Article de méthode

In vivo Fonction de sous-ensembles différentiels de cellules dendritiques cutanées pour induire l’immunité Th17 dans l’infection intradermique à Candida albicans

DOI :

10.3791/62731

⸱

20 juillet 2021

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Dermatology, Severance Hospital, Cutaneous Biology Research Institute, Yonsei University College of Medicine, 2Brain Korea 21 FOUR Project for Medical Science, Yonsei University College of Medicine, 3Institute for Immunology and Immunological Diseases, Yonsei University College of Medicine

Dans cet article

Résumé

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ici, nous démontrons la fonction in vivo de sous-ensembles de cellules dendritiques cutanées dans l’immunité Th17 de l’infection cutanée profonde à Candida albicans .

Résumé

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

La peau est l’organe barrière le plus externe du corps, qui contient plusieurs types de cellules dendritiques (DC), un groupe de cellules présentatrices d’antigènes professionnelles. Lorsque la peau rencontre des agents pathogènes envahissants, différentes DC cutanées déclenchent une réponse immunitaire distincte des lymphocytes T pour protéger le corps. Parmi les agents pathogènes envahissants, l’infection fongique entraîne spécifiquement une réponse immunitaire protectrice productrice d’interleukine-17 Th17. Un protocole a été développé pour différencier efficacement les cellules Th17 par infection intradermique à Candida albicans afin d’étudier un sous-ensemble de DC cutanées responsables de l’induction de l’immunité Th17. La cytométrie en flux et les analyses de l’expression génique ont révélé une induction importante de la réponse immunitaire Th17 dans les ganglions lymphatiques drainants et la peau infectée. En utilisant des souches de souris appauvrissant les sous-ensembles de DC induits par la toxine diphtérique, les CD dermiques CD301b+ se sont avérés responsables de la différenciation optimale du Th17 dans ce modèle. Ainsi, ce protocole fournit une méthode précieuse pour étudier la fonction in vivo de sous-ensembles différentiels de DC cutanés afin de déterminer l’immunité Th17 contre les infections fongiques profondes de la peau.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

La peau est l’organe barrière le plus externe, qui protège le corps contre les agents pathogènes et les stimuli externes envahissants1. La peau est composée de deux couches distinctes, dont l’épiderme - un épithélium stratifié de kératinocytes - et le derme sous-jacent - un réseau dense de collagène et d’autres composants structurels. En tant que tissu de barrière épithéliale primaire, la peau fournit principalement des barrières physiques et contribue à des barrières immunologiques supplémentaires car elle contient de nombreuses cellules immunitaires résidentes 2,3. Parmi les cellules immunitaires cutanées, les cellules dendritiques (DC) sont un type de cellules présentatrices d’antigènes professionnelles, qui absorbent activement les auto-antigènes et les non-antigènes et migrent vers les ganglions lymphatiques régionaux (LN) pour initier les réponses et la tolérance des lymphocytes T spécifiques de l’antigène selon la nature des antigènes4.

La peau abrite des cellules présentatrices d’antigènes épidermiques, à savoir les cellules de Langerhans (LC) et au moins deux types de DC, y compris les DC conventionnelles de type 1 (cDC1) et les DC conventionnelles de type 2 (cDC2)5. Les LC épidermiques sont d’origine monocytaire embryonnaire et maintiennent leur nombre de cellules par auto-perpétuation dans des conditions homéostatiques6. En revanche, les cDC1 et cDC2 dermiques sont d’origine hématopoïétique et sont continuellement reconstitués par des progéniteurs engagés dans les DC5. Les DC cutanées sont caractérisées par leurs marqueurs de surface, grossièrement divisés en populations de Langerin+ (y compris les LC et cDC1) et CD11b+Langerin- (principalement cDC2). De plus, ce groupe a révélé que la population CD11b+Langerin-DC est ensuite classée en deux sous-ensembles selon l’expression7 de CD301b.

