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Article de méthode

Évaluation en temps réel de la microperfusion de la moelle épinière dans un modèle porcin d’ischémie/reperfusion

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DOI :

10.3791/62047

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10 décembre 2020

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1Department of Anesthesiology, Center of Anesthesiology and Intensive Care Medicine, University Medical Center Hamburg-Eppendorf, 2University Department for Vascular Surgery and Department of Operative Medicine, Medical University of Innsbruck, 3Department of Medical Biometry and Epidemiology, University Medical Center Hamburg-Eppendorf, 4Department of Vascular Medicine, University Heart and Vascular Center Hamburg (UHZ), 5Department of Cardiology, Rostock University Medical Center, 6University Department for Cardiac Surgery, Heart Center Leipzig

Dans cet article

Résumé

La microcirculation de la moelle épinière joue un rôle central dans les lésions de la moelle épinière. La plupart des méthodes ne permettent pas d’évaluer en temps réel la microcirculation de la moelle épinière, ce qui est essentiel pour le développement de thérapies ciblées par microcirculation. Ici, nous proposons un protocole utilisant des sondes Laser-Doppler-Flow Needle dans un grand modèle animal d’ischémie/reperfusion.

Résumé

La lésion de la moelle épinière est une complication dévastatrice de la réparation de l’aorte. Malgré les développements pour la prévention et le traitement des lésions de la moelle épinière, son incidence est encore considérablement élevée et influence donc l’issue des patients. La microcirculation joue un rôle clé dans la perfusion tissulaire et l’apport en oxygène et est souvent dissociée de la macrohémodynamique. Ainsi, l’évaluation directe de la microcirculation de la moelle épinière est essentielle pour le développement de thérapies ciblées par microcirculation et l’évaluation des approches existantes en ce qui concerne la microcirculation de la moelle épinière. Cependant, la plupart des méthodes ne fournissent pas d’évaluation en temps réel de la microcirculation de la moelle épinière. L’objectif de cette étude est de décrire un protocole standardisé pour l’évaluation microcirculatoire de la moelle épinière en temps réel à l’aide de sondes à aiguille laser-Doppler directement insérées dans la moelle épinière. Nous avons utilisé un modèle porcin d’ischémie/reperfusion pour induire une détérioration de la microcirculation de la moelle épinière. De plus, une technique d’injection de microsphère fluorescente a été utilisée. Initialement, les animaux étaient anesthésiés et ventilés mécaniquement. Par la suite, l’insertion de la sonde à aiguille laser-Doppler a été effectuée, suivie de la mise en place d’un drainage du liquide céphalo-rachidien. Une sternotomie médiane a été réalisée pour l’exposition de l’aorte descendante afin d’effectuer un serrage croisé aortique. L’ischémie/reperfusion a été induite par un serrage croisé aortique supra-cœliaque pendant un total de 48 min, suivi d’une reperfusion et d’une stabilisation hémodynamique. Le flux laser-Doppler a été réalisé parallèlement à l’évaluation macrohémodynamique. De plus, le drainage automatisé du liquide céphalo-rachidien a été utilisé pour maintenir une pression céphalo-rachidienne stable. Après l’achèvement du protocole, les animaux ont été sacrifiés et la moelle épinière a été récoltée pour une analyse histopathologique et microsphère. Le protocole révèle la faisabilité des mesures de microperfusion de la moelle épinière à l’aide de sondes laser-Doppler et montre une diminution marquée pendant l’ischémie ainsi qu’une récupération après reperfusion. Les résultats ont montré un comportement comparable à l’évaluation de la microsphère fluorescente. En conclusion, ce nouveau protocole pourrait fournir un modèle animal de grande taille utile pour de futures études utilisant l’évaluation en temps réel de la microperfusion de la moelle épinière dans les conditions d’ischémie / reperfusion.

Introduction

La lésion de la moelle épinière induite par l’ischémie / reperfusion (SCI) est l’une des complications les plus dévastatrices de la réparation aortique associée à un résultat réduit1,2,3,4. Les options actuelles de prévention et de traitement de la lésion médullaire comprennent l’optimisation des paramètres macrohémodynamiques ainsi que la normalisation de la pression du liquide céphalo-rachidien (CSP) pour améliorer la pression de perfusion de la moelleépinière 2,5,6,7,8,9. Malgré la mise en œuvre de ces manœuvres, l’incidence des lésions médullaires varie encore entre 2% et 31% selon la complexité de la réparation aortique10,11,12.

