Method Article

Capture de composés organiques volatils microbiens produits activement à partir d’échantillons associés à l’homme avec extraction par sorbant assistée par vide

DOI:

10.3791/62547

⸱

June 1st, 2022

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Molecular Biology and Biochemistry, University of California Irvine, 2Department of Ecology and Evolutionary Biology, University of California Irvine, 3Entech Instruments Inc.

In This Article

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ce protocole décrit l’extraction de composés organiques volatils à partir d’un échantillon biologique avec la méthode d’extraction par sorbant assistée par vide, la chromatographie en phase gazeuse couplée à la spectrométrie de masse à l’aide du rail de préparation d’échantillon Entech et l’analyse des données. Il décrit également la culture d’échantillons biologiques et le sondage d’isotopes stables.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Les composés organiques volatils (COV) provenant d’échantillons biologiques ont des origines inconnues. Les COV peuvent provenir de l’hôte ou de différents organismes de la communauté microbienne de l’hôte. Pour démêler l’origine des COV microbiens, une analyse de l’espace de tête volatile de monocultures et co-cultures bactériennes de Staphylococcus aureus, Pseudomonas aeruginosa et Acinetobacter baumannii, et un sondage d’isotopes stables dans des échantillons biologiques d’excréments, de salive, d’eaux usées et d’expectorations ont été effectués. Des monocultures et des co-cultures ont été utilisées pour identifier la production volatile d’espèces bactériennes individuelles ou en combinaison avec des sondages isotopiques stables pour identifier le métabolisme actif des microbes à partir des échantillons biologiques.

L’extraction par sorbant assistée par vide (VASE) a été utilisée pour extraire les COV. VASE est une méthode d’extraction de l’espace de tête facile à utiliser, commercialisée et sans solvant pour les composés semi-volatils et volatils. Le manque de solvants et les conditions de quasi-vide utilisées lors de l’extraction rendent le développement d’une méthode relativement facile et rapide par rapport à d’autres options d’extraction telles que la tert-butylation et la microextraction en phase solide. Le flux de travail décrit ici a été utilisé pour identifier des signatures volatiles spécifiques provenant de monocultures et de cocultures. De plus, l’analyse du sondage isotopique stable des échantillons biologiques associés à l’homme a permis d’identifier des COV qui étaient produits de manière courante ou unique. Cet article présente le flux de travail général et les considérations expérimentales de VASE en conjonction avec le sondage isotopique stable de cultures microbiennes vivantes.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Les composés organiques volatils (COV) sont très prometteurs pour la détection et l’identification bactériennes, car ils sont émis par tous les organismes et différents microbes ont des signatures COV uniques. Les molécules volatiles ont été utilisées comme mesure non invasive pour détecter diverses infections respiratoires, y compris la maladie pulmonaire obstructive chronique1, la tuberculose2 dans l’urine3 et la pneumonie associée au ventilateur4, en plus de distinguer les sujets atteints de mucoviscidose (FK) des sujets témoins sains 5,6. Des signatures volatiles ont même été utilisées pour distinguer des infections pathogènes spécifiques dans la mucoviscidose (Staphylococcus aureus7, Pseudomonas aeruginosa 8,9 et S. aureus vs. P. aeruginosa10). Cependant, avec la complexité de tels échantillons biologiques, il est souvent difficile d’identifier la source de COV spécifiques.

Une stratégie pour démêler les profils volatils de plusieurs microbes infectieux consiste à effectuer une analyse de l’espace de tête des micro-organismes en monoculture et en co-culture11. L’analyse de l’espace de tête examine les analytes émis dans l'« espace de tête » au-dessus d’un échantillon plutôt que ceux incorporés dans l’échantillon lui-même. Les métabolites microbiens ont souvent été caractérisés en monoculture en raison de la difficulté de déterminer l’origine des métabolites microbiens dans des échantillons cliniques complexes. En profilant les substances volatiles provenant de monocultures bactériennes, les types de substances volatiles qu’un microbe produit in vitro peuvent représenter une base de référence de son répertoire de substances volatiles. La combinaison de cultures bactériennes, par exemple la création de co-cultures, et le profilage des molécules volatiles produites peuvent révéler les interactions ou l’alimentation croisée entre les bactéries12.

