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Article de méthode

Un modèle murin des dommages rétiniens ischémiques induits par occlusion commune transitoire d’artère carotide

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DOI :

10.3791/61865

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12 novembre 2020

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Laboratory of Photobiology, Keio University School of Medicine, 2Department of Ophthalmology, Keio University School of Medicine, 3Animal eye care, Tokyo Animal Eye Clinic, 4Tsubota Laboratory, Inc.

* These authors contributed equally

Dans cet article

Résumé

Ici, nous décrivons un modèle de souris de l’ischémie rétinienne par occlusion commune transitoire d’artère carotide utilisant des sutures simples et une pince. Ce modèle peut être utile pour comprendre les mécanismes pathologiques de l’ischémie rétinienne provoquées par des anomalies cardio-vasculaires.

Résumé

Diverses maladies vasculaires telles que la rétinopathie diabétique, l’occlusion des veines rétiniennes ou des artères et le syndrome ischémique oculaire peuvent mener à l’ischémie rétinienne. Pour étudier les mécanismes pathologiques de l’ischémie rétinienne, des modèles expérimentaux pertinents doivent être développés. Anatomiquement, un vaisseau principal d’approvisionnement en sang rétinien est l’artère ophtalmique (OpA) et opa provient de l’artère carotide interne de l’artère carotide commune (CCA). Ainsi, la perturbation de la CCA pourrait effectivement causer l’ischémie rétinienne. Ici, nous avons établi un modèle de souris de l’ischémie rétinienne par occlusion commune transitoire d’artère carotide (tBCCAO) pour attacher le CCA droit avec des sutures de soie 6-0 et pour occluser le CCA gauche transitoirement pendant 2 secondes par l’intermédiaire d’une pince, et avons prouvé que tBCCAO pourrait induire l’ischémie rétinienne aiguë menant au dysfonctionnement rétinien. La méthode actuelle réduit la dépendance aux instruments chirurgicaux en utilisant seulement des aiguilles chirurgicales et une pince, raccourcit le temps d’occlusion pour réduire au minimum la mort animale inattendue, qui est souvent vue dans les modèles de souris de l’occlusion cérébrale moyenne d’artère, et maintient la reproductibilité des résultats ischémiques rétiniens communs. Le modèle peut être utilisé pour étudier la pathophysiologie des rétinopathies ischémiques chez la souris et peut être utilisé pour le dépistage des médicaments in vivo.

Introduction

La rétine est un tissu neurosensoriel pour la fonction visuelle. Puisqu’une quantité substantielle d’oxygène est nécessaire pour la fonction visuelle, la rétine est connue comme l’un des tissus exigeants en oxygène les plus élevés dans lecorps 1. La rétine est sensible aux maladies vasculaires car l’oxygène est livré par les vaisseaux sanguins. Divers types de maladies vasculaires, telles que la rétinopathie diabétique et l’occlusion des vaisseaux sanguins rétiniens (veines ou artères), peuvent induire une ischémie rétinienne. Pour étudier les mécanismes pathologiques de l’ischémie rétinienne, des modèles expérimentaux reproductibles et cliniquement pertinents de l’ischémie rétinienne sont considérés comme nécessaires. Occlusion cérébrale moyenne d’artère (MCAO) par insertion d’un filament intraluminal est la méthode la plus généralement utilisée pour le développement des modèles in vivo de rongeur de l’ischémie cérébraleexpérimentale 2,3. En raison de la proximité de l’artère ophtalmique (OpA) au MCA, les modèles mcao sont également utilisés simultanément pour comprendre la pathophysiologie de l’ischémie rétinienne4,5,6. Pour induire l’ischémie cérébrale avec l’ischémie rétinienne, de longs filaments sont typiquement insérés par incision de l’artère carotide commune (CCA) ou de l’artère carotide externe (ECA). Ces méthodes sont difficiles à exécuter, nécessitent beaucoup de temps pour terminer la chirurgie (plus de 60 minutes pour une souris), et conduisent à des variabilités élevées dans les résultats après la chirurgie7. Il reste important d’élaborer un meilleur modèle pour améliorer ces préoccupations.

Dans cette étude, nous avons simplement employé l’occlusion bilatérale transitoire courte de CCA (tBCCAO) avec des aiguilles et une pince pour induire l’ischémie rétinienne chez les souris et avons analysé des résultats typiques des dommages ischémiques dans la rétine. Dans cette vidéo, nous ferons une démonstration de la procédure tBCCAO.