Récemment, la microcirculation a attiré l’attention13,14. La microcirculation est le domaine de l’absorption cellulaire de l’oxygène et de l’échange métabolique et joue donc un rôle essentiel dans le fonctionnement des organes et l’intégrité cellulaire13. L’altération du flux sanguin microcirculatoire est un déterminant majeur de l’ischémie tissulaire associée à une mortalité accrue15,16,17,18,19. L’altération de la microcirculation de la moelle épinière est associée à une réduction de la fonction neurologique et du résultat20, 21,22,23. Par conséquent, l’optimisation de la microperfusion pour le traitement des lésions médullaires est une approche des plus prometteuses. La persistance des perturbations microcirculatoires, malgré l’optimisation macrocirculatoire, a été décrite26,27,28,29. Cette perte de cohérence hémodynamique se produit fréquemment dans diverses conditions, y compris l’ischémie / reperfusion, soulignant la nécessité d’une évaluation microcirculatoire directe et de thérapies ciblées par microcirculation26,27,30.

Jusqu’à présent, seules quelques études ont utilisé des sondes laser-Doppler pour l’évaluation en temps réel du comportement microcirculatoire de la moelleépinière 20,31. Les études existantes ont souvent utilisé des techniques d’injection de microsphère, qui sont limitées par l’utilisation intermittente et l’analyse post-mortem32,33. Le nombre de mesures différentes utilisant la technique d’injection de microsphère est limité par la disponibilité de microsphères avec des longueurs d’onde différentes. De plus, contrairement aux techniques Laser-Doppler, l’évaluation en temps réel de la microperfusion n’est pas possible, car le traitement et l’analyse post-mortem des tissus sont nécessaires pour cette méthode. Nous présentons ici un protocole expérimental pour l’évaluation en temps réel de la microcirculation de la moelle épinière dans un modèle porcin de grande animal d’ischémie/reperfusion.

Cette étude faisait partie d’un grand projet animal combinant une étude randomisée comparant l’influence des cristalloïdes par rapport aux colloïdes sur la microcirculation dans l’ischémie / reperfusion ainsi qu’une étude randomisée exploratoire sur les effets des fluides par rapport aux vasopresseurs sur la microperfusion de la moelle épinière. L’étalonnage en 2 points de la sonde de débit ainsi que l’étalonnage du cathéter à pointe de pression ont déjà été décrits34. En plus du protocole rapporté, des microsphères fluorescentes ont été utilisées pour la mesure de la microperfusion de la moelle épinière, comme décrit précédemment, en utilisant 12 échantillons de tissu de la moelle épinière pour chaque animal, avec des échantillons 1-6 représentant la moelle épinière supérieure et 7-12 représentant la moelle épinière inférieure35,36. L’injection de microsphère a été effectuée pour chaque étape de mesure après l’achèvement des enregistrements Laser-Doppler et de l’évaluation macrohémodynamique. L’évaluation histopathologique a été réalisée à l’aide du Kleinman-Score tel que décrit précédemment37.

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Protocole

L’étude a été approuvée par la Commission gouvernementale sur le soin et l’utilisation des animaux de la ville de Hambourg (référence n° 60/17). Les animaux ont reçu des soins conformément au « Guide pour le soin et l’utilisation des animaux de laboratoire » (publication des NIH n ° 86-23, révisée en 2011) ainsi que les recommandations FELASA et les expériences ont été menées conformément aux directives ARRIVE24,25. Cette étude était un essai aigu, et tous les animaux ont été euthanasiés à la fin du protocole.

NOTE: L’étude a été réalisée chez six porcs mâles et femelles âgés de trois mois (German Landrace) pesant environ 40 kg. Les animaux ont été amenés dans les installations de soins aux animaux au moins 7 jours avant les expériences et ont été logés conformément aux recommandations en matière de bien-être animal. Les animaux ont reçu de la nourriture et de l’eau ad libitum, et leur état de santé a été régulièrement évalué par le vétérinaire responsable. Un temps de jeûne de 12 h a été maintenu avant les expériences. Toute la procédure expérimentale et la manipulation des animaux ont été supervisées par le vétérinaire responsable.

