des dommages aigus de poumon chez les souris par l'instillation intratracheal directe de lipopolysaccharide et pour effectuer l'analyse FACS des échantillons de sang, du fluide de lavage bronchoalveolar, et du tissu de poumon. L'invasivité minimale, la manipulation simple, la bonne reproductibilité, et la titration de la sévérité de la maladie sont des avantages de cette approche.

Résumé

L'administration des voies aériennes du lipopolysaccharide (LPS) est un moyen courant d'étudier l'inflammation pulmonaire et les lésions pulmonaires aigues (ALI) dans les modèles de petits animaux. Diverses approches ont été décrites, telles que l'inhalation de LPS aérosolainsi ainsi que l'instillation nasale ou intratrachéale. Le protocole présenté décrit une procédure étape par étape détaillée pour induire ALI chez les souris par instillation intratracheal directe de LPS et exécuter l'analyse FACS des échantillons de sang, du fluide de lavage bronchoalveolar (BAL) et du tissu de poumon. Après la sédation intrapéritonéale, la trachée est exposée et Le LPS est administré par l'intermédiaire d'un cathéter veineux de 22 G. Une réaction inflammatoire robuste et reproductible avec l'invasion de leucocyte, la mise en réglementation des cytokines proinflammatoires, et la perturbation de la barrière alvéolo-capillaire est induite dans les heures aux jours, selon le dosage de LPS employé. La collecte d'échantillons de sang, de liquide BAL et de récolte pulmonaire, ainsi que le traitement pour l'analyse FACS, sont décrits en détail dans le protocole. Bien que l'utilisation du LPS stérile ne soit pas appropriée pour étudier des interventions pharmacologiques dans les maladies infectieuses, l'approche décrite offre l'invasivité minimale, la manipulation simple, et la bonne reproductibilité pour répondre aux questions immunologiques mécanistes. En outre, la titration de dose aussi bien que l'utilisation des préparations alternatives de LPS ou des souches de souris permettent la modulation des effets cliniques, qui peuvent montrer différents degrés de sévérité d'ALI ou tôt contre début tardif des symptômes de la maladie.

Introduction

Les modèles animaux expérimentaux sont indispensables dans la recherche immunisée fondamentale. L'administration de bactéries entières ou de composants microbiens a été fréquemment utilisée dans les petits modèles animaux pour induire une inflammation locale ou systémique1. Le lipopolysaccharide (LPS, ou endotoxine bactérienne) est un composant de la paroi cellulaire et l'antigène de surface des bactéries gramnégatives (p. ex. Enterobacteriaceae, Pseudomonas spp., ou Legionella spp.). La molécule thermostable et grande (poids moléculaire 1-4 x 106 kDa) se compose d'une moiety lipidique (Lipid A), région centrale (oligosaccharide), et un polysaccharide O (ou O antigène). Lipid A, avec ses chaînes d'acides gras hydrophobes, ancre la molécule dans une membrane bactérienne et médiatise (sur la dégradation des bactéries) l'activité immunologique et la toxicité du LPS. Après s'être lié à la protéine de liaison LPS (LBP), les complexes LPS:LBP ligate le complexe de récepteurs CD14/TLR4/MD2 situé à la surface de nombreux types de cellules, induisant une forte réaction proinflammatoire avec la translocation nucléaire NF-B et la régulation subséquente de cytokine expression2.

Les lésions pulmonaires aigues (ALI) sont définies comme une insuffisance respiratoire hypoxémique aigue avec un œdème pulmonaire bilatéral en l'absence d'insuffisance cardiaque3. L'administration des voies respiratoires de LPS est un moyen commun d'induire une inflammation pulmonaire et ALI4,5,6,7. Bien que la substance stérile ne soit pas appropriée pour étudier les interventions pharmacologiques dans les maladies infectieuses, les questions immunologiques mécanistes peuvent être répondues avec une précision suffisante. L'instillation du LPS dans la trachée induit une réaction inflammatoire robuste avec l'invasion de leucocyte, la régulation version des cytokines proinflammatoires, et la perturbation de la barrière alvéolo-capillaire en quelques heures à jours, selon le dosagedeLPS3, 6,7.

