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Article de méthode

Livraison intra-artérielle de cellules souches neuronales au cerveau du rat et de la souris : application à l’ischémie cérébrale

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DOI :

10.3791/61119

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26 juin 2020

 ,  ,  , 
1College of Public Health, Shaanxi University of Chinese Medicine, 2Spinal Cord and Brain Injury Research Center, Department of Physiology, University of Kentucky

Dans cet article

Résumé

Une méthode pour fournir des cellules souches neurales, adaptable pour injecter des solutions ou des suspensions, par l’artère carotide commune (souris) ou l’artère carotide externe (rat) après un AVC ischémique est rapporté. Les cellules injectées sont réparties largement dans tout le parenchyme cérébral et peuvent être détectées jusqu’à 30 d après l’accouchement.

Résumé

La thérapie à base de cellules souches neuronales est un nouveau traitement novateur pour les accidents vasculaires cérébraux, les lésions cérébrales traumatiques et les troubles neurodégénératifs. Par rapport à la livraison intracrânienne, l’administration intra-artérielle des NSC est moins invasive et produit une distribution plus diffuse des NSC dans le parenchyme cérébral. En outre, la livraison intra-artérielle permet l’effet de première passe dans la circulation du cerveau, réduisant le potentiel de piégeage des cellules dans les organes périphériques, tels que le foie et la rate, une complication associée aux injections périphériques. Ici, nous détaillons la méthodologie, chez les souris et les rats, pour la livraison des NSC par l’artère carotide commune (souris) ou l’artère carotide externe (rat) à l’hémisphère ipsilateral après un accident vasculaire cérébral ischémique. À l’aide de NSC étiquetés GFP, nous illustrons la distribution généralisée réalisée dans tout l’hémisphère ipsilateral des rongeurs à 1 d, 1 semaine et 4 semaines après l’accouchement postischemique, avec une densité plus élevée dans ou près du site de blessures ischémiques. En plus de la survie à long terme, nous montrons des preuves de différenciation des cellules étiquetées GFP à 4 semaines. L’approche de livraison intra-artérielle décrite ici pour les NSC peut également être utilisée pour l’administration de composés thérapeutiques, et a donc une large applicabilité aux diverses lésions du SNC et les modèles de maladies chez plusieurs espèces.

Introduction

La thérapie à base de cellules souches (SC) offre un potentiel énorme en tant que traitement des maladies neurologiques, y compris les accidents vasculaires cérébraux, les traumatismes crâniens et la démence1,2,3,4,5,6. Cependant, une méthode efficace pour fournir des SC exogènes au cerveau malade reste problématique2,6,7,8,9,10,11,12,13. Les SC délivrés par voie d’accouchement périphérique, y compris l’injection intraveineuse (IV) ou intrapéritoneal (IP), sont soumis à un filtrage de première passe dans la microcirculation, en particulier dans le poumon, le foie, la rate et les muscles8,9,13,14, augmentant les chances d’accumulation de cellules dans les zones non ciblées. La méthode invasive d’injection intracérébrale entraîne des lésions localisées des tissus cérébraux et une distribution très restreinte des SC près du site d’injection2,6,8,14,15,16. Nous avons récemment établi une méthode d’injection intra-artérielle basée sur le cathéter pour fournir des SC neuronaux exogènes (NSC), qui est décrit ici appliqué dans un modèle de rongeur de course ischémique focale. Nous indussons transitoire (1 h) des dommages d’ischémie-reperfusion dans un hémisphère utilisant un filament enduit de caoutchouc de silicone pour occluser l’artère cérébrale moyenne gauche (MCA) dans la souris ou le rat17,18,19. Dans ce modèle, nous avons reproductiblement observé environ 75-85% dépression du flux sanguin cérébral (CBF) dans l’hémisphère ipsilateral avec Laser Doppler ou Laser speckle image image17,19, produisant des déficits neurologiques cohérents17,18,19.