1. Induction de l’anesthésie et maintien de l’anesthésie

  1. Pour l’induction de l’anesthésie et le maintien de l’anesthésie, préméditez les animaux et les sédez profondément à l’aide d’une injection intramusculaire suivie d’injections intraveineuses, si nécessaire, pour effectuer une intubation endotrachéale. Par la suite, induire et maintenir l’anesthésie en utilisant une combinaison d’un agent anesthésique volatil avec une application continue d’opioïdes complétée par une injection supplémentaire de bolus d’opioïdes.
  2. Effectuer des injections intramusculaires de kétamine 20 mg·kg-1, d’azapérone 4 mg·kg-1, et de midazolam 0,1 mg·kg-1 pour la prémédication et la sédation.
  3. Placez un cathéter veineux dans une veine de l’oreille, assurez une fixation appropriée et évaluez la fonctionnalité par l’application rapide de 10 mL de solution saline.
  4. Placez l’animal en position couchée sur une couverture chauffante pour éviter toute perte de chaleur.
  5. Établissez une surveillance de base avec l’électrocardiographie (ECG) et l’oxymétrie de pouls pour surveiller l’état cardio-pulmonaire des animaux et connectez-le au matériel de surveillance de base.
  6. Administrer 15 L·min-1 d’oxygène via un masque en forme de porc pour la préoxygénation.
  7. Injecter des boli intraveineux de 0,1 mg·kg-1 de propofol à 1 %, si nécessaire, et effectuer une intubation endotrachéale.
  8. Assurer un placement correct avec capnographie de marée et auscultation finales, administrer 0,1 mg•kg-1 de pancuronium et assurer une fixation adéquate du tube endotrachéal.
  9. Établir une ventilation à volume contrôlé en utilisant des volumes courants de 10 mL·kg-1 poids corporel-1, une pression expiratoire positive de 10 cmH2O et une fraction d’oxygène inspiré (FiO2) de 0,3 à l’aide de l’appareil d’anesthésie. Ajustez la fréquence du ventilateur pour maintenir une tension de dioxyde de carbone expiratoire (ETCO2)de 35 à 45 mmHg.
  10. Introduisez une sonde gastrique, effectuez l’aspiration des fluides gastriques, fixez correctement le tube et connectez-le à un sac de collecte. Fermez soigneusement les yeux de l’animal pour éviter la sécheresse des yeux pendant l’anesthésie.
  11. Maintenir l’anesthésie par perfusion continue de fentanyl (10 μg·kg-1·h-1) et de sévoflurane (concentration expirée de 3,0 %, délivrée par la vapeur). Assurer un niveau adéquat d’anesthésie par une observation attentive des signes vitaux et des paramètres de ventilation ainsi que par l’absence de tout mouvement pendant tout le protocole, en accordant une attention particulière aux phases de stimulus chirurgical. Donnez des doses supplémentaires de fentanyl en bolus (50 μg) s’il y a des signes de douleur ou de détresse.
    REMARQUE: Assurez-vous de la présence de chercheurs expérimentés en anesthésie animale pendant toute la procédure et utilisez la supervision d’un vétérinaire expérimenté pour obtenir une anesthésie appropriée.
  12. Administrer un débit de perfusion de base de 10 mL·kg-1·h-1 cristalloïdes équilibrés pour compenser les pertes de liquide pendant l’anesthésie, la préparation chirurgicale et l’exécution du protocole expérimental. Utilisez un réchauffeur de fluide pour éviter la perte de chaleur.
  13. Nettoyez doucement la peau du cochon à l’eau savonneuse. Utilisez une solution de désinfection de la peau contenant de la povidone-iode pour réduire la contamination cutanée. Utilisez des gants stériles pour les préparations chirurgicales. Appliquer 300 mg de clindamycine comme prophylaxie antimicrobienne et répéter la posologie après 6 h.