Une autre stratégie pour identifier l’origine microbienne des molécules volatiles consiste à fournir une source de nutriments marquée avec un isotope stable. Les isotopes stables sont des formes naturelles et non radioactives d’atomes avec un nombre différent de neutrons. Dans une stratégie utilisée depuis le début des années 1930 pour tracer le métabolisme actif chez les animaux13, le micro-organisme se nourrit de la source de nutriments marquée et incorpore l’isotope stable dans ses voies métaboliques. Plus récemment, un isotope stable sous forme d’eau lourde (D2O) a été utilisé pour identifier S. aureus métaboliquement actif dans un échantillon clinique d’expectorations de FK14. Dans un autre exemple, 13glucose marqué C ont été utilisés pour démontrer l’alimentation croisée de métabolites entre les isolats cliniques de M. aeruginosa et Rothia mucilaginosa12 .

Avec l’avancement des techniques de spectrométrie de masse, les méthodes de détection des indices volatils sont passées d’observations qualitatives à des mesures plus quantitatives. En utilisant la spectrométrie de masse par chromatographie en phase gazeuse (GC-MS), le traitement des échantillons biologiques est devenu à la portée de la plupart des laboratoires ou des milieux cliniques. De nombreuses méthodes d’étude des molécules volatiles ont été utilisées pour profiler des échantillons tels que des aliments, des cultures bactériennes et d’autres échantillons biologiques, ainsi que de l’air et de l’eau pour détecter la contamination. Cependant, plusieurs méthodes courantes d’échantillonnage volatil à haut débit nécessitent un solvant et ne sont pas réalisées avec les avantages fournis par l’extraction sous vide. En outre, des volumes ou des quantités plus importants (supérieurs à 0,5 mL) de matériaux échantillonnés sont souvent nécessaires pour l’analyse 15,16,17,18,19, bien que cela soit spécifique au substrat et nécessite une optimisation pour chaque type d’échantillon et méthode.

Ici, l’extraction par sorbant assistée par vide (VASE) suivie d’une désorption thermique sur un GC-MS a été utilisée pour étudier les profils volatils des monocultures et co-cultures bactériennes et identifier les volatiles produits activement avec des échantillons d’isotopes stables provenant d’échantillons d’excréments humains, de salive, d’eaux usées et d’expectorations (Figure 1). Avec des quantités d’échantillons limitées, les COV ont été extraits d’aussi peu que 15 μL d’expectorations. Les expériences de sondage isotopique avec des échantillons humains ont nécessité l’ajout d’une source d’isotopes stables, tels que le glucose 13C, et de milieux pour cultiver la croissance de la communauté microbienne. La production active de substances volatiles a été identifiée comme une molécule plus lourde par GC-MS. L’extraction de molécules volatiles sous vide statique a permis la détection de molécules volatiles avec une sensibilité accrue 20,21,22.

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Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. Pen absorbant d’espace de tête (HSP) et considérations d’analyse d’échantillons

REMARQUE: Le HSP contenant le sorbant Tenax TA a été sélectionné pour capturer un large éventail de volatiles. Tenax a une affinité plus faible pour l’eau par rapport à d’autres sorbants, ce qui lui permet de piéger plus de COV à partir d’échantillons plus humides. Tenax a également un faible niveau d’impuretés et peut être conditionné pour la réutilisation. Le choix du sorbant a également été effectué en tenant compte de la colonne installée dans le GC-MS (voir le tableau des matériaux).

  1. Générez des contrôles négatifs en extrayant des supports et/ou des blancs d’échantillons dans les mêmes conditions que celles utilisées pour l’extraction d’échantillons.
  2. Analyser un PSH vierge (précédemment confirmé comme étant propre et exempt de fond important) sur le GC-MS avant d’analyser les échantillons extraits. Exécuter des blancs entre les types d’échantillons (p. ex., trois réplicats de monoculture bactérienne, blanc, trois réplicats de co-culture bactérienne, blanc, etc.).
  3. Limitez l’utilisation d’articles de soins personnels parfumés ou la consommation d’aliments malodorants avant l’extraction et l’analyse des échantillons. Idéalement, préparez les échantillons dans une hotte de biosécurité qui n’a pas été nettoyée par de l’alcool ou d’autres nettoyants volatils pendant au moins 30 minutes. Activez le flux d’air dans la hotte de biosécurité pendant 30 à 60 minutes avant la préparation de l’échantillon.
  4. Conservez les échantillons sur la glace pour limiter les rejets volatils pendant la préparation des échantillons.