Pour gagner du temps, la vidéo est réglée pour jouer à deux fois la vitesse normale et les procédures chirurgicales de routine telles que la préparation de la peau et la fermeture des plaies avec suture et l’utilisation et l’installation de la pompe à seringues motorisées ne sont pas présentés. La méthode de l’administration intra-artérielle des NSC est démontrée dans le contexte du modèle d’occlusion cérébrale moyenne (MCAO) de course expérimentale chez les rongeurs. Par conséquent, nous incluons la procédure transitoire d’AVC ischémique afin de démontrer plus tard comment la deuxième chirurgie, l’injection intra-artérielle, est exécutée utilisant le site chirurgical précédent sur le même animal. La faisabilité de l’administration intra-artérielle de la CSN dans les modèles d’AVC de rongeurs est démontrée par l’évaluation de la distribution et de la survie des NSC exogènes. L’efficacité de la thérapie de NSC pour atténuer la pathologie de cerveau et le dysfonctionnement neurologique sera rapportée séparément.

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Protocole

Toutes les procédures sur les sujets animaux ont été approuvées par le Comité institutionnel de soins et d’utilisation des animaux (IACUC) de l’Université du Kentucky, et des précautions appropriées ont été prises pour minimiser le stress ou la douleur associés à la chirurgie.

1. Préparation de cathéters d’injection et de crochets chirurgicaux

  1. Construire le cathéter d’injection (figure 1). Recueillir les matériaux nécessaires, y compris: MRE010, MRE025, et MRE050 tubes, 20 G, 26 G et 27 G aiguilles d’injection (Figure 2A), 600 papier de verre de gravier, superglue et deux composants 5 minutes époxy.
    1. Couper 20 G et 26 G d’aiguilles à 1 cm du moyeu d’aiguille et polir l’extrémité sur du papier de verre (figure 2B). Rincer les aiguilles avec 10 mL d’eau double distillée pour nettoyer l’alésage de l’aiguille.
      REMARQUE : Deux modèles différents (figure 1) sont utilisés. Design 1 a un connecteur unique et est utilisé pour l’injection de solutions ou de suspensions. Design 2 dispose de connecteurs de verrouillage Luer de 20 G et 26 G pour l’injection de cellules (aiguille de 20 G) et de la chasse d’eau du volume mort (aiguille de 26 G) pour assurer la livraison du volume complet de solution contenant le CNS.
  2. Conception 1 : Insérez un cathéter MRE010 de 3 à 4 cm de longueur dans un cathéter MRE025 de 15 cm de longueur et fixe avec de la superglue.
    1. Connectez l’autre extrémité du tube MRE025 à un segment de cathéter MRE050, et fixez-vous avec de la superglue. Insérez une aiguille de 20 G émoussée dans l’extrémité restante du cathéter MRE050 et fixez-les avec de la superglue (figure 1).
    2. Renforcer davantage les sites de connexion avec de la colle époxy. Cette conception de cathéter est optimale pour l’injection de réactifs (comme les solutions chimiques ou pharmaceutiques ou d’autres produits biologiques tels que les cytokines).
  3. Conception 2 : Insérez un cathéter MRE010 de 3 à 4 cm de longueur dans un cathéter MRE025 de 15 cm de longueur et fixe avec de la superglue.
    1. Connectez l’autre extrémité du tube MRE025 à un segment de cathéter MRE050, et fixez-vous avec de la superglue. Insérez une aiguille de 20 G émoussée dans l’extrémité restante du cathéter MRE050 et fixez-les avec de la superglue.
    2. Insérez une aiguille de 26 G émoussée dans le tube MRE050 près de l’extrémité de la première aiguille, suivant la direction du flux d’injection, et fixez-vous avec de la superglue (figure 1 et figure 2C). Renforcer les deux aiguilles et le segment du tube MRE050 avec de l’époxy clair (figure 2C). Cette conception permet l’injection de solution de véhicule par l’aiguille 2 (26 G) après l’injection de NSC par l’aiguille 1 (20 G) pour rincer le volume mort dans le cathéter dans la circulation du cerveau, obtenant un contrôle plus précis des volumes d’injection.
    3. Utiliser une aiguille de 20 G pour l’injection de la CSN afin de minimiser les dommages causés aux CSN, ce qui pourrait nuire à la viabilité.
  4. Après la construction, rincer les cathéters avec 10 mL d’eau double distillée, suivie de 70% d’éthanol, puis les tremper dans 70% d’éthanol pendant la nuit.
  5. Avant la chirurgie, retirez les cathéters de 70 % d’éthanol et rincez-les avec 10 mL de PBS stérile, et placez-les dans une boîte à outils chirurgicale autoclaved pour le stockage et le transport.
  6. Préparation des crochets chirurgicaux
    1. Couper un arbre d’aiguille de 1,5 à 2 cm de long à partir d’une aiguille de 27 G et polir les deux extrémités sur du papier de verre jusqu’à ce qu’il soit terne. Ensuite, utilisez une petite pince hémostatique pour plier l’arbre dans un crochet à une extrémité et une forme d’anneau à l’autre extrémité.
    2. Insérez un cathéter MRE025 de 10 à 15 cm de long à travers l’anneau et fixez-les à l’aide d’un ruban chirurgical transparent (figure 2D). Faire 2 crochets de plus en utilisant la même méthode.
    3. Tremper tous les crochets et les systèmes de cathéter dans 70% d’éthanol jusqu’à ce qu’ils soient utilisés.