2. Placement de la sonde

  1. Placez l’animal dans la position latérale droite et fléchissez le dos de l’animal pour élargir l’espace entre les vertèbres.
  2. Exposer chirurgicalement la zone paravertébrale pour la préparation des processus épineux et des arcs vertébraux (Figure 1A).
  3. Placer un cathéter vasculaire de la veine périphérique 14 G paramédian dans la moelle épinière au niveau de la vertèbre thoracique (Th) 13/14 ou de la vertèbre lombaire (L) 1/2 entre deux arcs vertébraux(Figure 1B).
  4. Retirez l’aiguille, insérez la sonde à aiguille laser/Doppler sur le cathéter veineux(Figure 1C)et testez la qualité du signal en la connectant au matériel et au logiciel désignés. Assurez-vous qu’il y a un signal stable avec une pulsabilité modérée.
  5. Fixez soigneusement la sonde avec des sutures(Figure 1D)et utilisez un rembourrage pour éviter la luxation ou le pliage de la sonde.
  6. Pour la mise en place percutanée du drainage du liquide céphalo-rachidien pour mesurer et contrôler la pression céphalo-rachidienne, identifier le niveau de L 4/5 ou L 5/6, percer la peau et l’espace sous-cutané avec l’aiguille introductrice et retirer l’aiguille d’incrustation.
  7. Placez une seringue remplie de solution saline sur l’aiguille et introduisez soigneusement l’aiguille avec une pression constante sur la seringue remplie de liquide.
  8. Une fois qu’une perte de résistance est ressentie comme preuve de la position péridurale, réintroduisez l’aiguille d’incrustation et introduisez l’aiguille 2 à 3 mm plus loin pour percer la dure-mère et retirer l’aiguille d’incrustation.
  9. Vérifier la position intrathécale en dégoulinant rapidement de liqueur claire. Introduisez le drainage jusqu’à 20 cm de profondeur, fixez l’adaptateur Luer-lock et vérifiez la position en aspirant soigneusement la liqueur.
  10. Fixez soigneusement le drainage avec des sutures et connectez-le au système de drainage du liquide céphalo-rachidien.
  11. Exposez le crâne derrière l’oreille gauche et effectuez soigneusement une trépanation de la peau par trou de forage à l’aide d’un accessoire de forage de 6 mm.
  12. Introduisez une deuxième sonde laser Doppler directement dans le cerveau. Fixez soigneusement la sonde avec des sutures et testez la qualité du signal en la connectant au matériel et au logiciel désignés. Encore une fois, assurez-vous qu’il y a un signal stable avec une pulsabilité modérée.
  13. Déconnectez toutes les sondes, placez soigneusement l’animal en position couchée, en veillant à ce que la position de la sonde ne soit pas affectée. Assurez-vous qu’au moins 4 à 5 chercheurs effectuent cette manœuvre.
  14. Reconnectez les sondes et vérifiez à nouveau la qualité du signal.
  15. Connectez les canaux de sortie du matériel laser-Doppler à l’amplificateur et au matériel et logiciel d’acquisition synchronique pour enregistrer en outre le flux laser / Doppler simultanément avec des signaux macrohémodynamiques.
  16. Calibrez le flux par unité (PU) avec un étalonnage à 2 points.
    1. Appuyez sur Entrée pour ouvrir le menu et sélectionner le paramètre de sortie analogique.
    2. Utilisez le facteur de conversion affiché (5,0 V = 1000 PU) pour calibrer Flux avec un étalonnage à 2 points à utiliser avec le logiciel d’acquisition synchronique.
    3. Sélectionnez Retour pour revenir au menu précédent, puis sélectionnez Mesure pour poursuivre la mesure.
    4. Ouvrez le logiciel d’acquisition synchronique. Sélectionnez zéro toutes les entrées dans le menu Configuration. Connectez toutes les entrées avec les appareils et les sondes utilisés.
    5. Effectuez un étalonnage à 2 points pour Flux en cliquant sur le menu déroulant du canal Flux. Sélectionnez Étalonnage à 2 points. Définissez la conversion des unités sur on et sélectionnez BPU comme unités. Pour le point 1, réglez 0 V sur 0 BPU. Pour le point 2, réglez 5,0 V sur 1000 BPU. Sélectionnez des unités définies pour toutes les nouvelles données. Appuyez sur OK pour fermer le menu.
  17. Commencer le drainage continu du liquide céphalo-rachidien avec une pression cible de 10 mmHg et un volume de drainage de 20 mL·h-1.

