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Article de méthode

Production de particules pseudotypées de grippe infectieuse à haut régime avec des glycoprotéines d'enveloppe provenant de virus H5N1 hautement pathogènes et de virus H7N9 aviaires

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DOI :

10.3791/60663

⸱

15 janvier 2020

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Central Laboratory, Hang Zhou Red Cross Hospital, 2Clinical Laboratory, Yuhang District Maternity and Child Health Care Hospital

Dans cet article

Résumé

Ce protocole décrit un processus expérimental pour produire des particules virales pseudotyped infectieuses à haut titre (pp) avec des glycoprotéines d'enveloppe de deux souches de grippe A et comment déterminer leur infectiosité. Ce protocole est très adaptable pour développer des pps de n'importe quel autre type de virus enveloppés avec différentes glycoprotéines d'enveloppe.

Résumé

La transmission directe occasionnelle du virus hautement pathogène de la grippe aviaire A H5N1 (HPAI H5N1) et du H7N9 aux humains et leur létalité sont de graves problèmes de santé publique et suggèrent la possibilité d'une épidémie. Cependant, notre compréhension moléculaire du virus est rudimentaire, et il est nécessaire d'étudier les propriétés biologiques de ses protéines enveloppe comme cibles thérapeutiques et de développer des stratégies pour contrôler l'infection. Nous avons développé une plate-forme solide de particules pseudotypées virales (pp) pour étudier le virus de la grippe aviaire, y compris l'analyse fonctionnelle de son enveloppe d'hémagglutinine (HA) et de neuraminidase (NA) glycoprotéines, les caractéristiques de réassortiment des HA et des NA, récepteurs, les tropismes, neutralisant les anticorps, le diagnostic, l'infectiosité, aux fins du développement de médicaments et de la conception de vaccins. Ici, nous décrivons une procédure expérimentale pour établir des pps avec les glycoprotéines d'enveloppe (HA, NA) de deux souches de grippe A (HAPI H5N1 et 2013 H7N9 aviaire). Leur génération est basée sur la capacité de certains virus, tels que le virus de la leucémie murine (MLV), d'incorporer des glycoprotéines enveloppe dans un pp. En outre, nous détaillons également comment ces pps sont quantifiés avec RT-qPCR, et la détection d'infectiosité des pps indigènes et inadaptés de virus selon l'origine des HAs et des NAs. Ce système est très flexible et adaptable et peut être utilisé pour établir des pps viraux avec des glycoprotéines enveloppe qui peuvent être incorporés dans n'importe quel autre type de virus enveloppé. Ainsi, cette plate-forme de particules virales peut être utilisée pour étudier les virus sauvages dans de nombreuses recherches.

Introduction

La mission d'une particule virale est de transporter son génome d'une cellule hôte infectée à une cellule hôte non infectée et de le livrer dans le cytoplasme ou le noyau sous une forme de réplication-compétente1. Ce processus est d'abord déclenché par la liaison aux récepteurs cellulaires hôtes, suivie par la fusion de virion et de membranes cellulaires. Pour les virus enveloppés, comme les virus grippaux, les glycoprotéines à pointe sont responsables de la liaison des récepteurs et de la fusion1,2. Les glycoprotéines d'enveloppe virale (par exemple, pyrogènes, antigènes), sont impliquées dans beaucoup de propriétés et d'événements importants, tels que l'initiation de cycle de vie de virus (liaison et fusion), la pathogénie virale, l'immunogénicité, l'apoptose de cellules d'hôte et le tropisme cellulaire, la voie endocytique cellulaire, aussi bien que la transmission et le reassortiment interspécifiques1,3,4,5,6,7. La recherche sur les glycoprotéines d'enveloppe virale nous aidera à comprendre beaucoup d'aspects du processus d'infection virale. Les particules virales pseudotypées (pp), aussi appelées pseudovirions ou pseudoparticules, peuvent être générées par une technique de pseudotypage8,9,10. Cette technologie a été utilisée pour développer des particules pseudotypées de nombreux virus, y compris l'hépatite C11,12, l'hépatite B13, virus de la stomatérite vésiculaire (VSV)14,15, et le virus de la grippe16,17,18,19. Cette technologie est basée sur la protéine Gag-Pol des lentivirus ou d'autres rétrovirus.