Le protocole présenté décrit une procédure étape par étape détaillée pour induire ALI chez les souris par instillation intratrachéale de LPS. Le modèle a été validé en évaluant l'expression de cytokine, l'invasion de granulocyte de neutrophil, et la fuite intra-alvéolaire d'albumine comme précédemment décrit8.

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Protocole

Ce protocole animal a été approuvé par le comité local pour les soins aux animaux (LANUV, Recklinghausen, Allemagne; protocole no 84-02.04.2015) et a été exécuté conformément aux directives des National Institutes of Health pour l'utilisation des animaux vivants (publication des NIH No 85-23, révisé en 1996).

1. Induction ALI

  1. Utilisez des souris adultes C57BL/6 à l'âge d'environ 10-12 semaines. Loger les animaux dans des cages ventilées individuellement avec un accès gratuit à l'eau et à la chow standard des rongeurs. Cependant, il est possible d'effectuer cette approche sur les animaux plus jeunes et avec d'autres souches de souris.
  2. Stocker le LPS (Escherichia coli O111:B4) dans des aliquots en concentrations de 5 mg/mL à -20 oC. Pour l'instillation intratrachéale, diluer le LPS dans la saline stérile tamponnée par le phosphate (PBS) jusqu'à une concentration finale de 2 000 g/mL.
  3. Pesez la souris. Injecter de la kétamine [120 mg/kg de poids corporel de souris (BW)] et de la xylazine (16 mg/kg BW) par voie intrapéritoyonne (un tiers inférieur de l'abdomen, paramédian), et attendre le sursis de l'anesthésie.
  4. Vérifiez la profondeur de l'anesthésie en induisant un stimulus tactile. En cas d'anesthésie insuffisante, répéter l'injection de kétamine (30 mg/kg BW) et de xylazine (4 mg/kg BW).
  5. Placez la souris en position couchée sur une table à température contrôlée afin de maintenir une température corporelle de 37 oC.
  6. Appliquer un lubrifiant ophtalmique stérile pour prévenir la dessiccation des cornées sous anesthésie.
  7. Soulevez les inciseurs de tête et de crochet sur une barre horizontale placée à environ 5 cm au-dessus de la table pendant que les pattes avant restent en contact étroit avec la table. Étendre le cou dans un angle de 90 degrés par rapport à la table (Figure 1). Tenez la langue avec des forceps pour redresser la gorge pour des conditions d'intubation plus faciles.
  8. Couper un cathéter veineux de 22 jauges (G) sur une longueur de 20 mm. Insérez délicatement le cathéter dans la direction verticale le long de la racine de la langue. Placez une source de lumière froide sur la peau au-dessus du larynx pour aider à visualiser les cordes vocales et viser la trachée. Si la résistance du larynx se produit, rétractez le cathéter quelques millimètres avant d'avancer à nouveau.
  9. Insérer le cathéter d'environ 10 mm dans la trachée. Assurez-vous que l'insertion n'est pas trop profonde car cela entraînera l'instillation unilatérale du liquide dans la bronche principale droite ou gauche.
  10. Injecter du LPS (5 g/g BW) dilué dans le PBS à l'aide d'une pipette [le volume injecté dépend du poids corporel de la souris (p. ex., 20 g de poids corporel et utilisation de 50 l de solution LPS)].
    REMARQUE : La souris réagit généralement en toussant ou en haletant à l'instillation appropriée du liquide dans la trachée.
  11. Connectez une seringue et ajoutez un bolus de 50 ml d'air pour vous assurer que le volume liquide complet est distribué dans les poumons. Retirez lentement le cathéter.
  12. Gardez le haut du corps de la souris en position verticale pendant 30 s afin d'éviter les fuites du liquide de la trachée.
  13. Chez les animaux opérés par une feinte, injectez 50 l de PBS stérile par voie intratrache au lieu de LPS.
  14. Injecter de l'hydrochlorure de buprénorphine 0,08 mg/kg BW sous-cutané dans la peau lâche sur le cou immédiatement après l'induction ALI et tous les 12 h par la suite, au cours des 48 premières heures.
  15. Maintenir une température corporelle de 37 oC jusqu'à ce que la pleine conscience soit retrouvée en gardant la souris sur la plaque chauffante.
  16. Transférer la souris dans une cage aérée individuellement avec un accès gratuit à la nourriture et à l'eau. Surveillez la souris régulièrement. La diminution de la température corporelle et la dépression respiratoire indiquent une bonne induction de l'ALI.