3. Placement du cathéter

  1. Exposez les deux artères fémorales.
  2. Ligaturez la partie distale de l’artère fémorale droite, obstruez temporairement la lumière proximale de l’artère à l’aide d’une boucle vasculaire, effectuez une coupe de 2 mm du vaisseau à l’aide d’un ciseau de Potts et introduisez le fil guide.
  3. Introduisez davantage le fil de guidage, en assurant une insertion sans résistance et en évitant tout pliage du fil; introduire le cathéter sur le fil.
  4. Fixez le cathéter avec des sutures.
  5. Assurer une position correcte par aspiration du sang artériel vérifié avec l’analyse des gaz sanguins et la mesure du signal artériel après une connexion appropriée à la pression artérielle et une surveillance trans-cardiopulmonaire matérielle et logicielle.
  6. Placez une sonde de débit de 5 mm sur l’artère fémorale gauche et testez la qualité du signal en le connectant au débitmètre.
  7. Fermez les deux aines avec des sutures.
  8. Exposez l’artère carotide droite ainsi que la veine jugulaire interne droite pour la mise en place de 8 gaines introductrices Fr.
  9. Pour la mise en place du cathéter, procéder de la même manière que celle décrite aux points 3.2-3.4.
  10. Connectez la lumière latérale de la gaine introductrice de l’artère carotide au matériel de surveillance de la pression de base et de thermodilution pulmonaire pour la mesure de la pression artérielle.
  11. Introduisez un cathéter à pointe de pression dans l’aorte ascendante et vérifiez la position par connexion à l’amplificateur et au matériel et au logiciel d’acquisition synchronique.
  12. Placez un cathéter artériel pulmonaire Swan-Ganz via la gaine veineuse dans l’artère pulmonaire en gonflant le ballon avec de l’air à 20 cm de profondeur et en l’insérant doucement jusqu’à ce qu’une pression de coin soit visible dans la courbe hémodynamique. Dégonflez le ballonnet et tirez le cathéter vers l’arrière de 2 cm. Assurer une qualité de signal satisfaisante de la pression artérielle pulmonaire. Connectez les thermistances au matériel de surveillance de la pression de base et de thermodilution pulmonaire.
  13. Utilisez le guidage échographique pour la mise en place percutanée d’un cathéter veineux central de 12 Fr. 5-Lumen pour l’administration de médicaments et la mesure de la pression veineuse centrale dans la veine jugulaire droite externe. Utilisez l’approche en 6 étapes pour le placementéchographique 38
  14. Connectez la lumière distale du cathéter à la pression artérielle et à la surveillance trans-cardiopulmonaire matérielle et logicielle. Remplacez tous les médicaments et les perfusions par le cathéter veineux central. Utilisez une lumière différente pour les analgésiques, les fluides et les catécholamines, et épargnez la grande lumière pour l’administration de colloïdes pendant les étapes de chargement du volume.

