Nous décrivons un modèle de péricardite stérile chez les minipigs pour étudier la myopathie auriculaire et la fibrillation auriculaire (FA). Nous présentons des techniques chirurgicales et anesthésiques, des stratégies d’accès vasculaire et un protocole pour étudier l’inductibilité de la FA.
Un abonnement JoVE est requis pour visualiser ce contenu. Connectez-vous ou commencez votre période d'essai gratuite.
Article de méthode
Péricardite stérile chez les minipigs d’Aachener comme modèle pour la myopathie auriculaire et la fibrillation auriculaire
Dans cet article
Résumé
Résumé
La fibrillation auriculaire (FA) est l’arythmie la plus courante causée par le remodelage structurel des oreillettes, également appelée myopathie auriculaire. Les thérapies actuelles ne ciblent que les anomalies électriques et non la myopathie auriculaire sous-jacente. Pour le développement de nouvelles thérapies, un grand modèle animal reproductible de myopathie auriculaire est nécessaire. Cet article présente un modèle de myopathie auriculaire induite par la péricardite stérile chez les minipigs d’Aachener. La péricardite stérile a été induite par la pulvérisation de talc stérile et laissant une couche de gaze stérile sur la surface épicardique auriculaire. Cela a conduit à l’inflammation et à la fibrose, deux composants cruciaux de la physiopathologie de la myopathie auriculaire, rendant les oreillettes sensibles à l’induction de la FA. Deux électrodes de stimulateurs cardiaques ont été positionnées de manière épicardique sur chaque atrium et connectées à deux stimulateurs cardiaques de fabricants différents. Cette stratégie a permis une stimulation auriculaire programmée non invasive répétée pour déterminer l’inductibilité de la FA à des moments précis après la chirurgie. Différents protocoles pour tester l’inductibilité af ont été utilisés. Les avantages de ce modèle sont sa pertinence clinique, avec l’inductibilité de la FA et l’induction rapide de l’inflammation et de la fibrose - toutes deux présentes dans la myopathie auriculaire - et sa reproductibilité. Le modèle sera utile dans le développement de nouvelles thérapies ciblant la myopathie auriculaire et la FA.
Introduction
La fibrillation auriculaire (FA) est l’arythmie cardiaque la plus répandue, entraînant une morbidité, une mortalité et des frais de santé importants1. Dans de nombreux cas, la FA n’est que le symptôme électrique de la myopathie auriculaire sous-jacente, qui est définie par le remodelage structurel, électrique, autonome et contractile des oreillettes. Cette myopathie auriculaire peut entraîner une FA et un accident vasculaire cérébral 2,3. La plupart des thérapies ne ciblent que le remodelage électrique, mais ne ciblent pas les changements structurels sous-jacents dans les oreillettes (inflammation et fibrose)4,5,6,7. C’est probablement l’une des raisons pour lesquelles les thérapies actuelles ne sont que marginalement efficaces, en particulier dans la myopathie auriculaire plus avancée8.
Un modèle animal reproductible est crucial pour cibler l’inflammation et la fibrose présentes dans la myopathie auriculaire. Des modèles de tachypacing auriculaire ont été développés chez plusieurs grandes espèces animales 9,10,11,12. Dans ces modèles, le tissu auriculaire est rythmé en continu pendant de longues périodes pour induire des changements électriques et éventuellement structurels. Les principaux inconvénients des modèles de tachypacing sont la longue durée avant l’apparition des signes structurels de myopathie auriculaire et leur pertinence uniquement pour les syndromes cliniques dans lesquels des anomalies électriques se développent avant la myopathie auriculaire. Un risque théorique est l’échec de la stimulation du plomb dû à la fibrose au cours d’un long suivi9.