2. Échantillonnage sanguin, lavage bronchoalveolaire, récolte d'organes

REMARQUE : Le moment de l'euthanasie dépend de la question scientifique abordée. Habituellement, il est effectué 12-72 h suite à l'instillation LPS3,4,9,10. La gravité de l'ALI peut être déterminée cliniquement par l'observation régulière de la température corporelle et des symptômes de détresse respiratoire11.

  1. Induire l'anesthésie en plaçant la souris dans une chambre inondée d'isoflurane. Utilisez 3 vol% isoflurane avec un flux d'oxygène de 1 L/min. Assurer la narcose profonde en induisant un stimulus tactile. En cas de profondeur insuffisante de l'anesthésie, augmenter isoflurane jusqu'à 5 vol%.
  2. Sacrifiez la souris dans l'anesthésie profonde par la dislocation atlanto-occipital.
  3. Fixez la souris avec du ruban adhésif sur une table d'opération et désinfectez rapidement la fourrure sur l'abdomen avec 70 % d'éthanol. Ouvrez soigneusement la cavité abdominale dans la ligne médiane avec des ciseaux et des pinces. Enlever les parties de l'intestin pour obtenir l'accès à la veine cava inférieure (IVC) à droite de la colonne vertébrale et de l'aorte abdominale.
  4. Localisez les veines rénales et insérez un canule plié de 23 G relié à une seringue de 1 ml dans l'IVC directement sous la confluence des veines. Aspirez 250 l de sang et transférez-vous dans un tube de 1,5 ml rempli de 20 l de 0,5 M d'acide éthylènediaminetetraacetic (EDTA). Agiter doucement pour faciliter le mélange EDTA et mettre le tube sur la glace.
  5. Pour le lavage bronchoalvéolar (BAL), préparer trois seringues de 1 ml avec 0,5 ml de PBS stérile et 0,1 ml d'air chacune. Rapidement désinfecter la fourrure de la gorge avec 70% d'éthanol et exposer soigneusement la trachée avec des ciseaux et des pincettes. Mobilisez la trachée et enroulez autour d'une suture.
  6. Effectuer BAL: Perforer la trachée à l'aide de micro-ciseaux et insérer un cathéter veineux de 22 G coupé à une longueur de 20 mm. Fixer le cathéter avec la suture et instiller 0,5 mL de PBS stérile et 0,1 ml d'air. Aspirer le liquide après 60 s. Répétez la procédure avec les deux seringues supplémentaires et collectez l'aspiration entière dans un tube de 15 ml sur la glace.
  7. Ouvrez délicatement le thorax avec des ciseaux et des pincettes pour récolter les poumons. Couper le diaphragme le long de la marge costale et couper à travers les côtes avec deux incisions latérales. Évitez soigneusement de perforer les poumons. Soulevez le sternum cranially et fixez-le ou retirez-le.
  8. Préparer deux seringues de 10 ml avec un PBS chaud de 37 oC (sans calcium ni magnésium). Faire une petite incision dans le ventricule gauche. Perforez le ventricule droit avec un canule de 26 G et rincer la circulation pulmonaire avec le PBS préchauffé. Soyez conscient des poumons qui pâlissent pendant la procédure.
  9. Enlever le lobe droit des poumons et le couper en deux moitiés. Les congeler dans de l'azote liquide, suivi d'un stockage à long terme à -80 oC pour une nouvelle expression génique et une analyse des protéines.
  10. Retirer tout le poumon gauche et l'homogénéiser dans une plaque de 48 puits en haletant le tissu avec des ciseaux et une pince à épiler. Incuber le tissu dans 2 ml de tampon de digestion [RPMI 1640 avec 10% sérum fœtal de veau (FCS) et 0,1% NaN3, collagène I (1 mg/mL), et DNase II (7 mg/mL)] à 37 oC pendant 60 min. Effectuer une homogénéisation plus poussée en pipetiligent soigneusement les morceaux de tissu pulmonaire et duvet.