2. Préparation de la monoculture et de la co-culture

  1. Dans le capot de biosécurité, inoculer des cultures d’A. baumannii, de S. aureus et de P. aeruginosa dans les milieux de croissance de Todd Hewitt. Incuber toute la nuit à 37 °C avec une agitation de 200 tr/min.
  2. Après l’incubation pendant la nuit, effectuer la manipulation de la culture dans la hotte de biosécurité. Diluer chaque culture à une densité optique de 0,05 à 500 nm.
  3. Mélanger les cocultures à parts égales et pipeter 200 μL de milieu de contrôle, de monoculture ou de co-culture dans chaque puits d’une plaque de 96 puits, et placer dans un incubateur à 37 °C pendant 24 h. Préparez une deuxième assiette pour une incubation de 48 heures.
  4. À la fin de la période d’incubation, préparer les échantillons pour l’extraction à la section 4. Pipette des cultures liquides dans des tubes de microcentrifugation et les stocker à -80 °C.
    REMARQUE: À ce stade, les échantillons peuvent être stockés à -80 ° C pour être extraits plus tard si nécessaire.

3. Sondage d’isotopes stables dans la préparation d’échantillons biologiques

REMARQUE: Les échantillons d’excréments et de salive ont été donnés par des donneurs anonymes avec l’approbation du Conseil d’examen institutionnel de l’Université de Californie à Irvine (HS # 2017-3867). Les eaux usées provenaient de San Diego, en Californie. Les échantillons d’expectorations ont été prélevés sur des sujets atteints de mucoviscidose dans le cadre d’une étude plus vaste approuvée par le Conseil d’examen institutionnel de la faculté de médecine de l’Université du Michigan (HUM00037056).

  1. Effectuer toutes les préparations d’échantillons biologiques dans la hotte de biosécurité.
    1. Pour préparer des échantillons fécaux, ajouter 1 mL d’eau désionisée à 100 mg de matières fécales dans un tube de microcentrifugation de 1,5 mL et vortex pendant 3 min. Placer sur la glace lorsqu’il n’est pas utilisé.
      1. À 15 μL de mélange fécal et d’eau, ajouter 485 μL de milieu d’infusion cardiaque cérébrale (BHI) avec 20 mM 13C de glucose, ou BHI avec 30% de deutérium (D2O). S’assurer que le volume final de l’échantillon est de 500 μL. Préparer les échantillons en trois exemplaires techniques.
    2. Pour préparer des échantillons d’eaux usées, ajouter 500 μL d’eaux usées à 500 μL de BHI avec 20 mM 13C de glucose ou de BHI avec 30% D2O pour un volume total de 1 mL. Préparez les échantillons en trois exemplaires. Placer sur la glace lorsqu’il n’est pas utilisé.
    3. Pour préparer des échantillons de salive, ajouter 50 μL de salive à 500 μL de BHI avec 20 mM 13C de glucose ou de BHI avec 30% D2O pour un volume total de 550 μL. Préparer les échantillons en triple. Placer sur la glace lorsqu’il n’est pas utilisé.
    4. Pour préparer des échantillons d’expectorations afin de comparer les substances volatiles présentes dans l’échantillon avant et après la culture, effectuez une première extraction avec 15 μL d’expectorations. Préparez les échantillons en trois exemplaires. Placer sur la glace lorsqu’il n’est pas utilisé. Passer à la section 4 pour l’extraction de l’échantillon et extraire pendant 18 h à 37 °C avec une agitation de 200 tr/min.
    5. Après l’achèvement de la première extraction des échantillons d’expectorations non cultivés, conservez les flacons avec des expectorations. Ajouter 500 μL de BHI avec 20 mM 13C de glucose aux flacons avec expectorations à partir de 3.5.1. Placer sur la glace lorsqu’il n’est pas utilisé.
  2. Passez à la section 4 pour l’extraction de l’échantillon.