4. Préparation chirurgicale

  1. Effectuez une mini-laparotomie, mobilisez la vessie, insérez un cathéter de Foley pour le drainage de l’urine, gonflez le ballon avec une solution saline et fixez le cathéter avec des sutures de poche.
  2. Connectez le cathéter à un sac de collecte d’urine affichant la quantité d’urine en mL.
  3. Augmenter leFiO2 à 1,0 et réadministrer 0,1 mg·kg-1 pancuronium par voie intraveineuse.
  4. Effectuer une sternotomie médiane en utilisant l’électrocautérisation pour se préparer jusqu’au sternum. Disséquez doucement le sternum des tissus environnants. Effectuer le placement rétrosternal d’une compresse pour prévenir les blessures.
  5. Arrêtez la ventilation et divisez l’os avec une scie oscillante. Poursuivre la ventilation et réduire le FiO2 à 0,3. Utilisez l’électrocautérisation pour réduire les saignements et scellez le sternum avec de la cire osseuse.
  6. Mobilisez soigneusement l’apex du poumon gauche et divisez la partie latérale gauche du diaphragme pour faciliter l’exposition chirurgicale.
  7. Exposer l’aorte descendante proximale au tronc cœliaque par une rétraction douce du poumon gauche, en assurant une ventilation non perturbée et en évitant un traumatisme au poumon gauche (Figure 2A) et diviser le tissu environnant (Figure 2B). Administrer 7 mL·kg-1 colloïde hydroxyéthylamidon si une stabilisation hémodynamique est nécessaire.
  8. Placez une prise autour de l’aorte descendante pour assurer une exposition adéquate(Figure 2C).
  9. Fixez une sonde d’écoulement autour de l’aorte thoracique descendante (Figure 2D). Assurez la bonne qualité du signal en connectant le module de flux et en acquérant du matériel et des logiciels d’acquisition synchronique. Utilisez du gel de contact pour améliorer la qualité du signal si nécessaire.
  10. Fixez une boucle de vaisseau autour de l’aorte descendante, distale à la sonde d’écoulement pour marquer la zone de serrage croisé aortique.

5. Évaluation et acquisition de données

  1. Zéro tous les cathéters et cathéters de niveau utilisant des lignes remplies de liquide placées au niveau auriculaire droit.
  2. Placez des électrodes ECG à aiguille et connectez-les au matériel et au logiciel d’acquisition synchronique.
  3. L’évaluation de la thermodilution trans-cardiopulmonaire ainsi que les mesures du débit et de la pression aortiques ont déjà été décrites 34.
  4. Pour la mesure du débit cardiaque à l’aide de la thermodilution de l’artère pulmonaire, effectuez 3 injections avec 10 mL de solution saline froide et notez la valeur moyenne affichée par le matériel de surveillance de base.
  5. Démarrez le logiciel laser-Doppler en appuyant simplement sur Démarrer, et définissez une marque pour chaque étape de mesure en étiquetant soigneusement les étapes comme M0 à M5.

6. Protocole expérimental

  1. Effectuer des mesures de référence (M0).
  2. Effectuer l’optimisation hémodynamique à l’aide d’étapes de charge volumique de 7 mL·kg-1 colloïde hydroxyéthylamidon. Effectuez chaque étape de charge volumique sur 5 min à l’aide de perfusions sous pression. Après avoir terminé chaque étape de chargement du volume, prévoyez 5 minutes pour l’équilibrage. Commencez la charge volumique jusqu’à ce que l’augmentation du débit cardiaque soit <15%.
  3. Répéter les mesures (M1) après la fin de l’optimisation hémodynamique.
  4. Induire une ischémie/reperfusion pendant un total de 48 min de serrage croisé aortique supra-coeliaque en plaçant une pince aortique à la zone marquée.
  5. Appliquez un serrage aortique dans l’ordre croissant de 1, 2, 5, 10 et 30 minutes pour améliorer la survie des animaux pendant le protocole d’étude.
  6. Poursuivre le serrage aortique après chaque intervalle après un maximum de 5 minutes ou après la normalisation du flux de l’artère fémorale.
  7. Effectuer une occlusion manuelle de la veine cave inférieure pour éviter les augmentations de la pression artérielle de > 100 mmHg de pression artérielle moyenne.
  8. Administrer des injections en bolus de noradrénaline ou d’épinéphrine pendant la phase de serrage, si nécessaire, pour éviter une diminution de la pression artérielle moyenne inférieure à 40 mmHg.
  9. Répétez les mesures à la fin de l’intervalle de serrage de 30 minutes avant la reperfusion (M2).
  10. Ouvrez progressivement la pince pour assurer la stabilité hémodynamique. Fermez la pince si la pression artérielle baisse trop rapidement et permettez la stabilisation.
  11. Administrer 7mL·kg-1 de colloïdes d’hydroxyéthylamidon ainsi que des injections supplémentaires en bolus de 10-20 μg de noradrénaline et/ou d’épinéphrine pour la stabilisation. Administrer 2 mL kg-1 de bicarbonate de sodium à 8,4 % si le pH descend en dessous de 7,1%. Assurer un ajustement approprié de la fréquence respiratoire pour assurer la normocapnie.
  12. Répéter les mesures 1 h après la reperfusion (M3).
  13. Répétez l’optimisation hémodynamique comme décrit au point 6.2 et répétez les mesures (M4).
  14. Effectuer les mesures finales 4,5 h après l’induction de l’ischémie/reperfusion (M5).