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Protocole

Toutes les méthodes décrites ici ont été approuvées par le Comité institutionnel de soins et d’utilisation des animaux (IACUC) de la Keio University School of Medicine.

1. Préparation d’instruments chirurgicaux et d’animaux

  1. Autoclavez les instruments chirurgicaux et gardez-les dans 70% d’alcool éthylique. Avant chaque nouvelle intervention chirurgicale, nettoyez soigneusement les instruments chirurgicaux en utilisant 70 % d’alcool éthylique.
  2. Préparer les souris BALB/cAJc1 mâles (6 semaines, 26-28 kg) dans une pièce exempte d’agents pathogènes spécifiques (FPS) afin de maintenir des conditions stériles avant, pendant et après la chirurgie.

2. Occlusion commune transitoire d’artère carotide commune (tBCCAO)

  1. Mettez une souris sous anesthésie par injection intraperitoneal avec une combinaison de midazolam (40 μg/100 μL), de médetomidine (7,5 μg/100 μL) et de tartrate de butorphanol (50 μg/100 μL), appelé « MMB », commedécrit précédemment 8,9. Tenez les peaux arrière de la souris pour empêcher la souris de se cogner les yeux jusqu’à ce que la souris soit complètement anesthésiée.
    1. Jugez la profondeur de l’anesthésie en pinçant l’ateil de la souris jusqu’à ce qu’il n’ait pas de réponse, dont la méthode est couramment utilisée pour vérifier l’anesthésiecomplète 10.
      REMARQUE : En général, moins de 5 minutes sont nécessaires pour que les souris s’endorment. Les recettes appropriées pour l’anesthésie générale peuvent être différentes selon les institutions.
  2. Appliquer une goutte de 0,1% purifié sodium hyaluronate solution goutte oculaire aux yeux pour prévenir la sécheresse sur les yeux sous anesthésie.
  3. Placez la souris sur son dos et fixez les pattes de la souris à l’aide de rubans adhésifs.
  4. Désinfecter la zone du cou de la souris à l’aide de 70% d’alcool éthylique avant la chirurgie.
    REMARQUE : La coupure addition supplémentaire de la fourrure n’a pas été exécutée car ceci peut causer l’inflammation suivantede peau 11,12.
  5. Effectuez une incision sagittale du cou à l’l’insu d’unelame ( figure 1).
    REMARQUE : L’incision doit être faite sur la ligne médiane entre le cou, le sternum et la trachée.
  6. Séparez soigneusement les deux glandes salivaires à l’aide de deux forceps et mobilisez-les pour visualiser les AC sous-jacents.
  7. Isolez soigneusement le CCA droit des nerfs vagal respectifs et des veines qui l’accompagnent sans nuire à leurs structures, et placez deux sutures de soie 6-0 sous le CCA. Attachez les deux liens étroitement pour bloquer le flux sanguin (Figure 1).
    REMARQUE : Pendant l’intervention, de petites veines pourraient être endommagées. Si des saignements sont observés, l’essuyage est nécessaire pour visualiser clairement les AC.
  8. Trouvez soigneusement le CCA gauche des nerfs vagal respectifs et des veines qui l’accompagnent sans nuire à leurs structures, et occlusez le CCA gauche pendant 2 secondes par une pince (figure 1).
    REMARQUE : Une aiguille de suture en soie 6-0 doit être placée sous le CCA gauche pour marquer un emplacement pour le serrage.
  9. Après la réouverture du CCA gauche, suture des plaies du cou par une suture de soie 6-0 et appliquer une touche d’antibiotique (50 μL) sur le cou pour inhiber l’infection bactérienne.
    REMARQUE : Retirez doucement une pince pour éviter d’endommager le mur artélial lors de la réouverture du CCA gauche.
  10. Injectez 0,75 mg/kg d’hydrochlorure d’atipamezole intraperitoneally à la souris pour aider la souris récupérée de l’anesthésie profonde rapidement. Remettre la souris dans une cage à souris avec des coussinets préchauffés.
    REMARQUE : Ne laissez pas la souris laissée sans surveillance jusqu’à ce que la souris reprenne suffisamment conscience pour maintenir la récumbence sternale.
  11. Injecter 0,4 mg/kg de tartrate de butorphanol à la souris pour la gestion de la douleur lorsque la souris se réveille.
    REMARQUE : Le protocole peut être mis en pause ici. Comme premier indice pour réussir tBCCAO, la paupière tombant de la souris peut être observée (Figure 2).
  12. Pour l’euthanasie, injecter 3x de mélange MMB aux souris et les sacrifier pour des expériences.