Les particules virales pseudotypées peuvent être obtenues à l'aide d'un système à trois plasmides en cotransfectant une enveloppe virale d'expression de glycoprotéine plasmide, un plasmide d'emballage rétroviral manquant le gène env d'enveloppe, et un plasmide de journaliste séparé dans les cellules de producteur pp. Le rétrovirus est assemblé par sa protéine Gag, et il bourgeonne à partir d'une membrane cellulaire infectée qui exprime la protéine enveloppe virale1. Par conséquent, il est possible d'obtenir des pps de grippe de haute titer utilisant la protéine de Gag rétrovirus pour produire des bourgeons sur une membrane cellulaire exprimant l'influenza HA et NA. Dans nos études précédentes, les H/NA dans toutes les combinaisons étaient fonctionnels et capables d'exécuter leurs fonctions correspondantes dans le cycle de vie viral16,17,18,20,21. Ces pps sont employés pour étudier des caractéristiques biologiques de grippe, y compris l'hémagglutination, l'activité de neuraminidase, le tropisme liant de HA-récepteur, et l'infectiosité. Étant donné que l'HA et l'AN sont deux protéines fonctionnelles de surface importantes dans le cycle de vie viral, les H et les NA dépareillés dérivés de différentes souches de la grippe peuvent en partie démontrer le réassortiment entre eux. Ici, nous produisons huit types de pps de grippe en combinant deux HAs et deux NA (dérivé de la souche H5N1 de HPAI et de la tache H7N9), utilisant un système de pseudotypage à trois plasmides. Ces huit types de pps comprennent deux pps indigènes, H5N1pp, H7N9pp; deux pps dépareillés, (H5-N9)pp, (H7-N1)pp; et quatre pps hébergeant seulement une seule glycoprotéine (HA ou NA), H5pp, N1pp, H7pp, N9pp. Les études sur le virus de l'influenza, telles que H5N1 et H7N9, sont limitées par des exigences de biosécurité. Toutes les études sur les souches du virus de l'influenza sauvage doivent être effectuées dans un laboratoire de biosécurité de niveau 3 (BSL-3). La technologie des particules virales pseudotypées peut être utilisée pour emballer une virion artificielle dans un cadre de niveau de biosécurité 2 (BSL-2). Par conséquent, les pps représentent un outil plus sûr et utile pour étudier les processus de virus de l'influenza en fonction de ses deux glycoprotéines principales : l'hémagglutinine (HA) et la neuraminidase (NA).

Ce protocole décrit la génération de ces pps avec une stratégie de cotransfection à trois plasmides (survu la figure 1),comment quantifier les pps, et la détection de l'infectiosité. La production pp implique trois types de plasmides (Figure 1). Le gène gag-pol, qui code la protéine rétrovirus Gag-Pol, a été cloné à partir d'un kit d'emballage rétrovirus et inséré dans le plasmide pcDNA 3.1 et nommé pcDNA-Gag-Pol. Le gène amélioré de protéine fluorescente verte (eGFP), qui code la protéine fluorescente verte, a été cloné du vecteur de pTRE-EGFP, inséré dans le plasmide de PCDNA 3.1, et appelé pcDNA-GFP. Pendant le clonage, une séquence de signal d'emballage a été ajoutée par l'intermédiaire d'une amorce. Les gènes HA et NA ont été clonés dans un plasmide pVRC, nommé pVRC-HA et pVRC-NA, respectivement. Le dernier plasmide code la protéine de fusion et peut être remplacé par n'importe quelle autre protéine de fusion d'intérêt. Notre plate-forme de pseudotypage comprend deux plasmides d'expression de glycoprotéine : pVRC-HA et pVRC-NA. Cela peut simplifier la recherche sur le réassortiment entre les différentes souches virales dans un cadre BSL-2.