Dans les modèles de péricardite stérile, du talc stérile est pulvérisé sur la surface épicardique des oreillettes pour induire une réaction inflammatoire et fibrotique aiguë, entraînant une myopathie auriculaire 13,14. Les porcs ont une anatomie et une physiologie cardiaques similaires à celles des humains et, par conséquent, les modèles porcins ont une grande pertinence translationnelle. Les avantages de l’utilisation de minipigs sont qu’ils sont plus faciles à manipuler en raison de leur plus petite taille que les souches de porc conventionnelles et peuvent être maintenus pendant une longue période sans augmentation significative du poids corporel10. Toutes ces raisons font de la péricardite stérile chez les minipigs un excellent modèle pour l’investigation de la myopathie auriculaire et de la fibrillation. Ce protocole et cette vidéo visent à faciliter la mise en place de ce modèle dans différents centres de recherche et à normaliser les protocoles pour étudier l’inductibilité de la FA.
Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.
Protocole
Ce protocole a été approuvé par le Comité d’éthique de l’Université d’Anvers pour l’expérimentation animale (numéro de dossier 2019-29) et suit les directives de soins aux animaux de l’Université d’Anvers. Dix-sept minipigs Aachener de 6 mois (mâles, castrés) pesant environ 20 kg ont été sélectionnés pour cette étude.
1. Médicaments et anesthésie
- Prémédication
- Assurez-vous que les porcs sont à jeun pendant 12 h, mais avec un accès illimité à l’eau.
- Pour la sédation, administrer ce qui suit en une injection intramusculaire: atropine 0,05 mg / kg, kétamine 10 mg / kg, midazolam 0,5 mg / kg.
- Déterminez le poids exact du porc après qu’il a perdu connaissance (environ 10 minutes après la dose). Transportez le cochon jusqu’à la salle d’opération.
- Placez le cochon sur un coussin chauffant.
- Appliquez la surveillance ECG, l’oxymètre de pouls et effectuez une thermométrie initiale.
- Insérez un cathéter sur l’aiguille (22 G) dans la veine de l’oreille marginale ou la veine saphène externe.
- Anesthésie
- Pour l’induction de l’anesthésie, administrer un bolus de propofol (1-4 mg / kg IV) avant de commencer l’intubation. Si une anesthésie superficielle est notée, administrer un bolus supplémentaire de midazolam 0,2 mg / kg IV et procéder à l’intubation après ~ 5 min.
- Intubation
- Placez le cochon en position couchée.
- Demandez à un assistant de tenir la bouche de l’animal ouverte à l’aide de deux élingues de gaze et/ou d’un épandeur buccal. Vaporiser 1 mL (10 mg) de lidocaïne dans le larynx avec une seringue sans aiguille de 2 mL, attendre 30 à 60 s pour désensibiliser le larynx, puis continuer.
- Placez un tube endotrachéal (ETT) d’un diamètre interne de 6,5 mm à l’aide d’un laryngoscope. Utilisez un laryngoscope pour visualiser, déplacer l’épiglotte du palais mou et placer un stylet dans l’ETT pour une meilleure manipulation.
REMARQUE: La bouche du porc ne peut pas être ouverte largement et la distance entre le bout du nez et le larynx est longue. Par conséquent, la visualisation de la glotte rima est limitée. Par conséquent, l’ETT et le stylet aident à la visualisation.
- Lors de la connexion du ventilateur, donner des médicaments supplémentaires si nécessaire: midazolam 0,5 mg / kg IV et / ou alfentanil 30 μg / kg IV.
- Utilisez les réglages de ventilation suivants: ventilation à contrôle de volume (VCV) avec un volume courant prédéfini de 10 mL / kg, conduisant à une pression inspiratoire maximale (PIP) de 11-15 cmH20, une pression expiratoire finale positive PEEP de 2-5 cmH20; fréquence respiratoire : 12-16 Brpm pour maintenir le CO2 de fin de marée (ETCO2) entre 35-45 mmHg ; FiO2: 50% (à réduire lorsque la saturation est de 100%); sévoflurane 2,5%.
- Pour l’analgésie, utilisez l’alfentanil 0,5-1 μg· (kg·min) -1 CRI.
- Administrer un bolus de 10 mL/kg de plasmalyte 3-5 mL· (kg·h) -1 sur 10-20 min pour corriger l’hypotension due à l’hypovolémie.
- Administrer 1 g de céfazoline IV. Pour toutes les 2 heures de chirurgie, administrer 500 mg supplémentaires de céfazoline IV.