3. Observations générales (taux de survie et tombant des paupières)

  1. Après la chirurgie, vérifiez les taux de survie pour toutes les causes de décès au jour 0 (après la chirurgie), 1, 3 et 7.
  2. Évaluer la limidation par une échelle de notation de 4 points : 1 = pas de tombant, 2 = tombant léger (~50%), 3 = tombant sévère (plus de 50%), et 4 = tombant sévère avec décharge d’oeil.

4. Perfusion de sang rétinien

  1. Injecter 200 μL de FITC-dextran (25 mg/mL) dans le ventricule gauche de la souris, qui est couramment utilisé pour l’observation de la perfusion sanguine dans les vaisseaux rétiniensde la souris 13,14.
  2. 2 minutes après la circulation, enucleate les yeux et fixer dans 4% paraformaldéhyde pendant 1 heure. Les rétines ont été soigneusement obtenues et montées à plat, commeprécédemment décrit 15,et examinées par un microscope de fluorescence.
  3. Prenez des photos des montures entières rétiniennes au grossissement 4x et fusionnez en un seul à l’aide d’un analyseur de fusion,précédemment décrit 16.
  4. Mesurer les zones perfusées à l’aide d’un outil d’analyse des navires dans le logiciel NIH Fiji/ImageJ.

5. Tache occidentale

  1. 3 et 6 heures après tBCCAO, obtenir les yeux des souris et transférer immédiatement dans une boîte de Pétri contenant du PBS froid pour isoler les rétines.
  2. Après l’isolement des rétines, effectuer des ballonnements occidentaux, comme précédemmentdécrit 9.
  3. Incuber avec des anticorps pour le facteur-1α hypoxia-inductible (HIF-1α; un marqueur général d’hypoxie) et pour β-Actin (un contrôle interne de chargement) pendant la nuit suivi de l’incubation des anticorps secondaires HRP-conjugués. Visualisez les signaux par chimioluminescence.

6. PCR quantitatif (QPCR)

  1. 6, 12 et 24 heures après tBCCAO, traiter les rétines obtenues pour qPCR, comme précédemmentdécrit 17.
  2. Effectuez qPCR via le système PCR en temps réel. Les amorces utilisées sont énumérées dans le tableau 1. Calculer les changements de pli entre les niveaux de différentes transcriptions par la méthode ΔΔCT.

7. Immunohistochimie (IHC)

  1. 3 jours après tBCCAO, obtenir les yeux des souris et intégrer dans la paraffine.
  2. Couper les yeux encastrés dans la paraffine par un microtome pour obtenir les sections des yeux.
  3. Dé-paraffiniser et tacher les sections oculaires de 5 μm d’épaisseur comme décrit précédemment13.
  4. Incuber avec un anticorps pour la protéine acide fibrillaire gliale (GFAP; un marqueur fiable pour les astrocytes et les cellules Müller dans la rétine) pendant la nuit suivie de l’incubation de l’anticorps secondaire conjugué Alexa Fluor 555.
  5. Utilisez DAPI (4′,6-diamidino-2-phenylindole) pour tacher le noyau dans la rétine. Visualisez les signaux au microscope à fluorescence.
  6. Évaluer la notation morphologique par une échelle d’évaluation de 4 points, commedécrit précédemment 13,18: 0 = aucun signal, 1 = peu de pieds finaux gliale positifs dans la couche de cellules ganglionnaires (GCL), 2 = peu de processus étiquetés atteignant de GCL à la couche nucléaire externe (ONL), et 3 = la plupart des processus étiquetés atteignant de GCL à ONL.