2. Préparation des animaux : Livraison, logement, adaptation à l’environnement

  1. Des souris C57BL/6 mâles et femelles (10-12 semaines, n=10/point de temps) et des rats Wistar (10-12 semaines, n=10) ont été utilisées dans cette étude.
  2. Les loger dans un vivarium animal contrôlé par l’environnement avec de la nourriture et de l’eau ad libitum.
  3. Permettez-leur de s’adapter à l’environnement au moins 1 semaine avant la chirurgie de l’AVC.
    NOTE : Une souris et un rat sont morts à 1 d après chirurgie d’AVC et une souris a été euthanasiée à 3 d après l’avc avant l’injection de NSC pour des raisons humaines en raison de la paralysie grave.

3. Culture des cellules souches neurales de souris et de rats (NSCs)

REMARQUE : Les CNS ont été isolés et cultivés selon un protocoleétabli 20.

  1. Souris
    1. Isoler le type sauvage (WT) et les NSC étiquetés GFP du cortex embryonnaire E18 à partir de souris femelles C57BL/6 de grossesse chronométrée accouplées à des souris mâles GFP-positives (B6 ACTb-EGFP). Pour identifier les embryons de GFP (+), observez les embryons récoltés à l’aide du canal FITC. Les embryons de GFP (+) donnent un signal de fluorescence vert tandis que les embryons WT ne présentent qu’une faible autofluorescence (figure 3A).
  2. Rat
    1. Isoler les NSC de la zone subventriculaire (SVZ) des jeunes rats adultes WT. Étiquetez-les avec diI juste avant l’injection suivant les instructions du fabricant21.
  3. Culture souris ou rat NSCs jusqu’à ce qu’ils se développent en neurosphères, et les passer lorsque le diamètre de la sphère atteint environ 100 μm (Figure 3B). Utilisez les NSC pour l’injection entre les passages 3 et 5.
  4. Vérifiez leurs propriétés de cellules souches à l’aide d’un panneau de marqueurs de cellules souches embryonnaires (Figure 3C).
  5. Le jour de l’injection, recueillir les sphères de NSC et se dissocier avec la solution de détachement cellulaire, suspendre dans pbs sans calcium et magnésium à une concentration de 107 cellules/mL, et placer sur la glace humide jusqu’à l’injection.