3. Préparation des tissus pour l'analyse FACS

  1. Préparer un tamponFACS frais (tableau 1) : utilisez toujours du PBS sans calcium et sans magnésium pour réduire l'adhérence cellulaire à cellule dépendante de la cation et prévenir l'agglutination. Supplément avec FCS (1%) protéger les cellules de l'apoptose, prévenir les taches non spécifiques et empêcher les cellules de coller aux tubes FACS. Inclure l'EDTA (0,5 mM) pour prévenir l'adhérence cellulaire à cellule basée sur la cation lorsque vous travaillez avec des cellules collantes et adhérentes comme les macrophages. Ajouter l'azide de sodium (0,1 %), car il empêche la contamination bactérienne et le photoblanchiment des fluorochromes et bloque l'excrétion d'anticorps.
  2. Transférer les échantillons de sang (étape 2.4) dans 5 mL de tubes FACS et mélanger délicatement le sang avec 2 ml de tampon de lyse des globules rouges. Mettre les tubes sur la glace et terminer la réaction après 2 min en ajoutant 2 ml de PBS glacé. Centrifuger les échantillons pendant 5 min à 400 x g et jeter le supernatant. Resuspendre le granule cellulaire avec 60 L de tampon FACS et le processus pour la coloration ultérieure FACS selon les protocoles précédemment décrits12.
    REMARQUE : Le moment de l'euthanatation de la souris influence le nombre de leucocytes dans le cadre de l'inflammation systémique. Par conséquent, il est recommandé d'ajuster le nombre de cellules à 1 x 106 cellules/60 L dans cette étape pour obtenir les meilleurs résultats de coloration pour l'analyse de cytométrie de flux.
  3. Centrifugeur BAL fluide (étape 2.6) pendant 5 min à 400 x g. Aspirez le supernatant et congelez-le dans de l'azote liquide, suivi d'un stockage à long terme à -80 oC pour une analyse plus poussée des protéines. Resuspendre le granule de cellules BAL avec 2 ml de tampon FACS froid, puis transférer la suspension dans un tube FACS de 5 mL à l'aide d'un filtre à mailles de 100 m pour retenir les poils.
  4. Encore une fois, centrifuger l'échantillon pendant 5 min à 400 x g. Resuspendre le granule avec 60 L de tampon FACS et le processus pour la coloration ultérieure FACS selon les protocoles précédemment décrits12.
    REMARQUE : Le moment de l'euthanatation de la souris influence le nombre de leucocytes dans BAL dans le cadre de l'inflammation. Par conséquent, il est recommandé d'ajuster le nombre de cellules à 1 x 106 cellules/60 L dans cette étape pour obtenir les meilleurs résultats de coloration pour l'analyse de cytométrie de flux.
  5. Transférer le tissu pulmonaire gauche digéré (étape 2.10) dans un tube FACS de 5 mL à l'aide d'un filtre à mailles de 100 l pour extraire les amas et mettre fin au processus de digestion en ajoutant 2 ml de tampon FACS glacé. Centrifuger l'échantillon pendant 5 min à 400 x g. Jetez le supernatant et resuspendre la pastille avec 60 L de tampon FACS et le processus pour la coloration ultérieure FACS selon les protocoles précédemment décrits12.
    REMARQUE : Le moment de l'euthanatation de la souris influence le nombre de leucocytes dans le tissu pulmonaire dans le cadre de l'inflammation. Par conséquent, il est recommandé d'ajuster le nombre de cellules à 1 x 106 cellules/60 L pour obtenir les meilleurs résultats de coloration pour l'analyse de cytométrie de flux.
  6. Pour l'analyse FACS, incuber les cellules avec l'anticorps CD16/CD32 à 4 oC pendant 15 min pour bloquer la liaison non spécifique de l'immunoglobuline aux récepteurs Fc. Ajouter 20 l de solution de blocage à 1 x 106 cellules dans 60 l dans un tube de 5 ml.
  7. Pendant ce temps, préparez un mélange maître avec le tampon FACS et les anticorps tels que décrits dans le tableau 2.
  8. Après le blocage, ne pas laver les cellules. Ajouter 20 l de mélange maître d'anticorps par échantillon pour obtenir un volume final de 100 l. Incuber les échantillons pendant 20 min dans l'obscurité à 4 oC.
  9. Laver chaque échantillon avec 1 ml de tampon FACS et centrifugeuse pendant 5 min à 400 x g. Jetez le supernatant et suspendez la pastille avec le tampon FACS à la concentration cellulaire appropriée pour les mesures FACS.
    REMARQUE : Un nombre de cellules de 1 x 106 cellules/500 L est suggéré pour réaliser les meilleurs résultats de phénotypage immunisé dans l'analyse de FACS avec ce protocole. Cependant, il est recommandé que les anticorps doivent être titrés individuellement.
  10. Au besoin, ajouter la coloration vivante/morte avant la coloration de surface à l'aide de kits spécifiques disponibles dans le commerce8.
  11. Enfin, ajoutez des nombres fixes de perles d'étalonnage couplées fluorochrome disponibles dans le commerce (3 x 105 perles dans 20 l de tampon FACS) à chaque échantillon pour déterminer les nombres cellulaires absolus12. La stratégie de gating pour le sang, le BAL et les cellules tissulaires est montrée dans la figure 2.