8. Électroréinographie (ERG)

  1. 3 et 7 jours après tBCCAO, effectuez ERG à l’aide d’un dôme Ganzfeld, d’un système d’acquisition et de stimulateurs LED, commedécrit précédemment 9.
  2. Après une adaptation sombre du jour au lendemain, anesthésier les souris avec une combinaison de MMB sous une faible lumière rouge.
  3. Utilisez une solution mixte de 0,5% de tropicamide et 0,5% de phényléphrine pour dilater les pupilles.
  4. Placez les électrodes actives sur la lentille de contact et placez l’électrode de référence dans la bouche.
  5. Obtenez des réponses ERG des deux yeux de chaque animal.
  6. Enregistrez les réponses scotopiques sous adaptation sombre avec divers stimuli.
  7. Mesurer les amplitudes d’une onde de la ligne de base au point le plus bas d’une onde.
  8. Mesurer les amplitudes de l’onde B du point le plus bas d’une onde jusqu’au pic de b-wave.
  9. Gardez toutes les souris au chaud pendant la procédure à l’aide de coussinets thermiques.

9. Tomographie par cohérence optique (OCT)

  1. 2 semaines après tBCCAO, effectuer oct en utilisant le système SD-OCT, comme précédemment signalé8,9.
  2. Pour la mesure, soumettre les souris à la mydriase par une solution mixte de 0,5% de tropicamide et 0,5% de phényléphrine, et à l’anesthésie générale par un mélange de MMB.
  3. Obtenez des images de balayage B à partir de tranches équatoriales de scans en face.
  4. Examiner les rétines à 0,2, 0,4 et 0,6 mm de la tête du nerf optique.
  5. Mesurez l’épaisseur rétinienne de la couche de fibres nerveuses rétiniennes (NFL) à la membrane limite externe (ELM), et considérez la moyenne des valeurs mesurées comme l’épaisseur rétinienne d’une souris individuelle.
  6. Tracez les résultats sous forme de diagrammes d’araignées.

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Résultats

Après la circulation systémique du FITC-dextran pendant 2 minutes, des vasculatures rétiniennes des rétines gauche et droite dans les souris sham-operated et les souris tBCCAO-actionnées ont été examinées(figure supplémentaire 1). Fitc-dextran était entièrement visible dans les deux rétines chez les souris opérées par imposture et la rétine gauche chez les souris opérées par tBCCAO, alors qu’elle était partiellement détectable dans la rétine droite chez les souris opérées par tBCCAO.

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Discussion

Dans l’étude, nous avons montré que tBCCAO, utilisant des sutures simples et une pince, pourrait induire l’ischémie rétinienne et le dysfonctionnement rétinien qui l’accompagne. En outre, nous avons démontré notre protocole actuel pour le développement d’un modèle de souris de l’ischémie rétinienne est plus facile et plus rapide par rapport à d’autres protocoles précédents pour le développement de modèles de lésions ischémiquesrétiniennes 2,3,

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Déclarations de divulgation

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Remerciements

Ces travaux ont été soutenus par Grants-in-Aid for Scientific Research (KAKENHI) (18K09424 à Toshihide Kurihara et 20K18393 à Yukihiro Miwa) du ministère de l’Éducation, de la Culture, des Sports, de la Science et de la Technologie (MEXT).

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Chlorhydrate d’atipamézoleZenoaqAntisedanPour l’anti-anesthésie
Applied Biosystems 7500 FastApplied Biosystems-PourqPCR
Butorphanol tartrateMeiji Seika PharmaVetorphalePour l’anesthésie
BZ-II AnalyseurKEYENCE-Pourune fusion d’images
BALB/cAJc1CLEA-Souris strain
&beta ;-Actin (8H10D10) Souris mAbCST3700Pour western blot
Pince Pince WorldPrecision InstrumentsWPI 500451Pour chirurgie
Pince Dumont #5Fine Science Tools11251-10Pour chirurgie
Solution DAPIDojindo340-07971Pour IHC
Envisu Système SD-OCTLeicaR4310Pour les PTOM
FITC-dextranMerkFD2000SPour la perfusion sanguine rétinienne
Microscope à fluorescenceKEYENCEBZ-9000Pour la détection de fluorescence
Gatifloxacine hydrateSenju PharmaceuticalGachifuroPour l’infection antibactérienne
GFAP Anticorps monoclonal (2.2B10)Thermo13-0300Pour IHC
Coussin chauffantMarukanRH-200Pour la chirurgie
HIF-1&alpha ; (D1S7W) XP Rabbit mAbCST36169Pour western blot
ImageQuant LAS 4000 miniGEHealthcare-Pourchimiluminescence
MidazolamSandoz K.KSANDOZPour l’anesthésie
Microtome Tissue-Tek TEC 6Sakura-Pourla section
MedetomidineOrion CorporationDomitorPour l’anesthésie
Aiguille supportHandayaHS-2307Pour la chirurgie
PuRECMAYOCorporation-PourERG
CiseauxOutils scientifiques fins91460-11Pour la chirurgie
Hyaluronate de sodiumSanten PharmaceuticalHyaleinPour la lubrification oculaire
Chlorhydrate de tropicamide/pényléphrineSanten PharmaceuticalMydrin-PPour la mydriase
6-0 suture en soieNatsumeE12-60N2Pour la chirurgie
la