4. Préparation chirurgicale

  1. Avant la chirurgie, marquez un point sur la suture commerciale mcao avec un stylo marqueur argenté à 9 mm (pour la souris) ou 15 mm (pour le rat) de la pointe pour la référence en chirurgie de la longueur d’insertion. Autoclavez les outils chirurgicaux (ciseaux, forceps) et les instruments avant chaque chirurgie, et la chaleur les stériliser dans un stérilisateur de perles de verre entre les opérations.
  2. Induire l’anesthésie chez les animaux avec 5% d’isoflurane par inhalation et maintenir l’anesthésie avec 1-2% isoflurane. Évaluer la profondeur de l’anesthésie par l’observation des conditions générales (modèle de respiration, mouvement de moustache, et posture spontanée de correction de corps), réflexe cornéen et réponse à la pince d’orteil.
  3. Déposer la supination animale sur un coussin chauffant et préparer le site chirurgical sur l’animal en coupant et en frottant avec une solution de bétadine suivie de 70 % d’éthanol. Protégez les yeux de l’animal contre le séchage en appliquant de l’onguent ophtalmologique (p. ex., onguent artificiel de déchirure) pendant la chirurgie.
  4. Demandez aux chirurgiens de se frotter soigneusement les mains avec un gommage bactériocidal et de porter un masque, des gants stériles et un manteau de laboratoire propre.

5. Chirurgie de l’occlusion de l’artère cérébrale moyenne (MCAO)

REMARQUE : Les chirurgies pour induire un ACCIDENT VASCULAIRE CÉRÉBRAL ischémique dans un hémisphère de souris ou de rat sont semblables en ce qu’une suture est introduite dans l’artère carotide interne (ICA) pour occluser le flux sanguin (Figure 4)17,18,19,22. Cependant, l’artère choisie pour l’insertion de suture diffère en fonction de l’espace d’opération disponible requis pour l’injection ultérieure de cellules souches. Le rat a suffisamment d’espace dans le segment externe de l’artère carotide (ECA) pour permettre deux chirurgies distinctes et séquentielles (avc et injection de NSC), mais la souris ne le fait pas, nécessitant une approche alternative. Des changements de flux sanguins cérébraux induits par l’AVC, la taille infarctus du cerveau et des déficits neurologiques ont été rapportés comme dans les rapports précédents des auteurs17,18,19.