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Protocole

1. Jour 1 : Culture cellulaire et ensemencement

  1. Cultiver le rein embryonnaire humain (HEK) 293T/17 cellules dans des plats de 60 mm avec le milieu essentiel modifié de Dulbecco (DMEM) complété par 10% de sérum bovin fœtal (FBS) et 100 U/mL pénicilline-streptomycine (DMEM Complete Medium, DCM) dans un 37 c, 5% de dioxyde de carbone (CO 2) (CO2)
    REMARQUE : Les cellules à faible passage HEK 293T/17 sont recommandées.
  2. Lavez soigneusement les cellules avec 5 ml de phosphate tamponné salin (PBS) 1x.
    REMARQUE : La manipulation manuelle des cellules HEK 293T/17 doit être très douce, car elles se détachent facilement.
  3. Retirez pbS et dissoisez les cellules avec 1 ml de 0,25% trypsin-éthylène diamine tétraacetic acid (EDTA) solution. Placer le plat dans un incubateur de CO2 de 37 oC et 5 % pendant 5 min jusqu'à ce que les cellules soient dissociées.
  4. Désactiver la trypsine en ajoutant 5 ml de DCM. Dispersez les cellules dans une suspension à une seule cellule en faisant monter et descendre plusieurs fois.
  5. Transférer les suspensions cellulaires dans un tube de centrifugeuse préréfrigéré de 15 ml. Recueillir les cellules par centrifugation à 250 x g pendant 5 min à 4 oC.
  6. Décante autant que possible du supernatant. Resuspendre la pastille cellulaire avec 6 ml de milieu DCM et compter les cellules. Diluer les cellules à 1 x 106 cellules/mL avec le milieu DCM.
  7. Ensemencer les cellules dans une plaque de 6 puits avec 1 ml de suspension cellulaire par puits. Tapotez doucement la plaque pour répartir uniformément les cellules. Incuber la plaque toute la nuit (14 à 16 h) dans un incubateur de CO2 de 37 oC et 5 %.

2. Jour 2: Cotransfection à quatre plasmides médiatisé par Lipofection

  1. Vérifiez la morphologie et la densité cellulaires sous un microscope à lumière inversée. Idéalement, les cellules devraient être environ 85% confluent à la transfection. Remplacer le milieu par 1 ml de milieu DMEM sans sérum par puits, puis remettre la plaque dans l'incubateur.
    REMARQUE : La manipulation manuelle des cellules HEK 293T/17 doit être très douce, car elles se détachent facilement.
  2. Pour que chaque puits de cellules cultivées soit transfecté, diluer 8 'L du réactif de transfection à un volume de 150 'L avec le milieu de sérum réduit (tube 1). Mélanger délicatement et incuber 5 min à température ambiante (RT, environ 20 oC).
    REMARQUE : Pour chaque échantillon de transfection, préparez deux tubes microcentrifuges de 1,5 ml, numérotés 1 et 2.
  3. Dans le tube 2, diluer 2,5 g d'ADN plasmide en 150 l de sérum réduit moyen.
    REMARQUE : Dans le tube 2, diluer chaque ADN plasmide comme le montre le tableau 1. Un plasmide codant le virus de stomatérite de vésicule (VSV) Glycoprotéine de G (plasmide pLP-VSVG) a été employé comme contrôle positif, parce que VSV peut infecter un large éventail de cellules. Des particules de contrôle négatives qui n'ont pas d'enveloppe grippale glycoprotéines ont été générées à l'aide de plasmides pcDNA-Gag-Pol et pcDNA-GFP.
  4. Après une incubation de 5 min, combiner l'ADN dilué avec le réactif de transfection dilué. Mélanger délicatement et incuber pendant 15 min à RT.
  5. Ajoutez le complexe ADN-lipide au puits correspondant contenant les cellules et le milieu sans sérum. Mélanger délicatement en berçant la plaque d'avant en arrière.
  6. Après l'incubation de 4 à 6 h dans un incubateur de CO2 de 37 oC, 5 %, retirez le milieu et remplacez-le par 2 ml de DMEM. Incuber pendant 36 à 48 h dans un incubateur de CO2 de 37 oC et 5 %.
    REMARQUE : Remplacez-le par un DMEM sans sérum et sans anticorps. Dans ce protocole, deux AP et deux NA peuvent être utilisés pour générer huit types de pps (indiqués dans le tableau 1).