Références

  1. Anderson, B. Ocular effects of changes in oxygen and carbon dioxide tension. Transactions of the American Ophthalmological Society. 66, 423-474 (1968).
  2. Ingberg, E., Dock, H., Theodorsson, E., Theodorsson, A., Ström, J. O. Method parameters' impact on mortality and variability in mouse stroke experiments: a meta-analysis. Scientific Reports. 6 (1), 21086(2016).
  3. Atochin, D. N., Clark, J., Demchenko, I. T., Moskowitz, M. A., Huang, P. L. Rapid Cerebral Ischemic Preconditioning in Mice Deficient in Endothelial and Neuronal Nitric Oxide Synthases. Stroke. 34 (5), 1299-1303 (2003).
  4. Allen, R. S., et al. Severity of middle cerebral artery occlusion determines retinal deficits in rats. Experimental Neurology. 254, 206-215 (2014).
  5. Steele, E. C., Guo, Q., Namura, S. Filamentous Middle Cerebral Artery Occlusion Causes Ischemic Damage to the Retina in Mice. Stroke. 39 (7), 2099-2104 (2008).
  6. Minhas, G., Morishita, R., Anand, A. Preclinical models to investigate retinal ischemia: advances and drawbacks. Frontiers in Neurology. 3, 75(2012).
  7. McColl, B. W., Carswell, H. V., McCulloch, J., Horsburgh, K. Extension of cerebral hypoperfusion and ischaemic pathology beyond MCA territory after intraluminal filament occlusion in C57Bl/6J mice. Brain Res. 997 (1), 15-23 (2004).
  8. Jiang, A. X., et al. Inducement and Evaluation of a Murine Model of Experimental Myopia. Journal of Visualized Experiments. (143), e58822(2019).
  9. Miwa, Y., et al. Pharmacological HIF inhibition prevents retinal neovascularization with improved visual function in a murine oxygen-induced retinopathy model. Neurochemistry International. 128, 21-31 (2019).
  10. Adams, S., Pacharinsak, C. Mouse Anesthesia and Analgesia. Current Protocols in Mouse Biology. 5 (1), 51-63 (2015).
  11. Speetzen, L. J., Endres, M., Kunz, A. Bilateral Common Carotid Artery Occlusion as an Adequate Preconditioning Stimulus to Induce Early Ischemic Tolerance to Focal Cerebral Ischemia. Journal of Visualized Experiments. (75), e4387(2013).
  12. Engel, O., Kolodziej, S., Dirnagl, U., Prinz, V. Modeling stroke in mice - middle cerebral artery occlusion with the filament model. Journal of Visualized Experiments. (47), e2423(2011).
  13. Lee, D., Kang, H., Yoon, K. Y., Chang, Y. Y., Song, H. B. A mouse model of retinal hypoperfusion injury induced by unilateral common carotid artery occlusion. Experimental Eye Research. 201, 108275(2020).
  14. Li, S., et al. Retro-orbital injection of FITC-dextran is an effective and economical method for observing mouse retinal vessels. Molecular Vision. 17, 3566-3573 (2011).
  15. Tual-Chalot, S., Allinson, K. R., Fruttiger, M., Arthur, H. M. Whole Mount Immunofluorescent Staining of the Neonatal Mouse Retina to Investigate Angiogenesis In vivo. Journal of Visualized Experiments. (77), e50546(2013).
  16. Lee, D., et al. A Fairy Chemical Suppresses Retinal Angiogenesis as a HIF Inhibitor. Biomolecules. 10 (10), (2020).
  17. Tomita, Y., et al. Pemafibrate Prevents Retinal Pathological Neovascularization by Increasing FGF21 Level in a Murine Oxygen-Induced Retinopathy Model. International Journal of Molecular Sciences. 20 (23), 5878(2019).
  18. Yamamoto, H., Schmidt-Kastner, R., Hamasaki, D. I., Yamamoto, H., Parel, J. M. Complex neurodegeneration in retina following moderate ischemia induced by bilateral common carotid artery occlusion in Wistar rats. Experimental Eye Research. 82 (5), 767-779 (2006).