Les caractéristiques fonctionnelles importantes des DC cutanées sont centrées sur une division du travail, déterminée principalement par la nature intrinsèque de chaque sous-ensemble de DC, les emplacements in situ des DC, le microenvironnement tissulaire et les signaux inflammatoires locaux8. Ces caractéristiques fonctionnelles des DC cutanées nécessitent l’étude du rôle de sous-ensembles spécifiques de DC au cours de certains types de réponse immunitaire de la peau. Lors de la stimulation antigénique par des DC cutanées dans les LN drainants, les lymphocytes T CD4+ naïfs se différencient en sous-ensembles spécifiques de lymphocytes T auxiliaires, qui produisent un ensemble de cytokines définies pour exercer leur fonction effectrice9. Parmi les sous-ensembles de lymphocytes T auxiliaires CD4+, les lymphocytes Th17 producteurs d’interleukine-17 (IL-17) jouent un rôle crucial dans les maladies auto-immunes et l’immunité antifongique10. À cet égard, l’infection fongique cutanée a été un modèle robuste pour étudier l’immunité Th17 in vivo 11,12,13. Lorsque les peaux dénudées sont exposées épicutanéement à la levure Candida albicans (C. albicans), les LC épidermiques jouent un rôle central dans la différenciation Th17 spécifique de l’antigène14.

L’immunité protectrice contre l’infection intradermique à C. albicans nécessite une immunité innée telle que l’activité fibrinolytique des fibroblastes et des phagocytes15. Cependant, on sait peu de choses sur le rôle des sous-ensembles cutanés de DC dans l’établissement de l’immunité Th17 dans l’infection cutanée profonde à C. albicans . Cet article décrit une méthode d’infection cutanée intradermique de C. albicans, qui produit des réponses immunitaires locales et régionales Th17. L’application de souches de souris de souris à déplétion du sous-ensemble de DC induite par la toxine diphtérique (DT) a révélé que les DC dermiques CD301b+ sont cruciales pour l’immunité Th17 dans ce modèle. L’approche décrite ici permet d’étudier la réponse Th17 à l’infection fongique invasive par voie cutanée profonde.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Protocole

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

REMARQUE : Toutes les expériences sur les animaux ont été approuvées par le Comité de protection et d’utilisation des animaux de l’établissement (IACUC, ID d’approbation : 2019-0056, 2019-0055). Des souris femelles C57BL/6 de type sauvage (WT) âgées de sept à 9 semaines pesant de 18 à 24 g ont été utilisées pour cette étude. Certaines études ont été réalisées sur des souris femelles du récepteur de la toxine Langerin-diphtérie (DTR) et CD301b-DTR du même âge et du même poids. Quatre à six souris ont été utilisées dans chaque groupe pour une expérience, et les données sont représentatives de trois expériences indépendantes. Ce travail a été mené dans des conditions de biosécurité de niveau 3, qui pouvaient également être réalisées dans des conditions de biosécurité de niveau 2 selon les directives institutionnelles (température ambiante de 23 °C ± 3 °C, humidité de 50 % ± 10 %).

1. Préparation du Candida albicans

REMARQUE : Les expériences de cette section ont été réalisées dans une enceinte de sécurité biologique.

  1. Étalez la souche SC5314 de C. albicans sur une plaque gélosée de levure-peptone-dextrose-adénine (YPDA) à l’aide d’une boucle d’inoculation et d’une aiguille.
  2. Incuber la plaque à l’envers pendant 2 jours à 30 °C.
    REMARQUE : La plaque de gélose YPDA avec C. albicans peut être conservée à 4 °C jusqu’à 1 mois.
  3. Isoler une seule colonie de la plaque à inoculer dans 10 mL de milieu YPDA dans un tube de 50 mL à l’aide d’une pointe de pipette stérile.
  4. Incuber à 30 °C avec agitation à 230-250 tr/min pendant ~17 h.
  5. Placez la suspension de levure dans une cuvette et mesurez la densité optique (DO) à 600 nm toutes les 30 minutes à l’aide d’un spectrophotomètre UV-VIS jusqu’à ce que la DO600 atteigne 1,5-2,0.
    REMARQUE : Cette étape peut prendre 16 à 18 h.
  6. Faites tourner la suspension de levure à 1000 × g pendant 5 min.
  7. Jetez le surnageant et remettez en suspension les cellules de levure dans une quantité appropriée de solution saline tamponnée au phosphate (PBS) stérile.
  8. Comptez les cellules de C. albicans à l’aide d’un hémocytomètre et faites tourner la suspension à 1000 × g pendant 5 min.
  9. Jeter le surnageant et remettre en suspension les cellules de C. albicans dans le PBS à une concentration de 1 × 107 cellules dans 40 μL de PBS par coussinet.
  10. Pour la préparation de C. albicans tué thermiquement (HK), tuez les cellules de levure en les chauffant à 65 °C pendant 60 minutes à l’aide d’un mélangeur chauffant après avoir déterminé le nombre de cellules.