3. Jour 3: Cellules sensibles Ensemencement

  1. Pour l'assay d'infectiosité, ensemencez chaque type de cellules sensibles à 1 x 104 cellules par puits dans une plaque de 96 puits.
    REMARQUE : Utilisez deux types de cellules cibles pour effectuer l'étude d'infectiosité dans cet article : une lignée cellulaire humaine dérivée de l'alvéolateur (cellules A549) et les cellules du rein canin Madin-Darby (MDCK). Les cellules MDCK sont largement utilisées dans la recherche sur l'influenza et peuvent être un bon contrôle. Cette étape est flexible. Toutes les autres lignées cellulaires cibles peuvent être utilisées en fonction des exigences de recherche.
  2. Incuber la plaque toute la nuit (14 à 16 h) dans un incubateur de CO2 de 37 oC et 5 %.

4. Jour 4 : Pseudotyped Viral Particle Collection, Quantification, and Infectivity Testsay

  1. Collecte de particules virales pseudotypées
    1. Vérifiez la couleur du milieu. Idéalement, il devrait être rose clair ou légèrement orange. Examinez les cellules avec un microscope biologique fluorescent inversé sous 440-460 nm.
    2. À 36 à 48 h après la transtransfection, récoltez les pps en passant à travers un filtre à membrane de polyvinylide de polyvinylide de 0,45 m (PVDF) pour éliminer les débris cellulaires.
    3. Diviser les pps en petits volumes aliquots.
    4. Conserver les pps à -80 oC.
      REMARQUE: Le protocole peut être mis en pause ici. Cependant, cela n'est pas encouragé, parce que l'infectiosité des pps diminuera fortement après le gel et la décongélation.
  2. Quantification des particules virales pseudotypées
    1. Transférer 20 l de pps purifiés dans un tube microcentrifuge sans ribonuclage (RNase) de 1,5 ml.
    2. Ajouter 1 oL de 0,24 U/mL de nucléase de benzonase. Incuber à 37 oC pendant 1 h pour éliminer toute contamination par l'ADN et l'ARN.
      REMARQUE : L'ARN cible, couramment régulé par cytomégalovirus (CMV)-GFP ARN, est emballé dans les pps et peut éviter d'être dégradé par la nucane de benzonase.
    3. Congeler l'échantillon à -70 oC pour inactiver la nucane de benzonase.
    4. Ajouter 2 ll de protéinase K. Incubate à 50 oC pendant 30 min pour digérer les protéines de l'enveloppe et libérer l'ARN CMV-GFP. Inactiver la protéinase K à 100 oC pendant 3 min.
    5. Quantifier les pps par la transcription inversée quantitative en temps réel (qRT)-PCR avec un kit rt-qPCR de sonde universelle, en utilisant l'amorce avant 5'-AACAAAGCTGGAGCTCGTTTAA-3', l'amorce inverse 5'-GGGTCTCCTCAGAGTGATTGACTAC-3', et la sonde 5'-FAM-CCCCCAAATGAAAGACCCCCGAG-TAM-3', sur un thermocycler PCR en temps réel. Normaliser les pps pour le numéro de copie d'ARN avant l'infectiosité.
  3. L'infection est à l'autre
    1. Diluer chaque type de pps en termes de données qRT-PCR à 4 x 105 copies/mL (p normalisation).
    2. Ajouter la tosyl-Phenylalanine Chloromethyl-Ketone (TPCK)-trypsine à une concentration finale de 40 g/mL en pps qui abritent H7N9 HA. Incuber à 37 oC pendant 1 h pour former ses sous-unités fonctionnelles HA1 et HA2.
      REMARQUE: Il n'est pas nécessaire de traiter les pps qui abritent H5 avec TPCK-trypsin, parce qu'ils ont plusieurs résidus d'arginine et de lysine sur le site de clivage HA1-HA2. Ce site de clivage multi-basique peut être clivé par des protéases cellulaires omniprésentes.
    3. Mélanger les pps normalisés avec le milieu DMEM (sans sérum) à un rapport 1:1 (volume/volume).
    4. Apportez la plaque contenant des cellules sensibles à l'armoire de biosécurité.
    5. Aspirer le supernatant et laver les cellules une fois avec 0,1 ml de PBS préchauffé.
    6. Ajouter 0,1 ml de mélange pps-DMEM à un puits. Tripler les tests d'infectiosité de chaque type de pps à une lignée cellulaire sensible (survu à la figure 2).
    7. Incuber la plaque de puits de 96 personnes pendant 4 à 6 h dans un incubateur de CO2 de 37 oC et 5 %.
    8. Aspirer le supernatant et remplacer par 0,1 ml de DCM.
    9. Incuber la plaque de puits 96 pendant 24 à 36 h dans un incubateur de CO2 de 37 oC et 5 %.