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Résultats

L'approche décrite pour induire ali chez les souris a été validée en évaluant l'expression de cytokine, l'infiltration de granulocyte de neutrophil, et la perturbation alveolo-capillaire de barrière 24 h et 72 h après instillation de LPS. Les animaux injectés par LE PBS ont servi de contrôle. L'administration intratracheal de LPS a induit une réponse proinflammatory pulmonaire robuste. L'expression du TNF-MD dans les tissus pulmonaires a été significativement régulée, atteignant une augmentation soutenue et plus de 50 fo...

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Discussion

L'invasivité minimale, la manipulation simple, et la bonne reproductibilité sont les dispositifs principaux de l'approche présentée pour induire ALI dans un petit modèle de rongeur. L'utilisation de LPS au lieu de bactéries entières dans les modèles animaux a des avantages. Il s'agit d'un composé stable et pur et peut être stocké sous forme lyophilisée jusqu'à l'utilisation. C'est un stimulant puissant pour les réponses immunitaires innées par l'intermédiaire de la voie de TLR4, et son activité biologique peut facilement...

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Déclarations de divulgation

Les auteurs n'ont rien à révéler.

Remerciements

Les auteurs tiennent à remercier Jan Kleiner et Susanne Schulz d'avoir fourni un soutien technique. Les auteurs reconnaissent l'excellent soutien de l'installation de base de cytométrie de flux à la faculté de médecine de l'Université de Bonn. Les auteurs n'ont reçu aucun financement d'un organisme externe.  Une partie des données données dans la section des résultats et représentées dans la figure 3 a déjà été présentée dans une publication précédente8.