4. Extraction d’échantillons

  1. Placer les flacons vides d’analyse organique volatile (VOA) (20 mL) sur la plaque froide et placer la plaque froide sur de la glace dans la hotte de biosécurité.
  2. Allumez l’unité d’extraction du stylo sorbant 5600 (SPEU) et ajustez-la à la température souhaitée selon les besoins pour chaque méthode.
    REMARQUE: Pour les expériences de sondage d’isotopes stables à 37 ° C, l’atteinte du point de consigne peut prendre jusqu’à 15 minutes. Pour les expériences de monoculture et de co-culture à 70 °C, atteindre le point de consigne peut prendre jusqu’à 60 min.
  3. Prélever des HSP propres qui sont égaux au nombre d’échantillons préparés, y compris les HSP pour les contrôles de milieux ou d’échantillons.
  4. Étiquetez les flacons VOA de 20 mL en fonction des échantillons, des répliques et des ID HSP au besoin. Utilisez un marqueur qui résiste à l’eau au cas où de la condensation se formerait à l’extérieur du flacon sur la glace.
  5. À l’intérieur de la hotte de biosécurité, dévissez le capuchon blanc du flacon, pipetez rapidement l’échantillon dans le flacon et assemblez le capuchon noir, la doublure du couvercle et le HSP.
    REMARQUE : Les échantillons ne doivent pas entrer en contact avec le PSS, et le volume de l’échantillon dépendra du type d’échantillon.
  6. Replacez le flacon contenant l’échantillon et le HSP sur la plaque froide.
  7. Répétez les étapes 4.5 et 4.6 pour chaque échantillon. Effectuez ces étapes par échantillon au lieu de toutes en même temps pour éviter le réchauffement de l’échantillon et, par conséquent, la libération prématurée de substances volatiles.
  8. Une fois que tous les échantillons ont été préparés dans les flacons en verre, effectuez les étapes suivantes à l’extérieur de la hotte de biosécurité sur le banc. Allumez la pompe à vide, placez les flacons sous vide à 30 mmHg et retirez la source de vide.
    REMARQUE: Les flacons n’ont pas besoin d’être sur le plateau froid une fois l’application sous vide terminée.
  9. Vérifiez la pression après avoir placé tous les échantillons sous vide à l’aide du manomètre. Si un flacon a une fuite, assurez-vous que le bouchon est bien vissé et que les joints toriques blancs du HSP et des doublures de couvercle sont correctement en place.
    REMARQUE: Un joint compromis peut entraîner une diminution de la détection de volatile par rapport à un flacon sous vide.
  10. Placez les flacons dans le SPEU pour un temps et une température optimisés avec agitation à 200 tr/min. Extraire les cultures pendant 1 h à 70 °C. Extraire des expériences de sondage d’isotopes stables avec des échantillons de matières fécales, d’eaux usées, de salive et d’expectorations pendant 18 h à 37 °C.
  11. Placer la plaque froide à -80 °C pour l’utiliser une fois la période d’extraction terminée.
  12. Une fois l’extraction terminée, placez les échantillons sur la plaque froide pendant 15 minutes pour extraire la vapeur d’eau du HSP et de l’espace de tête du flacon.
  13. Transférez les HSP dans leurs manches.
    REMARQUE: L’expérience peut être suspendue ici jusqu’à ~ 1 semaine à température ambiante avant de perdre les composés les plus volatils des HSP.