5. Jour 5 ou 6: Détection d'infectiosité

  1. Apportez la plaque de puits 96 à l'armoire de biosécurité.
  2. Aspirer le supernatant et laver les cellules 1x avec 0,2 ml de PBS préchauffé.
  3. Retirez pbS et dissoisez les cellules avec 0,1 ml de la solution trypsin-EDTA de 0,25%.
  4. Placer le plat dans un incubateur de CO2 de 37 oC et 5 % pendant 3 min jusqu'à ce que les cellules soient dissociées.
    REMARQUE: Évitez d'incuber pendant plus de 5 min, car cela conduira à l'agglutination cellulaire.
  5. Désactiver la trypsine en ajoutant 0,4 ml de DCM.
  6. Dispersez les cellules en suspension monocellulaire en faisant monter et descendre plusieurs fois.
  7. Transférer les suspensions cellulaires dans un tube de microcentrifuge réfrigéré de 1,5 ml.
  8. Déterminer les cellules positives des reporters GFP avec fluorescence active de tri cellulaire (FACS).
    REMARQUE : Pour déterminer le rapport entre les cellules cibles positives et les micro-femmes du GFP, fixez les portes cytométriques d'écoulement à l'aide des échantillons témoins (cellules A549 non traitées ou cellules MDCK), puis comptez les cellules reporteuses-positives gFP de 10 000 cellules par échantillon.

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Résultats

Selon la procédure générale décrite ci-dessus, nous avons généré 10 types de pps combinant deux h/NA de groupe ou glycoprotéine vsV-G ou glycoprotéines sans enveloppe (indiquées dans le tableau 1). Sept d'entre eux sont infectieux. Les pps qui abritent de la glycoprotéine sans enveloppe ou qui n'abritent que NA n'ont montré aucune infectiosité ici. La procédure de production de la grippe pp est examinée à la figure 1. Les micrographies électroniques de transmission des pps (...

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Discussion

Dans ce protocole, nous décrivons une méthode pour produire des particules pseudotypées de virus de grippe (pp) dans un arrangement de BSL-2. Le plasmique du plasmique pcDNA-GFP est incorporé dans les pps et peut être utilisé pour quantifier les pps par FACS dans un test d'infectiosité. Nous avons choisi deux types de lignées cellulaires sensibles parce qu'elles sont largement utilisées dans la recherche sur l'influenza. Les cellules MDCK fourniraient un bon contrôle aux cellules humaines immortalisées variables utilisée...

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Déclarations de divulgation

Les auteurs n'ont rien à révéler.

Remerciements

Ce travail a été soutenu par des subventions du Zhejiang Provincial Medicine and Health Science and Technology Plan (Grant Numbers, 2017KY538), Hangzhou Municipal Medicine and Health Science and Technology Plan (Grant Numbers, OO20190070), Hangzhou Medical Science et Projet clé technologique (Grant Numbers, 2014Z11) et Projet municipal d'application autonome de Hangzhou de développement social et de recherche scientifique (Grant Numbers, 20191203B134).