REMARQUE : Pour un aperçu des médicaments d’urgence à avoir à portée de main dans la salle d’opération, voir le tableau 1. Le cathétérisme de la vessie est difficile chez les porcs mâles et, en général, n’est pas nécessaire pour cette procédure. - Rasez la région thoracique et cou de l’animal.
- Appliquez une pommade vétérinaire sur les yeux pour prévenir la sécheresse et l’irritation des yeux pendant l’anesthésie.
- Surveillez en permanence les paramètres vitaux. Vérifiez la profondeur de l’anesthésie au moins toutes les 10 minutes en évaluant si le tonus de la mâchoire est détendu, si le réflexe palpébral est absent, si les yeux sont tournés et s’il n’y a aucun signe comportemental d’excitation. Vérifiez la couleur de la muqueuse et le temps de remplissage capillaire pour évaluer la perfusion tissulaire. Consignez toutes les données, ainsi que tous les médicaments administrés, dans un tableau d’anesthésie individuel.
- Placement de la ligne artérielle
- Préparez le système conducteur de pression. Ajouter 5000 UI d’héparine à un sac IV de 500 mL de NaCl à 0,9%.
- Remettez l’animal en position couchée. Étendez la jambe et localisez l’artère fémorale à l’aide d’ultrasons avec la sonde vasculaire en milieu carotidien. Désinfecter la zone inguinale avec de la chlorhexidine. Utilisez de l’umonium pour la stérilisation de la sonde à ultrasons (ou utilisez un couvercle de transducteur stérile) et utilisez des gants stériles pour assurer la technique antiseptique.
- Perforez l’artère fémorale à l’aide d’un guidage échographique. Insérez une gaine 3 Fr en utilisant la technique Seldinger.
REMARQUE: En raison du petit diamètre de l’artère fémorale, il peut être utile de laisser un assistant insérer le fil de guidage à travers l’aiguille. Juste l’action de soulever la sonde à ultrasons peut disloquer la pointe de l’aiguille. - Fixez la gaine avec une suture. Connectez la gaine au transducteur et rincez. Surveillez la pression artérielle en temps réel.
2. Chirurgie
- Préparation
- Assurez-vous que l’animal est couché dans une position stable. Pour plus de stabilité, placez les sacs IV préavertissés en position paraspinale pour soutenir l’animal.
- Placez la plaque de mise à la terre de l’électrocautérisation sous l’animal. Utilisez une petite quantité de gel à ultrasons pour assurer un bon contact avec la peau.
- Préparation de la peau: raser l’animal dans les régions suivantes: cou, membres supérieurs, thorax antérieur, partie supérieure de l’abdomen, sites d’électrodes inguinales et ECG. Effectuez trois gommages alternés avec de l’alcool à 70% et de l’iode à 2% pour désinfecter correctement la peau.
- Placez des rideaux stériles. Enveloppez également les griffes de l’animal dans des draps ou des gants stériles. Utilisez de la gaze stérile pour les rétracter.
- Pour assurer des conditions stériles, drapez la zone chirurgicale avec des couvertures chirurgicales stériles, utilisez des instruments stériles et travaillez dans des conditions stériles jusqu’à la fermeture de la peau.
REMARQUE: Tout au long de la procédure, les chirurgiens doivent porter un bonnet capillaire, un masque buccal, une blouse chirurgicale et des gants stériles.
- Mise en place chirurgicale d’un cathéter veineux central permanent (CVC)
- Faites une incision de 5 cm dans le sillon à la bordure médiale du muscle sternocléidomastoïdien. Disséquer brutalement jusqu’à ce que la veine jugulaire interne soit atteinte.
- Enlevez le tissu fibreux autour de la veine et placez une suture carrée (= 3 à 4 points formant un cercle) avec Prolene 6-0 autour du site de cathétérisme souhaité pour obtenir le contrôle des vaisseaux.
- Canulez la veine jugulaire interne avec un CVC à triple lumière de 3 Français en utilisant la technique de Seldinger. Serrez la suture Prolene 6-0 autour du cathéter.
- Fixez la poignée du cathéter sur le muscle sternocléidomastoïdien.