  19. Cheng, L., Yu, H., Yan, N., Lai, K., Xiang, M. Hypoxia-Inducible Factor-1α Target Genes Contribute to Retinal Neuroprotection. Frontiers in Cellular Neuroscience. 11, 20(2017).
  20. Mole, D. R., et al. Genome-wide association of hypoxia-inducible factor (HIF)-1alpha and HIF-2alpha DNA binding with expression profiling of hypoxia-inducible transcripts. The Journal of Biological Chemistry. 284 (25), 16767-16775 (2009).
  21. Majmundar, A. J., Wong, W. J., Simon, M. C. Hypoxia-Inducible Factors and the Response to Hypoxic Stress. Molecular Cell. 40 (2), 294-309 (2010).
  22. Newman, E. A. Glial cell regulation of neuronal activity and blood flow in the retina by release of gliotransmitters. Philosophical Transactions of the Royal Society B: Biological Sciences. 370 (1672), (2015).
  23. Vecino, E., Rodriguez, F. D., Ruzafa, N., Pereiro, X., Sharma, S. C. Glia-neuron interactions in the mammalian retina. Progress in Retinal and Eye Research. 51, 1-40 (2016).
  24. Symonds, C. The Circle of Willis. British Medical Journal. 1 (4906), 119(1955).
  25. Lo, W. B., Ellis, H. The circle before willis: a historical account of the intracranial anastomosis. Neurosurgery. 66 (1), 7-18 (2010).
  26. Yang, G., et al. C57BL/6 strain is most susceptible to cerebral ischemia following bilateral common carotid occlusion among seven mouse strains: selective neuronal death in the murine transient forebrain ischemia. Brain Research. 752 (1), 209-218 (1997).
  27. Farkas, E., Luiten, P. G. M., Bari, F. Permanent, bilateral common carotid artery occlusion in the rat: A model for chronic cerebral hypoperfusion-related neurodegenerative diseases. Brain Research Reviews. 54 (1), 162-180 (2007).
  28. Morris, G. P., et al. A Comparative Study of Variables Influencing Ischemic Injury in the Longa and Koizumi Methods of Intraluminal Filament Middle Cerebral Artery Occlusion in Mice. PLOS ONE. 11 (2), 0148503(2016).
  29. Tsuchiya, D., Hong, S., Kayama, T., Panter, S. S., Weinstein, P. R. Effect of suture size and carotid clip application upon blood flow and infarct volume after permanent and temporary middle cerebral artery occlusion in mice. Brain Research. 970 (1-2), 131-139 (2003).
  30. Kaelin, W. G., Ratcliffe, P. J. Oxygen Sensing by Metazoans: The Central Role of the HIF Hydroxylase Pathway. Molecular Cell. 30 (4), 393-402 (2008).
  31. Pauly, M., Sruthi, R. Ptosis: evaluation and management. Kerala Journal of Ophthalmolgy. 31 (1), 11-16 (2019).
  32. Averbuch-Heller, L., Leigh, R. J., Mermelstein, V., Zagalsky, L., Streifler, J. Y. Ptosis in patients with hemispheric strokes. Neurology. 58 (4), 620(2002).
  33. Dutton, J. Atlas of clinical and surgical orbital anatomy, second edition. 113, 1364(2011).
  34. Ritzel, R. M., et al. Early retinal inflammatory biomarkers in the middle cerebral artery occlusion model of ischemic stroke. Molecular Vision. 22, 575-588 (2016).
  35. Crespo-Garcia, S., et al. Individual and temporal variability of the retina after chronic bilateral common carotid artery occlusion (BCCAO). PLOS ONE. 13 (3), 0193961(2018).
  36. Qin, Y., et al. Functional and morphologic study of retinal hypoperfusion injury induced by bilateral common carotid artery occlusion in rats. Scientific Reports. 9 (1), 80(2019).
  37. Block, F., Grommes, C., Kosinski, C., Schmidt, W., Schwarz, M. Retinal ischemia induced by the intraluminal suture method in rats. Neuroscience Letters. 232 (1), 45-48 (1997).