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Seringues de 1 mlBD, Franklin Lakes, NJ, USA300013
Seringues de 10 mlBD, Franklin Lakes, NJ, USA309110
Anti-CD115 (c-fms) APCThermo Fisher, Waltham, MA, USA17-1152-80
Anti-CD11b (M1/70) - FITCThermo Fisher, Waltham, MA, USA11-0112-81
Anti-CD45 (30-F11) - eF450Thermo Fisher, Waltham, MA,États-Unis 48-0451-82
Anti-F4/80 (BM-8) - PE Cy7Thermo Fisher, Waltham, MA, États-Unis25-4801-82
Anti-Gr1 (RB6-8C5)BD Biosciences, Franklin Lakes, NJ, États-Unis552093
Anti-Ly6C (HK1.4) PerCP-Cy5.5Thermo Fisher, Waltham, MA, États-Unis45-5932-82
Anti-Ly6G (1A8) APC/Cy7Bio Legend, San Diego, CA127623
Chlorhydrate de buprénorphineIndivior UK Limited, Berkshire, Royaume-Uni
C57BL/6 souris, femelles, 10 à 12 semainesCharles River, Wilmongton, MA, États-Unis
CaliBRITE APC-billes (6µ ; m)BD Biosciences, Franklin Lakes, NJ, États-Unis340487
Canula 23 gauge 1''BD, Franklin Lakes, NJ, USA300800
Canula 26 gauge 1/2''BD, Franklin Lakes, NJ, USA303800
Filtre à cellules 70 µ ; mBD Biosciences, Franklin Lakes, NJ, États-Unis352350
Collagénase de type ISigma-Aldrich, St. Louis, MO, États-Unis1148089
Désoxyribonucléase IISigma-Aldrich, St. Louis, MO, États-UnisD8764  ;
Solution saline tamponnée au phosphate (PBS) de Dulbecco, stérileSigma-Aldrich, St. Louis, MO, États-UnisD8662
Dulbecco' s Solution saline tamponnée au phosphate (PBS), sans chlorure de calcium ni chlorure de magnésium, stérileSigma-Aldrich, St. Louis, MO, USAD8537
Solution d’acide éthylènediaminetétraacétique (EDTA)Sigma-Aldrich, St. Louis, MO, USAE7889
Tubes FACS, 5 mlSarstedt, Nü ; mbrecht, Allemagne551579
Sérum de veau fœtal (FCS)Sigma-Aldrich, St. Louis, MO, USAF2442
ForcepsFine Science Tools, Heidelberg, Allemagne11049-10
IsofluraneBaxter, Unterschleiß ; heim, Allemagne
Chlorhydrate de kétamineSerumwerk Bernburg, Bernburg, Allemagne
Lipopolysaccharides (LPS) d’Escherichia coli O111 :B4Sigma-Aldrich, St. Louis, MO, USAL2630
LIVE/DEAD Fixable Dead Cell Green KitThermo Fisher, Waltham, MA, USAL23101
Purified Rat Anti-Mouse CD16/CD32 (Mouse BD Fc Block&trade ;), Clone 2.4G2BD, Franklin Lakes, NJ, États-Unis553141
Tampon de lyse des globules rougesThermo Fisher, Waltham, MA, États-Unis00-4333-57
RPMI-1640, avec L-glutamine et bicarbonate de sodiumSigma-Aldrich, St. Louis, MO, États-UnisR8758
CiseauxFine Science Tools, Heidelberg, Allemagne14060-09
Azoture de sodium (NaN3)Sigma-Aldrich, St. Louis, MO, USAS2002
Ciseaux à ressortFine Science Tools, Heidelberg, Allemagne15018-10
Pince à tissusFine Science Tools, Heidelberg, Allemagne11021-12
TubesEppendorf, Hambourg, Allemagne30125150
Cathéter veineux, calibre 22B.Braun, Melsungen, Allemagne4268091B
Xylazine chlorhydrate Serumwerk Bernburg, Bernburg, Allemagne