- Tunneliser les trois luminaires du cathéter séparément: utilisez une grande paire de ciseaux à dissection émoussée pour créer le tunnel et une pince atraumatique tire la luminale du cathéter à travers le tunnel. Fixez fermement les extrémités du cathéter à la peau et appuyez sur l’orifice d’injection sans aiguille. Les sites de sortie du lumina du cathéter sont situés derrière l’oreille et aussi loin que possible du site d’incision pour assurer une longueur de trajectoire maximale du cathéter sous la peau.
- Fermez le site d’incision en deux couches.
- Sternotomie
- Faites une incision médiane du manubrium du sternum à 3 cm en dessous du processus xiphoïde jusqu’à ce que le sternum devienne apparent.
- Disséquez carrément caudalement du processus xiphoïde. Placez un doigt sur le côté viscéral du sternum et retirez le tissu conjonctif autant que possible en suivant la surface sternale viscérale.
REMARQUE: Le tissu conjonctif est enlevé pour prévenir les lésions myocardiques lors de la sternotomie. - Utilisez la scie à sternum pour fendre le sternum. Contrôlez tous les sites de saignement. Utilisez l’épandeur de sternum pour agrandir l’accès à la cavité thoracique. Évitez d’endommager la plèvre.
- Ouvrez soigneusement le péricarde et utilisez des sutures de suspension pour le garder hors du champ chirurgical.
- Placement du plomb du stimulateur cardiaque (voir la figure 1)
- Placez une sonde de stimulateur cardiaque sur l’oreillette gauche.
- Testez le mécanisme d’extension et de rétraction de la vis de fixation du plomb. Ensuite, placez la pointe sur une pince (incurvée) et courbez le stylet de 60° si nécessaire.
- Mettez une compresse sur le ventricule gauche et tirez-la doucement de côté pour avoir une vue sur l’oreillette gauche.
REMARQUE: La pression sur le ventricule provoquera rapidement une hypotension. Assurez-vous que l’anesthésiste anticipe cela avec une faible dose de noradrénaline par l’intermédiaire du CVC. Relâchez le ventricule lorsque la pression artérielle moyenne descend en dessous de 40 mmHg pendant >20 s. Ne procédez que lorsque la pression artérielle de l’animal s’est normalisée. - Lors de la visualisation de l’oreillette gauche, placez fermement la pointe de plomb sur la paroi libre de l’auriculaire gauche, aussi près que possible des veines pulmonaires et aussi loin que possible du ventricule. Vissez-le en étendant l’hélice dans le tissu auriculaire, de préférence avec une légère inclinaison. Faites-le aussi vite que possible et relâchez immédiatement la pression sur le ventricule gauche.
- Mesurez le seuil de détection et de stimulation et l’impédance du plomb à l’aide d’un stimulateur électrique programmable ou d’un stimulateur cardiaque. Assurez-vous qu’il n’y a pas de surcapture ventriculaire (QRS large sur ECG) lors de la stimulation à haute tension (10 V). Si vous n’êtes pas satisfait, rétractez l’hélice du plomb et recommencez à partir de l’étape 2.4.1.1.
REMARQUE: Le seuil de stimulation normal doit être de <1 V avec une largeur d’impulsion de 0,5 ms (généralement ~ 0,5 V à 0,5 ms).
- Placez une sonde de stimulateur cardiaque sur l’oreillette droite, complètement analogue à la mise en place de la sonde auriculaire gauche.
- Assurez-vous que les deux fils quittent le thorax à la ligne médiane; le plomb auriculaire gauche doit être creusé dans le tunnel à travers la graisse sous-cutanée abdominale du processus xiphoïde vers le flanc gauche, le plomb auriculaire droit vers le flanc droit.
- Faites une poche de stimulateur cardiaque dans la graisse sous-cutanée sur les flancs gauche et droit du cochon. Connectez les stimulateurs cardiaques aux fils et placez-les à l’intérieur des poches. Connectez un stimulateur cardiaque capable d’effectuer (50 Hz) une stimulation en rafale avec le plomb auriculaire gauche (pour permettre le rythme) et un stimulateur cardiaque d’un fabricant différent (afin d’éviter la diaphonie tout en lisant les deux stimulateurs cardiaques simultanément) au fil auriculaire droit (pour permettre la détection). Fermer en 2 couches avec des sutures simples classiques, la couche interne avec Vicryl 1-0 et la couche externe avec Mersilene 0.