5. Analyser des échantillons sur la chromatographie en phase gazeuse - spectromètre de masse (GC-MS)

  1. Utilisez les paramètres GC-MS suivants (voir la table des matériaux) : 35 °C avec une cale de 5 min, une rampe de 10 °C/min à 170 °C et une rampe de 15 °C/min à 230 °C avec un rapport de fractionnement de 20:1 et une durée d’exécution totale de 38 min.
  2. Réglez la méthode de désorption comme suit: 2 min, préchauffage à 70 °C; 2 min 260 °C de désorption; 34 min, cuisson à 260 °C; et 2 min, 70 °C après la cuisson.
  3. Configurez la séquence d’échantillons et démarrez l’exécution en fonction de l’instrumentation.
    1. Pour configurer une séquence sur le logiciel Entech, ouvrez le programme. Dans les options à droite du menu déroulant de l’instrument, sélectionnez 5800 | Séquence.
    2. Observez la table de séquences du logiciel Entech similaire à celle du logiciel GC-MS. Nommez la colonne ID de l’exemple en fonction du numéro de date_vial actuel. Gardez à l’esprit que Name est analogue à Name dans le tableau de séquence GC-MS et que la méthode 5800 détermine le taux de rampe de température, les temps de maintien, etc. (ouvre un menu pour sélectionner la méthode générée à l’étape 5.2).
    3. Gardez à l’esprit que les colonnes Plateau et Position déterminent où le rail de préparation des échantillons (SPR) ira chercher les HSP.
      1. Observez les deux plateaux de 30 points chacun à gauche immédiate, disposés en six colonnes de cinq points chacun. La position du plateau qui est la plus à gauche et la plus proche de l’utilisateur (avant) est la position 1, tandis que la position la plus à droite, la plus éloignée est la position 30.
      2. Notez que ces plateaux sont HSP A ou B, où HSP B est le plateau le plus proche du SPR (plateau le plus interne), et directement derrière HSP B est HSP Blank. Placez les échantillons extraits dans les plateaux et sélectionnez l’endroit de la séquence en conséquence.
    4. Enregistrez la table de séquences, sélectionnez Exécuter sur le côté gauche, puis Démarrer avec un blanc dans le désorbeur si le HSP vide se trouve dans le désorbeur (indiqué par un HSP marqué par une étiquette jaune).
  4. Notez que les HSP seront gérés par le SPR pour chaque échantillon de la séquence. Laissez le SPR se réchauffer, puis un message apparaîtra en haut de l’écran pour confirmer si le blanc est dans le désorbeur. Cliquez sur Ignorer pour confirmer que le stylo est là. Autorisez le SPR à exécuter tous les échantillons automatiquement, et la séquence du côté GC-MS enregistrera automatiquement les données dans des fichiers séparés.

6. Analyse des données

  1. Données de filtre de qualité sur le logiciel GC-MS (Table des matériaux).
    1. Passez en revue chaque pic sur le chromatogramme et annotez les pics qui correspondent à la bibliothèque du National Institute of Standards & Technology (NIST) (ou à une autre bibliothèque disponible).
    2. Ajoutez des pics de chromatogramme annotés à la méthode de traitement. Définissez les critères de sélection des pics pour inclure les composés ayant une probabilité supérieure à 75% et assurez-vous que l’alignement de chaque ion d’identification du composé se trouve au centre du pic.
      1. Pour ajouter une crête à la méthode de traitement, sélectionnez Calibrer | Modifier les | composés Nom | insérer le composé sous Composé standard externe. Ajoutez le nom du composé, le temps de rétention, l’ion cible du signal quantitatif. Ajoutez les trois plus grands sommets. Pour enregistrer, sélectionnez OK | Méthode | Enregistrer.
    3. Une fois la méthode de processus configurée, passez à Quantitate | Calculer et afficher | QEdit Quant Result.
    4. Inspectez chaque composé pour vous assurer que les pics correspondent à leurs temps de rétention prévus et sont au-dessus du bruit de fond.
    5. Une fois QEdit terminé, sélectionnez Quitter | Oui pour enregistrer les QEdits et revenir au chromatogramme principal. Exportez les intégrations de zone en ouvrant le fichier sur le côté gauche. Sélectionner la | de quantité Générer un rapport.
    6. Pour exporter des fichiers à utiliser dans DExSI, sélectionnez Fichier | Exporter des données au format AIA | Créez un nouveau répertoire et sélectionnez un emplacement pour le fichier ou Utilisez le répertoire existant.
    7. Observez une nouvelle fenêtre qui s’ouvre pour sélectionner les fichiers à exporter. Déplacez les fichiers vers le côté droit de la fenêtre et cliquez sur Traiter. Attendez quelques secondes à quelques minutes en fonction du nombre de fichiers convertis.
  2. Corriger l’abondance des isotopes dans DExSI conformément aux instructions du logiciel DExSI (https://github.com/DExSI/DExSI) et effectuer une analyse avec un logiciel ou un programme favori (par exemple, R). Les scripts utilisés pour générer les chiffres sont situés à https://github.com/joannlp/ VOC_SIP.