2. Infection des coussinets plantaires de souris par C. albicans

figure-protocol-1
Figure 1 : Schéma de principe d’un modèle d’infection intradermique à Candida albicans. (A) Les coussinets postérieurs des souris ont été injectés par voie intradermique avec 1 × 107C. albicans. Après 7 jours, les coussinets plantaires de souris ont été réexposés à 1 × 107 HK C. albicans par injection intradermique, et la réponse d’hypersensibilité de type retardé a été mesurée 24 h après la provocation antigénique. La réponse immunitaire locale pendant la sensibilisation à C. albicans a été analysée après 7 jours dans des LN drainant la peau. (B, C) Images de coussinets plantaires avant injection intradermique de coussinets plantaires avec C. albicans. (D, E) Injection de C. albicans dans le derme profond du coussinet plantaire droit. (F, G) Signes cliniques de rougeur et d’enflure suite à l’injection du coussinet plantaire droit. (H) Un croquis montrant les voies lymphatiques du coussinet plantaire aux LN poplités après l’injection de C. albicans. (I) LNs poplitéaux exposés situés derrière le genou 7 jours après l’injection de C. albicans et (J) sans injection. Abréviations : HK = tué thermiquement ; LN = ganglions lymphatiques. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure. 

  1. Anesthésiez les souris avec de l’isoflurane dans une chambre d’induction jusqu’à ce qu’elles aient une fréquence respiratoire lente et ne montrent aucune réponse de retrait aux pincements des orteils ou de la queue.
    REMARQUE : Pendant l’anesthésie, une pommade oculaire est recommandée pour prévenir la sécheresse oculaire, en particulier pour une anesthésie qui dure plus de 5 minutes.
  2. Retirez le capuchon d’une aiguille de 31 G et chargez la seringue à insuline de 0,3 ml avec les C . albicans préparés à l’étape 1.9 après avoir mélangé les cellules.
  3. Retirez la souris anesthésiée de la chambre d’induction et injectez doucement 40 μL de cellules de levure (1 × 107 cellules ) dans le derme profond du coussinet plantaire droit pour la sensibilisation à C. albicans .
    REMARQUE : Le volume maximum qui peut être injecté dans un repose-pieds est de 50 μL.
  4. Retirez lentement l’aiguille de la seringue du site d’injection.
  5. Placez chaque souris seule dans une cage jusqu’à ce qu’elle soit complètement rétablie de l’anesthésie, puis ramenez-la en toute sécurité dans la cage de la maison.
  6. Pour développer une réponse spécifique de l’antigène à C. albicans , protester le coussinet plantaire droit des souris avec le HK C . albicans préparé par injection intradermique 7 jours après la sensibilisation, comme décrit précédemment (1 × 107 cellules ; 40 μL par coussinet plantaire ; répéter les étapes 2.1 à 2,5).
  7. Récolter les LN drainant la peau 7 jours après la sensibilisation à C. albicans ou les tissus lésionnels des coussinets plantaires 24 h après la provocation antigénique après l’euthanasie dans une chambre de CO2 .

3. Épuisement des cellules dendritiques induit par la toxine diphtérique in vivo

REMARQUE : Dans cette étude, les souris Langerin-DTR et CD301b-DTR ont été traitées avec le DT 1 jour avant et après la sensibilisation intradermique à C. albicans.

  1. Préparer une solution de 10 μg/mL de DT dans du PBS.
  2. Retirez le capuchon de l’aiguille d’une seringue à insuline de 1 ml, mélangez le DT et remplissez la seringue avec le DT.
  3. Retenez correctement les souris en position tête cachée.
  4. Désinfectez la face ventrale des souris avec de l’éthanol à 70 %.
  5. Injectez lentement chez chaque souris 100 μL de 1 μg DT par voie intrapéritonéale dans le quadrant inférieur gauche de l’abdomen afin d’épuiser certains sous-ensembles de cellules dendritiques.
    REMARQUE : Veillez à ne pas endommager les organes pendant l’injection.
  6. Attendez 5 s ; Ensuite, retirez lentement l’aiguille.