  1. Pour induire un AVC ischémique, commencez les chirurgies de souris et de rat avec une incision médiane sur la région cervicale, et l’isolement de l’artère carotide commune gauche (CCA), ECA et ICA (Figure 4). Faites preuve de prudence pour ne pas étirer, déplacer ou presser le CCA ou le nerf vague. Puisque la sélection des étapes d’artère et chirurgicales sont différentes par la suite, la chirurgie de MCAO sur la souris et le rat sera décrite séparément.
  2. Chirurgie mcao sur la souris (Figure 4A)
    1. Placez trois sutures en nylon tressées de 6 à 0 sous le CCA(figure 4A, étape 1) et faites un nœud chirurgical serré pour occluser le navire aussi loin que possible de la bifurcation à l’aide de la corde proximale (figure 4A, étape 2). Couper les extrémités de suture.
    2. Faire un slipknot du côté distal du CCA (attention : ne pas trop serrer car il sera libéré à l’étape 6) et un slipknot lâche entre les deux noeuds serrés(figure 4A, étape 2).
    3. Couper une petite incision (~ 1/4 - 1/3 de la circonférence) près du nœud proximal sur le CCA avec des microscisseurs(figure 4A, étape 3), et insérer soigneusement la suture commerciale en silicone en silicone 7-0 en nylon solide(figure 4A, étape 4). Fixer cette suture avec la corde du milieu, en se resserrant suffisamment (figure 4A, étape 5) pour assurer aucune fuite de sang de l’incision et aucun mouvement du filament de nylon en caoutchouc de silicone par le flux arrière de l’ICA, tout en permettant l’avancement de la suture vers l’ECA avec une poussée douce par les pinces.
    4. Relâchez le slipknot supérieur (distal)(figure 4A, étape 6) et avancez la suture de nylon dans l’ICA jusqu’à ce que sa pointe passe la bifurcation de 9 mm (en utilisant le marqueur d’argent sur la suture comme référence). Serrez les deux slipknots supérieurs pour fixer la suture et prévenir le flux sanguin.
    5. Retirez le filament 1 h plus tard (figure 4A,étape 7) et ligoter le CCA en utilisant le nœud central pour prévenir les saignements (figure 4A, étapes 5-7 dans l’ordre inverse, résultats finaux vus à l’étape 8). Relâchez le nœud supérieur. Fermez la plaie avec une suture chirurgicale de 4-0.
  3. Chirurgie mcao sur le rat (Figure 4B)
    1. Placez deux sutures en nylon tressées 6-0 sous la CEA (figure 4B, étape 1) et faites un nœud serré à l’extrémité distale autant que possible (figure 4B, étape 2).
    2. Placez des pinces de vaisseau sur l’ICA et le CCA pour occluser le flux sanguin artériel (figure 4B, étape 3). Un slipknot peut être utilisé comme alternative pour un clip de navire.
    3. Faire une petite incision sur l’ECA avec des microscises(figure 4B, étapes 3-4), insérer un filament commercial en silicone recouvert de nylon 6-0(figure 4B, étape 5), et fixer correctement avec un slipknot sur la CEA.
    4. Relâchez le clip du navire sur l’ICA, avancez le filament dans l’ICA jusqu’à ce que le marqueur argenté (15 mm) atteigne la bifurcation(figure 4B, étape 6), puis fixez la suture avec le2e nœud de la CEA (figure 4B, étape 6).
    5. Après 1 h d’ischémie, retirez ce filament et ligotez l’incision pour prévenir les saignements (figure 4B, étape 7), retirez le clip du vaisseau de la CCA (résultat final à l’étape 8) et fermez la plaie avec une suture chirurgicale de 4-0.

6. Récupération

  1. Après la chirurgie d’AVC, placez les animaux sur un coussin chauffant jusqu’à ce qu’ils reprennent pleinement conscience.
  2. Fournir l’analgésie par injection sous-cutanée. Renvoyez les animaux dans leurs cages d’origine avec accès à l’eau et à la nourriture ad libitum.