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Results

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Monocultures et co-cultures de S. aureus, P. aeruginosa et A. baumannii
Les monocultures et co-cultures étaient constituées des espèces bactériennes S. aureus, P. aeruginosa et A. baumannii. Ce sont des agents pathogènes opportunistes courants présents dans les plaies humaines et les infections chroniques. Pour identifier les molécules volatiles présentes dans les monocultu...

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Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Pour identifier la production volatile dans les cultures in vitro et les échantillons associés à l’homme, une analyse volatile des monocultures et co-cultures de P. aeruginosa, S. aureus et A. baumanii et un sondage isotopique stable de différents échantillons biologiques ont été effectués. Dans l’analyse des monocultures et co-cultures, les volatiles ont été détectés en effectuant une courte extraction pendant 1 h à 70 °C. L’analyse volatile des monocultures et des co-cultures a permis d’étud...

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Disclosures

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V. L. V et S. J.B. D. étaient d’anciens employés d’Entech Instruments Inc., et K. W. est membre du programme universitaire d’Entech. J. P., J. K. et C. I. R. n’ont aucun conflit d’intérêts à déclarer.

Acknowledgements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Nous remercions Heather Maughan et Linda M. Kalikin pour l’édition minutieuse de ce manuscrit. Ce travail a été soutenu par NIH NHLBI (subvention 5R01HL136647-04).

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Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
13C glucoseSigma-Aldrich389374-1G
Pompe à diaph 2 étagesEntech Instruments01-10-20030
Flacons VOA de 20 mLFisher Scientific5719110
24 mm Bouchons noirs avec trou, sans septumEntech Instruments01-39-76044Bmaintient la doublure du couvercle en place sur la bouteille
Doublure de flacon de 24 mm pour stylos absorbantsEntech InstrumentsSP-L024Spermet aux stylos de faire un joint sous vide au sommet du flacon
5600 Unité d’extraction du stylo absorbant (SPEU)Entech Instruments5600-SPES5600 Unité d’extraction du stylo absorbant -120 VAC
Plaques d’essai à 96 puitsGenesee25-224
Milieu de perfusion cerveau-cœur (BHI)Sigma-Aldrich53286-500G
ChemStation StofwareAgilent
DB-624 colonneAgilent122-1364E60 m, 0,25 mm de diamètre intérieur, épaisseur de film de 1,40 micron, en GC-MS
Oxyde de deutériumSigma-Aldrich151882-1L
Dexsi sofwareDexsi (open source)
GC-MS (7890A GC et 5975C inert XL MSD avec détecteur à trois axes)Agilent7890A GC et 5975C inerte XL MSD avec triple axe
HS-B01, 120VAEntech InstrumentsSP-HS-B01Articles pour l’extraction de l’espace de tête inclus dans le paquet
espace de tête (HSP) - viergeEntech InstrumentsSP-HS-0
Stylo absorbant pour espace de tête (HSP) Tenax TA (35/60 Mesh)Entech InstrumentsSP-HS-T3560
Tubes de microcentrifugation (2 mL)VWR53550-792
Joints toriquesEntech InstrumentsSP-OR-L024
Préparation des échantillons RailEntech Instruments
Stylo absorbant conditionneurthermique Entech Instruments3801-SPTC
Todd Hewitt (TH) médiaSigmaT1438-500G
Stylo absorbant pour