4. Réaction en chaîne de la polymérase quantitative en temps réel

  1. Placez la souris dans une chambre de CO2 jusqu’à ce qu’aucun mouvement respiratoire ne soit observé.
  2. Désinfectez la souris avec de l’éthanol à 70 % et coupez la lésion de la peau du coussinet arrière du pied en petits morceaux à l’aide de pinces et de ciseaux.
  3. Immerger complètement les tissus tranchés dans le réactif d’isolement de l’ARN.
  4. Homogénéiser les échantillons à l’aide d’un homogénéisateur tissulaire selon les instructions du fabricant (2 cycles de 3 min à 30 Hz).
    REMARQUE : Des billes d’acier inoxydable ont été utilisées pour la lyse tissulaire dans cette étude.
  5. Essorage à 10 000 × g pendant 5 min, 4 °C.
  6. Transférez soigneusement le surnageant dans un tube frais.
  7. Isolez l’ARN total de la peau de la lésion à l’aide d’un kit d’isolement d’ARN total.
  8. Déterminez la concentration d’ARN à l’aide d’un spectrophotomètre UV-Vis.
  9. Synthétisez l’ADNc à l’aide d’un kit de transcription inverse pour une réaction en chaîne par polymérase quantitative en temps réel (qPCR).
  10. Effectuez une qPCR en temps réel avec le système de PCR en temps réel en surveillant la synthèse d’ADN double brin pendant les cycles de PCR à l’aide d’un colorant fluorescent vert.
    REMARQUE : Dans cette étude, les résultats ont été normalisés au niveau d’hypoxanthine-guanine phosphoribosyltransférase (Hprt). Les séquences d’amorces sont listées dans le Tableau 1, et le protocole PCR est le suivant : dénaturation initiale à 95 °C pendant 30 s, amplification pendant 42 cycles (95 °C pendant 5 s, 60 °C pendant 30 s).

5. Isolement cellulaire et analyse cytométrique en flux

  1. Après l’euthanasie au CO2 , disséquez les souris à l’aide de pinces et de ciseaux, en exposant et en récoltant soigneusement les LN drainant les coussinets plantaires appelés LN poplités, situés derrière le genou.
  2. Préparez des suspensions unicellulaires à partir des LN drainant les coussinets plantaires de chaque souris en filtrant les tissus à travers une crépine de 70 μm après homogénéisation à l’aide du piston d’une seringue de 3 mL.
  3. Lavez les cellules avec du PBS et essorez-les à 500 × g pendant 5 min à 4 °C.
  4. Jetez le surnageant et lavez à nouveau les cellules avec du PBS.
  5. Essorer à 500 × g pendant 5 min à 4 °C.
  6. Jetez le surnageant et remettez les cellules en suspension dans un milieu RPMI-10 complet contenant 55 μM de β-mercaptoéthanol, 50 ng/mL de phorbol 12-myristate 13-acétate (PMA) et 500 ng/mL d’ionomycine dans une plaque à 24 puits pour la stimulation des lymphocytes T.
  7. Après 1 h, ajouter 10 μg/mL de bréfeldine A et 1000x monensin à la suspension cellulaire et à la culture pendant 5 h supplémentaires.
  8. Récoltez les cellules et lavez-les avec un tampon de tri cellulaire activé par fluorescence (FACS).
  9. Essorer à 500 × g pendant 5 min à 4 °C et jeter le surnageant.
  10. Teindre les cellules mortes avec un colorant fixable pour cellules mortes et incuber pendant 30 min à 4 °C.
  11. Lavez les échantillons avec un tampon FACS et faites-les tourner à 500 × g pendant 5 min à 4 °C.
  12. Jetez le surnageant et colorez les cellules avec des anticorps marqueurs de surface conjugués au fluorochrome et un bloqueur des récepteurs Fc pendant 30 min à 4 °C.
  13. Lavez les échantillons avec un tampon FACS et essorez-les à 500 × g pendant 5 min à 4 °C.
  14. Jeter le surnageant et remettre en suspension les cellules granulées dans une solution de fixation et de perméabilisation pendant 15 à 20 min à 4 °C pour la coloration intracellulaire.
  15. Lavez les échantillons avec 1 tampon de lavage et essorez-les à 500 × g pendant 5 min à 4 °C.
  16. Jetez le surnageant et effectuez une coloration intracellulaire des cytokines pendant 30 min à 4 °C.
  17. Laver les échantillons avec 1x tampon de lavage et essorer à 500 x g pendant 5 min à 4 °C.
  18. Remettez les cellules en suspension dans le volume approprié (200-300 μL) de tampon FACS.
  19. Analysez l’expression des protéines à l’aide de la cytométrie en flux.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Résultats