7. Injection intra-artérielle

  1. Laver le cathéter entier avec 70% d’éthanol et tremper toute la nuit jusqu’à ce qu’il soit utilisé. Juste avant l’injection, connectez la serrure Luer de l’aiguille avec une seringue stérile, et lavez l’ensemble du côté lumen du système de cathéter avec 10 mL de PBS stérile.
  2. Fenêtre de temps et préparation pour l’injection de NSC
    REMARQUE : D’après l’expérience et les rapports d’autres équipes de recherche, le moment de l’injection de la CSN est crucial pour la survie des sujets et des NSC exogènes. Dans notre étude pilote, l’injection de NSC aux premiers moments (dans les 6 premiers h après la reperfusion) a conduit à une mortalité plus élevée. Ainsi, nous avons testé des points de temps d’injection ultérieurs et déterminé la fenêtre de temps entre 2 d (48 h) à 3 d (72 h) après l’AVC est sûr et tolérable pour les animaux, et est efficace dans la réalisation de la distribution intraparenchymale des NSC. Les résultats présentés ici sont des animaux reçus injection NSC à 3 d après une blessure.
    1. Réglez le taux d’injection de la pompe à seringues à 20 μL/min pour les souris et à 50 μL/min pour les rats. La vitesse excessive ou la durée de l’injection peut entraîner une surcharge systémique de volume, à laquelle les souris sont plus vulnérables que les rats.
    2. En bref, à 3 d après la chirurgie d’AVC, anesthésiez les animaux avec l’isoflurane et les déposent sur un coussin chauffant.
    3. Rouvrir la plaie cervicale et exposer à nouveau la CEA, l’ICA et le CCA(figure 5, étape 1). Comme dans les chirurgies d’AVC, déterminer la voie d’injection en fonction de l’espèce. Utilisez le CCA pour l’injection de NSC dans la souris, et l’ECA pour le rat23.
  3. Injection intra-artérielle par le CCA chez la souris
    1. Placez deux sutures en nylon tressés 6-0 sous le CCA. Créer un slipknot lâche avec chacun d’eux entre la bifurcation et les noeuds inférieurs de la chirurgie précédente de course(figure 5, étape 2).
    2. Serrer le slipknot supérieur, puis faire une petite incision au-dessus du nœud inférieur (figure 5, étape 3). Insérez un cathéter MRE010 par l’incision(figure 5,étape 4) et fixez-vous avec le nœud central sans bloquer le flux d’injection (figure 5, étape 5). Le flux de sang doit être visible dans le cathéter lors de la libération du nœud supérieur et de l’ajustement de la position du cathéter.
    3. Placez un clip de navire sur la ECA, injectez 1 x 106 GFP-NSC à travers ce cathéter à 20 μL/min pendant 5 min avec une pompe à seringues, suivie d’une chasse d’eau avec 50-100 μL de PBS à la même vitesse.
    4. Après l’injection, ligoter le CCA au-dessus de l’incision avec le nœud de glissement supérieur et retirer le cathéter MRE010 (figure 5, étape 6). Serrer et couper le nœud du milieu et le nœud supérieur. Retirez le clip du navire de la CEA. Reportez-vous à l’image finale de la figure 5, étape 7.
    5. Fermez la plaie avec une suture chirurgicale de 4-0.
    6. Après avoir fourni une récupération adéquate sur un coussin chauffant et une injection analgésique sous-cutanée, renvoyez les animaux dans leur cage d’origine.
  4. Injection intra-artérielle par l’ECA chez le rat
    1. Occluser temporairement la CEA et la CCA avec des clips de navire (figure 5, étape 2).
    2. Faire une petite incision du côté proximal de l’ECA(figure 5, étape 3), insérer le cathéter MRE010 et fixer avec un nœud (figure 5, étape 4).
    3. Retirez les deux clips de navire, injectez 5 x10 6 NSC dans 100 μL de PBS à 50 μL/min pendant 2 min, suivie d’une chasse d’eau avec 50-100 μL de PBS(figure 5, étape 5) à la même vitesse, à l’aide d’une pompe à seringues motorisée.
    4. Après l’injection, occlusez le CCA et l’ECA avec des pinces de vaisseau à nouveau et l’ECA sur le côté proximal de la deuxième incision après le retrait du cathéter d’injection (figure 5, étape 6).
    5. Retirez les deux clips du vaisseau(figure 5, étape 7) et fermez la plaie avec une suture chirurgicale de 4-0.
    6. Après avoir fourni une récupération adéquate sur un coussin chauffant et une injection analgésique sous-cutanée, renvoyez les animaux dans leur cage d’origine.
  5. Essai histologique
    1. Recueillir les cerveaux de souris et de rats qui ont reçu un AVC ischémique suivi d’une injection de NSC ou d’une solution de véhicule après l’euthanasie et la perfusion intracardiaque avec 4 % de paraformaldéhyde à 1 d (souris et rat), 7 d (souris) et 30 d (souris) après injection. Chacun de ces quatre groupes était composé de 5 animaux injectés dans la CSN et 5 véhicules.
    2. Fixer les cerveaux pendant la nuit et cryoconserver dans 30% de saccharose pour 3 d.
    3. Incorporer les cerveaux dans les PTOM, trancher à 40 μm d’épaisseur, et examiner la distribution des NSC après immunostaining avec des marqueurs spécifiques à la cellule, y compris la protéine acide fibrillaire gliale (GFAP, astrocytes), Tuj1 (neurones matures), et la doublecortine (DCX, neurones immatures).
      REMARQUE : En raison de l’absence d’une souche de rat qui exprime le GFP, nous avons utilisé le DiI, une étiquette fluorescente transitoire, pour les NSC de rat, qui ne permet qu’une observation à relativement court terme. Par conséquent, la distribution de NSC a été seulement examinée à 1 d après course chez les rats.