  38. Allen, R. S., et al. Progesterone Treatment in Two Rat Models of Ocular Ischemia. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 56 (5), 2880-2891 (2015).
  39. Miller, R. F., Dowling, J. E. Intracellular responses of the Müller (glial) cells of mudpuppy retina: their relation to b-wave of the electroretinogram. Journal of Neurophysiology. 33 (3), 323-341 (1970).
  40. Block, F., Grommes, C., Kosinski, C., Schmidt, W., Schwarz, M. Retinal ischemia induced by the intraluminal suture method in rats. Neuroscience Letters. 232 (1), 45-48 (1997).
  41. Lee, J. H., Shin, J. M., Shin, Y. J., Chun, M. H., Oh, S. J. Immunochemical changes of calbindin, calretinin and SMI32 in ischemic retinas induced by increase of intraocular pressure and by middle cerebral artery occlusion. Anatomy & Cell Biology. 44 (1), 25-34 (2011).
  42. Li, S. Y., et al. Lycium barbarum polysaccharides reduce neuronal damage, blood-retinal barrier disruption and oxidative stress in retinal ischemia/reperfusion injury. PLOS ONE. 6 (1), 16380(2011).
  43. Furashova, O., Matthé, E. Retinal Changes in Different Grades of Retinal Artery Occlusion: An Optical Coherence Tomography Study. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 58 (12), 5209-5216 (2017).
  44. Zadeh, J. K., et al. Short-Time Ocular Ischemia Induces Vascular Endothelial Dysfunction and Ganglion Cell Loss in the Pig Retina. International Journal of Molecular Sciences. 20 (19), (2019).
  45. Liu, S., Zhen, G., Meloni, B. P., Campbell, K., Winn, H. R. Rodent stroke model guidelines for preclinical stroke trials (1st edition). Journal of Experimental Stroke & Translational Medicine. 2 (2), 2-27 (2009).
  46. Tang, Y., et al. Hypothermia-induced ischemic tolerance is associated with Drp1 inhibition in cerebral ischemia-reperfusion injury of mice. Brain Research. 1646, 73-83 (2016).
  47. Barone, F. C., Knudsen, D. J., Nelson, A. H., Feuerstein, G. Z., Willette, R. N. Mouse strain differences in susceptibility to cerebral ischemia are related to cerebral vascular anatomy. Journal of Cerebral Blood Flow & Metabolism. 13 (4), 683-692 (1993).
  48. Pula, J. H., Yuen, C. A. Eyes and stroke: the visual aspects of cerebrovascular disease. Stroke and Vascular Neurology. 2 (4), 210(2017).
  49. Steele, E. C., Guo, Q., Namura, S. Filamentous middle cerebral artery occlusion causes ischemic damage to the retina in mice. Stroke. 39 (7), 2099-2104 (2008).
  50. Sim, D. A., et al. The Effects of Macular Ischemia on Visual Acuity in Diabetic Retinopathy. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 54 (3), 2353-2360 (2013).
  51. Wu, K. K., Huan, Y. Streptozotocin-induced diabetic models in mice and rats. Current Protocols in Pharmacology. , Chapter 5, Unit 5.47 (2008).
  52. Mubarak, A., Hodgson, J. M., Considine, M. J., Croft, K. D., Matthews, V. B. Supplementation of a high-fat diet with chlorogenic acid is associated with insulin resistance and hepatic lipid accumulation in mice. Journal of Agricultural and Food Chemistry. 61 (18), 4371-4378 (2013).
  53. Ansari, S., Azari, H., McConnell, D. J., Afzal, A., Mocco, J. Intraluminal middle cerebral artery occlusion (MCAO) model for ischemic stroke with laser doppler flowmetry guidance in mice. Journal of Visualized Experiments. (51), e2879(2011).
  54. Hedna, V. S., et al. Validity of Laser Doppler Flowmetry in Predicting Outcome in Murine Intraluminal Middle Cerebral Artery Occlusion Stroke. Journal of Vascular and Interventional Neurology. 8 (3), 74-82 (2015).

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