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ici, nous avons démontré un modèle d’infection intradermique de C. albicans pour étudier le rôle de la réponse immunitaire Th17 cutanée médiée par DC in vivo. À la suite d’une injection intradermique initiale de C. albicans dans le coussinet plantaire, les LN drainant la peau ont été élargis (figure 2A). Au cours de la période de sensibilisation, le rapport entre les lymphocytes T effecteurs CD4+ et CD8+ a été considérablement augmenté (

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Cet article décrit une méthode d’infection intradermique à C. albicans qui permet d’étudier le rôle des DC cutanés dans la réponse immunitaire Th17 in vivo. En appliquant une analyse cytométrique en flux multiparamétrique avec des souches de souris induites par DT, nous avons constaté que les DC dermiques CD301b+ sont un sous-ensemble cutané crucial pour initier l’immunité Th17 contre l’infection cutanée profonde à C. albicans . De plus, les résultat...

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Déclarations de divulgation

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Les auteurs n’ont aucun conflit d’intérêts à déclarer.

Remerciements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Cette recherche a été soutenue par une subvention de recherche de la faculté Samjung-Dalim de la faculté de médecine de l’Université Yonsei (6-2019-0125), par un programme de recherche en sciences fondamentales de la Fondation nationale de la recherche de la République de Corée financé par le ministère de l’Éducation (2019R1A6A1A03032869) et le ministère des Sciences et des Technologies de l’information et des communications (2018R1A5A2025079, 2019M3A9E8022135 et 2020R1C1C1014513), et par les Centres coréens de contrôle et de prévention des maladies (KCDC, 2020-ER6714-00).

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Seringue à insuline de 0,3 mL (31 g) BD328822
1x  ; Tampon de permanente/lavageBD554723
seringue de 1 mL (30 g) seringue à insuline  ; BD328818
24 puitsFalcon353047
50 mL tube coniqueFalcon50050
70 &mu ; m strainerFalcon352350
70 % éthanol
ABI StepOnePlus système de PCR en temps réelApplied Biosystems
Chambre d’anesthésieHarvard Apparatus
Brefeldin ABDBD
&beta ;-MercaptoethanolGibco21985023
Candida souche albicans SC5314fournie par Daniel Kaplan à l’Université de Pittsburgh
CD3BioLegend100216Clone 17A2
CD301b-DTR sourisfournies par Akiko Iwasaki à l’Université de Yale
CD4BioLegend100408Clone GK1.5
CD44eBioscience47-0441-80Clone IM7
CD8aBD Biosciences553031Clone 53.6.7
Centrifugeuse
Compteur
CuvetteKartellKA.1938
Solution Cytofix/CytopermBD554722
Toxine diphtérique (DT)Sigma
Dulbecco (DPBS)WelgeneLB001-02
Tampon FACS (tri cellulaire activé par fluorescence)Bloqueur interne des
récepteurs FcBD553142
Sérum fœtal bovin (FBS)WelgeneS101-07
PinceRobozpour prélèvement d’échantillon
HémocytomètreFisher Scientific267110
Kit d’ARN total Hybrid-RGeneAll Biotechnology305-101
hydroxyéthyl pipérazine éthane sulfonique acide (HEPES)Gibco15630-080
IL-17A (cytokine intracellulaire)BioLegend506912Clone TC11-18H10.1
IonomycineSigmaI0634
Isoflurane
Langerin-DTRfourni par Heung Kyu Lee à l’Institut avancé coréen des sciences et de la technologie
LIVE/DEAD Fixable Aqua Dead Cell Stain KitInvitrogenL34957
Loop and NeedleSPL90010
MonensinBDBD554724
NanoDrop 2000Thermo Scientific
Penicillin  ; Gibco15140-122
Boîte de PétriSPL10090
Phorbol 12-myristate 13-acétate (PMA)SigmaP8139
PrimeScript RT Master MixTakara BioRR360A
RPMI 1640Gibco11875-093
CiseauxRobozpour la récolte d’échantillons
Perles en acier inoxydable, 5 mmQIAGEN69989
de pipette stérile
SYBR Green Premix Ex Taq IITakara BioRR820A
TCR&beta ;BioLegend109228Clone H57-597
ThermoMixer  ; CEppendorf
TissueLyserSpectrophotomètre UV-VIS QIAGEN
PerkinElmer
Wild type C57BL/6  ; sourisOrient BioDes souris âgées de 7 à 9 semaines ont été utilisées
Levure-peptone-dextrose-adénine (YPDA) milieu, liquide, stérile (1 % d’extrait de levure, 2 % de bacto peptone, 2 % de dextrose)
Plaque de gélose YPDA, stérile (1 % d’extrait de levure, 2 % de bacto peptone, 2 % de dextrose, 2 % de bacto agar)
555029clickerSaline tamponnée au phosphate de Pointe