7. Euthanasie

  1. Administrer 40 mmol de chlorure de potassium par voie intraveineuse pour l’euthanasie afin d’induire une fibrillation ventriculaire et de l’asystole.
  2. Mettre fin à la ventilation et retirer tous les cathéters.

8. Prélèvement d’organes

  1. Placez l’animal dans une position couchée et retirez les sondes à aiguilles ainsi que le drainage.
  2. Exposez la colonne vertébrale par incision cutanée et enlèvement du tissu musculaire à l’aide d’un scalpel et d’une pince.
  3. Utilisez une scie oscillante pour diviser l’arc vertébral paramédian des deux côtés et retirez la partie dorsale de l’os vertébral en déplaçant soigneusement le processus épineux latéralement pour desserrer les connexions restantes.
  4. Utilisez une pince pour soulever soigneusement la moelle épinière des extrémités caudales aux extrémités crâniennes, et utilisez un scalpel pour couper les nerfs spinaux afin d’enlever la moelle épinière.
  5. Stocker la moelle épinière dans 4% de formol jusqu’à une utilisation ultérieure pour l’évaluation histopathologique ou la quantification de la microsphère.

9. Analyse statistique

  1. Utilisez un logiciel statistique.
  2. Assurer la distribution normale en inspectant les histogrammes et les variables log-transform si nécessaire.
  3. Soumettre les variables dépendantes - flux de la moelle épinière, débit cardiaque, fréquence cardiaque, volume de l’AVC, pression artérielle systolique, pression artérielle moyenne, pression artérielle diastolique, pression veineuse centrale, résistance vasculaire systémique - ainsi que la microperfusion de la moelle épinière supérieure et inférieure évaluée avec des microsphères fluorescentes si désiré - à des analyses générales linéaires mixtes, en utilisant la routine GENLINMIXED pour des données continues avec une fonction de liaison d’identité.
  4. Utilisez les ajustements de base.
  5. Spécifiez des modèles à effets fixes pour la ligne de base variable et le point de mesure. Considérez le point de mesure comme des mesures répétées chez les animaux.
  6. Indiquez les valeurs p des effets fixes pour le point de mesure de chaque paramètre.
  7. Pour l’analyse de la microsphère fluorescente de la moelle épinière, utilisez la région (moelle épinière inférieure, moelle épinière supérieure) en plus comme effet fixe et interaction entre la région et le point de mesure pour évaluer les interactions entre les régions et le point de mesure, et signaler les valeurs p des effets fixes pour l’interaction.
  8. Calculer les moyennes marginales ajustées de base avec un intervalle de confiance (IC) de 95 % pour toutes les variables dépendantes aux points de mesure M1 à M5, suivies de comparaisons par paires via des tests de différences les moins significatives.
  9. Exprimer les variables en moyenne (IC à 95 %). Exprimer le poids de l’animal en tant que moyenne ± écart-type.
  10. Présentez des valeurs p non ajustées.

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Résultats

Les six animaux ont survécu jusqu’à l’achèvement du protocole. Le poids de l’animal était de 48,2 ± 2,9 kg; cinq animaux étaient des mâles et un animal était des femelles. L’insertion de la sonde de l’aiguille de la moelle épinière ainsi que la mesure du flux de la moelle épinière étaient réalisables chez tous les animaux.

Des exemples d’enregistrements microcirculatoires de la moelle épinière en temps réel en combinaison avec d...

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Discussion

Le LM induit par l’ischémie de la moelle épinière est une complication majeure de la réparation de l’aorte avec un impact considérable sur le résultat du patient1,2,3,4, 10,11,12. Les thérapies ciblées par microcirculation pour prévenir et traiter les lésions médullaires sont les plus promet...