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Benzonase NucléaseMillipore70664Réduction efficace de la viscosité et élimination des acides nucléiques des solutions protéiques
Microplaques transparentes à fond plat traitées TC (96 puits)Corning3599Traitées pour une fixation optimale des cellules
Stérilisées par rayonnement gamma et certifiées apyrogènes
Codes alphanumériques individuels pour l’identification des puits
Plaques à puits multiples transparentes traitées TC (6 puits)Costar3516Codes alphanumériques individuels pour l’identification des puits
Traité pour une fixation cellulaire optimale
Stérilisé par irradiation gamma
Milieu essentiel modifié de Dulbecco (DMEM)Gibco11965092Un milieu basal largement utilisé pour soutenir la croissance de nombreuses cellules de mammifères différentes
Sérum fœtal bovinExcellFND500sérums fœtaux bovins qui peuvent offrir une excellente valeur pour la culture cellulaire fondamentale, la recherche spécialisée et les tests spécifiques
Tri cellulaire activé par fluorescence (FACS)Beckman Coultercytoflex
Adénocarcinome alvéolaire humain A549cellules ATCCCRM-CCL-185
Rein embryonnaire humain (HEK) HEK-293T/17 cellulesATCCCRL-11268Un réactif de transfection polyvalent qui s’est avéré efficace pour transfecter la plus grande variété de lignées cellulaires adhérentes et en suspension
Microscope biologique à fluorescence inverséeOlympusBX51-32P01-FLB3
Microscope à lumière inverséeOlympusCKX31-12PHP
Lipofectamine 2000 Réactif de transfectionInvitrogen11668019Détection et quantification rapides, sensibles et précises par sonde des cibles d’ARN cibles.
Luna Universal Probe One-Step RT-qPCRNEBE3006LRésistera à jusqu’à 14 000 RCF
RNase-/DNase Non pyrogène
Madin-Darby Canine Kidney (MDCK) CellulesATCCCCL-34
MaxyClear Snaplock Microcentrifuge Tube (1,5 mL)AxygenMCT-150-C33 mm, stérilisé aux rayons gamma
Unité de filtre à seringue Millex-HV, 0,45 & micro ; m, PVDFMilliporeSLHV033RSun milieu essentiel minimal (MEM) amélioré qui permet une réduction de la supplémentation en sérum fœtal bovin d’au moins 50 % sans modification du taux de croissance cellulaire ou de la morphologie. Le milieu Opti-MEM I est également recommandé pour une utilisation avec des réactifs de transfection de lipides cationiques, tels que le réactif Lipofectamine.
Opti-MEM I Sérum Réduit MilieuGibco11058021Les antibiotiques pénicilline et streptomycine sont utilisés pour prévenir la contamination bactérienne des cultures cellulaires en raison de leur action combinée efficace contre les bactéries à Gram positif et à Gram négatif.
pénicilline-streptomycineGibco15140122La FCR maximale est de 12 500 xg
Plage de température de -80 ° ; C à 120 ° ; C
Tubes à centrifuger stériles en PP sans RNase/
(15 mL)Corning430791une protéase à sérine stable et hautement réactive
Protéase KBeyotimeST532Traitée pour une fixation cellulaire optimale
Stérilisée par rayonnement gamma et certifiée apyrogène
Boîte de culture traitée TC (60mm)Corning430166Trypsine du pancréas bovin
TPCK Traitée, essentiellement sans sel, poudre lyophilisée, &ge ; 10 000 unités BAEE/mg de protéine
TPCK-trypsineSigmaT1426Cette formulation liquide de trypsine contient de l’EDTA et du rouge de phénol. Gibco Trypsin-EDTA est fabriqué à partir de poudre de trypsine, un mélange irradié de protéases dérivées du pancréas porcin. En raison de sa force digestive, la trypsine est largement utilisée pour la dissociation cellulaire, le passage régulier de la culture cellulaire et la dissociation des tissus primaires. La concentration de trypsine nécessaire à la dissociation varie selon le type de cellule et les exigences expérimentales.
Trypsine-EDTA (0,25 %), rouge de phénolGibco25200056
Kit

Références

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