Références

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Nestle, F. O., Di Meglio, P., Qin, J. Z., Nickoloff, B. J. Skin immune sentinels in health and disease. Nature Reviews Immunology. 9 (10), 679-691 (2009).
  2. Bouwstra, J. A., Ponec, M. The skin barrier in healthy and diseased state. Biochimica et Biophysica Acta. 1758 (12), 2080-2095 (2006).
  3. Kabashima, K., Honda, T., Ginhoux, F., Egawa, G. The immunological anatomy of the skin. Nature Reviews Immunology. 19 (1), 19-30 (2019).
  4. Banchereau, J., et al. Immunobiology of dendritic cells. Annual Review of Immunology. 18, 767-811 (2000).
  5. Kashem, S. W., Haniffa, M., Kaplan, D. H. Antigen-presenting cells in the skin. Annual Review of Immunology. 35, 469-499 (2017).
  6. Kaplan, D. H. Ontogeny and function of murine epidermal Langerhans cells. Nature Immunology. 18 (10), 1068-1075 (2017).
  7. Kim, T. G., et al. Skin-specific CD301b(+) dermal dendritic cells drive IL-17-mediated psoriasis-like immune response in mice. Journal of Investigative Dermatology. 138 (4), 844-853 (2018).
  8. Durai, V., Murphy, K. M. Functions of murine dendritic cells. Immunity. 45 (4), 719-736 (2016).
  9. O'Shea, J. J., Paul, W. E. Mechanisms underlying lineage commitment and plasticity of helper CD4+ T cells. Science. 327 (5969), 1098-1102 (2010).
  10. Korn, T., Bettelli, E., Oukka, M., Kuchroo, V. K. IL-17 and Th17 cells. Annual Review of Immunology. 27, 485-517 (2009).
  11. Hernandez-Santos, N., Gaffen, S. L. Th17 cells in immunity to Candida albicans. Cell Host & Microbe. 11 (5), 425-435 (2012).
  12. Burstein, V. L., et al. IL-17-mediated immunity controls skin infection and T helper 1 response during experimental Microsporum canis dermatophytosis. Journal of Investivative Dermatology. 138 (8), 1744-1753 (2018).
  13. Sparber, F., et al. The skin commensal yeast Malassezia triggers a type 17 response that coordinates anti-fungal immunity and exacerbates skin inflammation. Cell Host & Microbe. 25 (3), 389-403 (2019).
  14. Igyarto, B. Z., et al. Skin-resident murine dendritic cell subsets promote distinct and opposing antigen-specific T helper cell responses. Immunity. 35 (2), 260-272 (2011).
  15. Santus, W., et al. Skin infections are eliminated by cooperation of the fibrinolytic and innate immune systems. Science Immunology. 2 (15), (2017).
  16. Kashem, S. W., et al. Candida albicans morphology and dendritic cell subsets determine T helper cell differentiation. Immunity. 42 (2), 356-366 (2015).
  17. Chen, H., Zhou, X., Ren, B., Cheng, L. The regulation of hyphae growth in Candida albicans. Virulence. 11 (1), 337-348 (2020).
  18. Santus, W., Mingozzi, F., Vai, M., Granucci, F., Zanoni, I. Deep dermal injection as a model of Candida albicans skin infection for histological analyses. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (136), e57574(2018).
  19. Villablanca, E. J., Mora, J. R. A two-step model for Langerhans cell migration to skin-draining LN. European Journal of Immunology. 38 (11), 2975-2980 (2008).
  20. Persson, E. K., et al. IRF4 transcription-factor-dependent CD103(+)CD11b(+) dendritic cells drive mucosal T helper 17 cell differentiation. Immunity. 38 (5), 958-969 (2013).
  21. Marcoux, D., et al. Deep cutaneous fungal infections in immunocompromised children. Journal of the American Academy of Dermatology. 61 (5), 857-864 (2009).

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Réimpressions et autorisations

Demander l’autorisation de réutiliser le texte ou les figures de cet article JoVE

Demander une autorisation

Mots-clés

Infection intradermiqueBarri re cutan eCellules pr sentatrices d antig neCytom trie en fluxExpression g niqueSous populations de cellules dendritiques dermiquesInfection fongique cutan e
Vidéo bientôt disponible

Articles connexes