Références

  1. Fink, M. P. Animal models of sepsis. Virulence. 5 (1), 143-153 (2014).
  2. Lu, Y. -C., Yeh, W. -C., Ohashi, P. S. LPS/TLR4 signal transduction pathway. Cytokine. 42 (2), 145-151 (2008).
  3. Matute-Bello, G., Frevert, C. W., Martin, T. R. Animal models of acute lung injury. American Journal of Physiology - Lung Cellular and Molecular Physiology. 295 (3), 379-399 (2008).
  4. Rabelo, M. A. E., et al. Acute Lung Injury in Response to Intratracheal Instillation of Lipopolysaccharide in an Animal Model of Emphysema Induced by Elastase. Inflammation. 41 (1), 174-182 (2018).
  5. Liu, F., Li, W., Pauluhn, J., Trübel, H., Wang, C. Lipopolysaccharide-induced acute lung injury in rats: comparative assessment of intratracheal instillation and aerosol inhalation. Toxicology. 304, 158-166 (2013).
  6. Rittirsch, D., et al. Acute Lung Injury Induced by Lipopolysaccharide Is Independent of Complement Activation. Journal of Immunology. 180 (11), Baltimore, Md. 7664-7672 (2008).
  7. D'Alessio, F. R., et al. CD4+CD25+Foxp3+ Tregs resolve experimental lung injury in mice and are present in humans with acute lung injury. The Journal of Clinical Investigation. 119 (10), 2898-2913 (2009).
  8. Ehrentraut, H., Weisheit, C., Scheck, M., Frede, S., Hilbert, T. Experimental murine acute lung injury induces increase of pulmonary TIE2-expressing macrophages. Journal of Inflammation. 15, 12(2018).
  9. Szarka, R. J., Wang, N., Gordon, L., Nation, P. N., Smith, R. H. A murine model of pulmonary damage induced by lipopolysaccharide via intranasal instillation. Journal of Immunological Methods. 202 (1), 49-57 (1997).
  10. Reutershan, J., Basit, A., Galkina, E. V., Ley, K. Sequential recruitment of neutrophils into lung and bronchoalveolar lavage fluid in LPS-induced acute lung injury. American Journal of Physiology. Lung Cellular and Molecular Physiology. 289 (5), 807-815 (2005).
  11. Hoegl, S., et al. Capturing the multifactorial nature of ARDS - approach to model murine acute lung injury. Physiological Reports. 6 (6), (2018).
  12. Weisheit, C., et al. Ly6Clow and Not Ly6Chigh Macrophages Accumulate First in the Heart in a Model of Murine Pressure-Overload. PLoS ONE. 9 (11), (2014).
  13. Grommes, J., Soehnlein, O. Contribution of Neutrophils to Acute Lung Injury. Molecular Medicine. 17 (3-4), 293-307 (2011).
  14. Müller-Redetzky, H. C., Suttorp, N., Witzenrath, M. Dynamics of pulmonary endothelial barrier function in acute inflammation: mechanisms and therapeutic perspectives. Cell and Tissue Research. 355 (3), 657-673 (2014).
  15. Fujita, M., et al. Endothelial cell apoptosis in lipopolysaccharide-induced lung injury in mice. International Archives of Allergy and Immunology. 117 (3), 202-208 (1998).
  16. Doyen, V., et al. Inflammation induced by inhaled lipopolysaccharide depends on particle size in healthy volunteers. British Journal of Clinical Pharmacology. 82 (5), 1371-1381 (2016).
  17. Stephens, R. S., Johnston, L., Servinsky, L., Kim, B. S., Damarla, M. The tyrosine kinase inhibitor imatinib prevents lung injury and death after intravenous LPS in mice. Physiological Reports. 3 (11), (2015).
  18. Yu, Y., Jing, L., Zhang, X., Gao, C. Simvastatin Attenuates Acute Lung Injury via Regulating CDC42-PAK4 and Endothelial Microparticles. Shock. 47 (3), Augusta, Ga. 378-384 (2017).

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