References

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Van Berkel, J. J. B. N., et al. A profile of volatile organic compounds in breath discriminates COPD patients from controls. Respiratory Medicine. 104 (4), 557-563 (2010).
  2. Nakhleh, M. K., et al. Detecting active pulmonary tuberculosis with a breath test using nanomaterial-based sensors. European Respiratory Journal. 43 (5), 1522-1525 (2014).
  3. Lim, S. H., et al. Rapid diagnosis of tuberculosis from analysis of urine volatile organic compounds. ACS Sensors. 1 (7), 852-856 (2016).
  4. Schnabel, R., et al. Analysis of volatile organic compounds in exhaled breath to diagnose ventilator-associated pneumonia. Scientific Reports. 5, 17179(2015).
  5. Paff, T., et al. Exhaled molecular profiles in the assessment of cystic fibrosis and primary ciliary dyskinesia. Journal of Cystic Fibrosis. 12 (5), 454-460 (2013).
  6. Robroeks, C. M. H. H. T., et al. Metabolomics of volatile organic compounds in cystic fibrosis patients and controls. Pediatric Research. 68 (1), 75-80 (2010).
  7. Neerincx, A. H., et al. Hydrogen cyanide emission in the lung by Staphylococcus aureus. European Respiratory Journal. 48 (2), 577-579 (2016).
  8. Goeminne, P. C., et al. Detection of Pseudomonas aeruginosa in sputum headspace through volatile organic compound analysis. Respiratory Research. 13, 87(2012).
  9. Joensen, O., et al. Exhaled breath analysis using Electronic Nose in cystic fibrosis and primary ciliary dyskinesia patients with chronic pulmonary infections. PLOS ONE. 9 (12), 115584(2014).
  10. Nasir, M., et al. Volatile molecules from bronchoalveolar lavage fluid can 'rule-in' Pseudomonas aeruginosa and 'rule-out' Staphylococcus aureus infections in cystic fibrosis patients. Scientific Reports. 8 (1), 826(2018).
  11. Tyc, O., Zweers, H., de Boer, W., Garbeva, P. Volatiles in inter-specific bacterial interactions. Frontiers in Microbiology. 6, 1412(2015).
  12. Gao, B., et al. Tracking polymicrobial metabolism in cystic fibrosis airways: Pseudomonas aeruginosa metabolism and physiology are influenced by Rothia mucilaginosa-derived metabolites. mSphere. 3 (2), 00151(2018).
  13. Schoenheimer, R., Rittenberg, D. Deuterium as an indicator in the study of intermediary metabolism. Science. 82 (2120), 156-157 (1935).
  14. Neubauer, C., et al. Refining the application of microbial lipids as tracers of Staphylococcus aureus growth rates in cystic fibrosis sputum. Journal of Bacteriology. 200 (24), 00365(2018).
  15. Cordell, R. L., Pandya, H., Hubbard, M., Turner, M. A., Monks, P. S. GC-MS analysis of ethanol and other volatile compounds in micro-volume blood samples-quantifying neonatal exposure. Analytical and Bioanalytical Chemistry. 405 (12), 4139-4147 (2013).
  16. Mayor, A. S. R. Optimisation of sample preparation for direct SPME-GC-MS analysis of murine and human faecal volatile organic compounds for metabolomic studies. Journal of Analytical & Bioanalytical Techniques. 5 (2), 184(2014).
  17. Camarasu, C. C. Headspace SPME method development for the analysis of volatile polar residual solvents by GC-MS. Journal of Pharmaceutical and Biomedical Analysis. 23 (1), 197-210 (2000).
  18. Charry-Parra, G., DeJesus-Echevarria, M., Perez, F. J. Beer volatile analysis: optimization of HS/SPME coupled to GC/MS/FID. Journal of Food Science. 76 (2), 205-211 (2011).
  19. Bicchi, C., Cordero, C., Liberto, E., Rubiolo, P., Sgorbini, B. Automated headspace solid-phase dynamic extraction to analyse the volatile fraction of food matrices. Journal of Chromatography A. 1024 (1), 217-226 (2004).
  20. Trujillo-Rodríguez, M. J., Anderson, J. L., Dunham, S. J. B., Noad, V. L., Cardin, D. B. Vacuum-assisted sorbent extraction: An analytical methodology for the determination of ultraviolet filters in environmental samples. Talanta. 208, 120390(2020).
  21. Mollamohammada, S., Hassan, A. A., Dahab, M. Immobilized algae-based treatment of herbicide-contaminated groundwater. Water Environment Research. 93 (2), 263-273 (2021).
  22. Psillakis, E. The effect of vacuum: an emerging experimental parameter to consider during headspace microextraction sampling. Analytical and Bioanalytical Chemistry. 412 (24), 5989-5997 (2020).
  23. Carmody, L. A., et al. The daily dynamics of cystic fibrosis airway microbiota during clinical stability and at exacerbation. Microbiome. 3, 12(2015).
  24. Carmody, L. A., et al. Fluctuations in airway bacterial communities associated with clinical states and disease stages in cystic fibrosis. PLOS ONE. 13 (3), 0194060(2018).
  25. Mahboubi, M. A., et al. Culture-based and culture-independent bacteriologic analysis of cystic fibrosis respiratory specimens. Journal of Clinical Microbiology. 54 (3), 613-619 (2016).

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