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Résultats

Les NSC étiquetés GFP ont été facilement détectés dans le cerveau ischémique, principalement dans l’hémisphère ipsilateral, en particulier dans la pénombre et le long de la jante de blessure (Figure 6). L’examinateur a été aveugle pendant l’imagerie et l’analyse.

Par exemple, à 1 d après l’injection, des NSC ont été détectés dans l’hippocampe de souris. Un sous-ensemble de NSCs a montré la co-expression du marqueur de neurone immature DCX dans le gyrus denté même ...

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Discussion

La thérapie de cellules souches pour les maladies neurologiques est encore à un stade exploratoire précoce. Un problème majeur est qu’il n’existe pas de méthode établie pour une livraison suffisante de SC ou de NSC dans le cerveau.

Bien que des CSC/NSC exogènes puissent être détectés dans le cerveau après l’injection intraveineuse (IV), intrapéritoneal (IP) ou intraparenchymal/intracérébrale, chaque approche d’accouchement présente des inconvénients. On estime que la population détectable dans...

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Remerciements

Cette recherche a été soutenue par ce qui suit : Prix AHA 14SDG20480186 pour LC, équipe d’innovation sujet de l’Université Shanxi de médecine chinoise 2019-QN07 pour BZ, et Kentucky Spinal Cord and Head Injury Research Trust subvention 14-12A pour KES et LC.

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Aiguille 20 gBecton & DickinsonBD PrecisionGlide 305175préparation du cathéter d’injection
26 G aiguilleBecton & DickinsonBD PrecisionGlide 305111préparation du cathéter d’injection
27 G aiguilleBecton & DickinsonBD PrecisionGlide 305136préparation du cathéter d’injection
4-0 NFS-2 suture avec aiguilleHenry Schein Santé animale56905
chirurgie 6-0 suture en nylonTeleflex/Braintree Scientific104-schirurgie
AccutaseSTEMCELL Technologies7922solution de détachement de cellules
Bard-Parker10chirurgie
Buprénorphine-SR LabZooPharmBuprénorphine-SR Lab® ;analgésie (0,6-1 mg/kg sur 3 jours)
Calcium/magnisum sans PBSVWR02-0119-0500Dissociation NSC
Anticorps DCXMilliporeAB2253immunomarquage
Anticorps GFAPInvitrogen180063immunomarquage
IsofluraneHenry Schein Santé animale50562-1chirurgie
MCAO filament pour sourisDoccol702223PK5Rechirurgie
Filament MCAO pour ratDoccol503334PK5Rechirurgie
MRE010 cathéterBraintree ScientificMRE010préparation du cathéter d’injection
MRE025 cathéterBraintree ScientificMRE025préparation du cathéter d’injection
MRE050 CathéterBraintree ScientificMRE050préparation du cathéter d’injection
Nu-Tears PommadeNuLife PharmaceuticalsNu-Tears Pommade pour lesyeux pendant la chirurgie
S& Pince en T - SuperGrip Tips JF-5TC AngledFine Science Tools00649-11chirurgie
S& Pince en T - SuperGrip Tips JF-5TC StraightFine Science Tools00632-11chirurgie
SupergluePacer Technology15187préparation du cathéter d’injection
pompe à seringueKent ScientificGenieTouchchirurgie
Tuj1 anticorpsMilliporeMAb1637immunocoloration
bi-composant 5 minute époxyDevcon20445préparation du cathéter d’injection
Ciseaux à ressort VannasFine Science Tools15000-08
chirurgie pinces vasculairesFine Science Tools00400-03chirurgie
microscope ZeissAxio Imager 2microscopie
lame de

Références

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