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Déclarations de divulgation

Constantin J.C. Trepte a reçu un prix honorifique pour les conférences de Maquet. Tous les autres auteurs ne déclarent aucun conflit d’intérêts. Cette étude a été soutenue par la Bourse de démarrage de jeune chercheur 2018 de la Société européenne d’anesthésiologie.

Remerciements

Les auteurs tiennent à remercier Lena Brix, V.M.D, Institut de recherche animale, École de médecine de Hanovre, ainsi que Mme Jutta Dammann, Facility of Research Animal Care, Centre médical universitaire de Hambourg-Eppendorf, Allemagne, pour avoir fourni des soins préopératoires et périopératoires aux animaux et leur assistance technique sur la manipulation des animaux. Les auteurs tiennent également à remercier le Dr Daniel Manzoni, Département de chirurgie vasculaire, Hôpital Kirchberg, Luxembourg, pour son assistance technique.

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Débitmètre CardioMedMedistim AS, Oslo, NorvègeCM4000Débitmètre pour sonde de débit Artère fémorale
Sonde de débit CardioMed, 5mmMedistim AS, Oslo, NorvègePS100051Sonde de
débit Sonde de densité de l’artère fémorale,  ;Transonic Systems Inc., Ithaca, NY, États-UnisMA16PAUFlow-Probe Aorta
16 mm liners
DIVA Sevoflurane VaporDrä ; ger Médical, Lü ; beck, AllemagneVapor
Hotline Niveau 1 Chauffe-fluideSmiths Medical Germany GmbH, Grasbrunn, AllemagneHL-90-DE-230Chauffe-fluide
Infinity DeltaDrä ; ger Médical, Lü ; beck, AllemagneMatériel de surveillance de base
Infinity HemoDrä ; ger Médical, Lü ; beck, AllemagneMatériel de surveillance de base de la pression et de la thermodilution pulmonaire LabChart
ProADInstruments Ltd., Oxford, Royaume-Univ8.1.16Logiciel synchronique de Doppler laser, de pression artérielle, d’ECG et d’acquisition du flux sanguin
LiquoGuard 7Mö ; ller Medical GmbH, Fulda, AllemagneSystème de drainage du liquide céphalo-rachidien
Millar Cathéter de pression à micro-pointe (5F, Simple, Courbé, 120cm, PU/WD)ADInstruments Ltd., Oxford, Royaume-UniSPR-350Cathéter à embout de pression Aorta
moor VMS LDFmoor Instruments, Devon, Royaume-UniDésigné Laser-Doppler Hardware
moor VMS Research Softwaremoor Instruments, Devon, Royaume-UniLogiciel Laser-Doppler désigné
Module de flux périvasculaireTransonic Systems Inc., Ithaca, NY, États-Unis TS420Module de débit pour sonde de débit Aorta
PiCCO 2, Science VersionGetinge AB, Gö ; teborg, Suèdev. 6.0Pression artérielle et surveillance transcardiopulmonaire Matériel et logiciel
PiCCO 5 Fr. 20cmGetinge AB, Gö ; teborg, SuèdeLigne artérielle à pointe de thermistance  ;
PowerLabADInstruments Ltd., Oxford, Royaume-UniPL 3516Laser-Doppler synchronique, pression artérielle, ECG et matériel d’acquisition du flux sanguin
QuadBridgeAmpADInstruments Ltd., Oxford, Royaume-UniFE 224Amplificateur de pont à quatre canaux pour laser-Doppler et acquisition invasive de la pression artérielle
SilverlineSpiegelberg, Hambourg, AllemagneELD33.010.02Drainage
du liquide céphalo-rachidienProgiciel statistique SPSS  ;IBM SPSS Statistics Inc., Armonk, New York, États-Unisc. 27Statistical Software
Système de réchauffement TwinwarmMoeck & Moeck GmbH, Hambourg, Allemagne12TW921DESystème de réchauffement
Universal II Couverture chauffanteMoeck & Moeck GmbH, Hambourg, Allemagne906Couverture chauffante
VP 3 Sonde, longueur 8 mm (fabriquée individuellement)moor Instruments, Devon, Royaume-UniSonde laser-Doppler
ZeusDrä ; ger Médical, Lü ; beck, AllemagneAppareil d’anesthésie

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