- Placez une sonde de stimulateur cardiaque sur l’oreillette gauche.
- Induction de péricardite stérile
- Exposez à nouveau les oreillettes en écartant doucement les ventricules. Couvrez les ventricules avec de la gaze (et enlevez la gaze par la suite).
- Vaporisez du talc stérile sur la surface épicardique des deux oreillettes à l’aide du distributeur inclus dans l’emballage. Comme la bradycardie et l’hypotension suivront cette manipulation, donnez au cœur suffisamment de temps pour récupérer spontanément après environ une minute; si nécessaire, commencer ou augmenter (le débit de perfusion de) un goutte à goutte de noradrénaline.
- Laissez une couche de gaze stérile (5 cm x 5 cm) sur la surface épicardique des deux oreillettes: une pièce à gauche et une à droite.
- Vérifiez une dernière fois la position des sondes du stimulateur cardiaque avant de commencer la fermeture.
- Fermeture de la poitrine
- Laissez un drain dans le médiastin et tunnelisez-le à la surface de la peau. Raccordez le drain à un pot à vide stérile; ouvrir la connexion lorsque la première couche de la peau est fermée (pour éviter les fuites d’air). Retirez le drain lorsque vous ramenez l’animal à son étable.
- Fermez le péricarde avec Prolene 6-0.
- Fermez le sternum en utilisant une technique classique de cerclage avec du fil en acier inoxydable.
- Fermez la sous-cutis en deux couches avec un fil résorbable.
- Effectuer un bloc sternal en infiltrant 5 mL de bupivacaïne à 0,5% dans la peau; assurer le contact osseux avec le sternum pour s’infiltrer dans le périoste.
REMARQUE: Alternativement, il pourrait être encore mieux d’utiliser l’analgésie préventive en effectuant le bloc sternal AVANT l’incision du sternum. - Fermez la peau avec une suture intradermique continue à l’aide d’un fil résorbable.
3. Soins postopératoires
- Progressivement, éteignez tous les sédatifs tout en fermant la peau de l’animal.
- Gardez l’animal dans la salle de chirurgie en surveillant de près la température corporelle, la ventilation et la perméabilité des voies respiratoires, l’oxygénation et les paramètres hémodynamiques.
- En raison d’une baisse substantielle de la température corporelle qui se produit fréquemment pendant la procédure, gardez l’animal au chaud à l’aide de couvertures, de coussins chauffants et de compresses chaudes. Fournissez de l’oxygène pendant la récupération, en particulier lorsque des frissons sont notés.
- Appliquer un timbre de fentanyl de 50 μg/h pour l’analgésie postopératoire. Parce qu’il y a un délai de 6-8 h avant que le timbre de fentanyl ne devienne efficace, administrer 0,05-0,1 mg / kg de morphine par voie sous-cutanée pour combler cette période.
- Lorsque l’animal est stable, montre une augmentation de la température corporelle; peut lever la tête; est en train d’avaler; montre des réflexes oculaires normaux; et respire spontanément, librement et profondément sans ETT en place, sans signes d’obstruction des voies respiratoires supérieures; il peut être transporté à l’enclos. Fournir des moyens de chauffage pendant la phase de récupération (p. ex., lampe infrarouge, tapis chauffant, couvertures).
REMARQUE: Évitez de remettre l’animal dans l’enclos trop tôt car un arrêt respiratoire est possible, même des heures après l’arrêt des stupéfiants. - Effectuez un bilan de santé de l’animal : toutes les 15 minutes pendant la première heure après l’opération, puis toutes les heures pendant les 4 à 6 premières heures ou plus fréquemment si l’animal n’est pas à l’aise. Lorsque l’animal montre des signes de douleur, administrer de la morphine supplémentaire par voie sous-cutanée de 0,025 à 0,05 mg / kg toutes les 2 heures jusqu’à ce qu’il soit confortable. Administrer 1 g de céfazoline 8 et 16 h après la chirurgie.
REMARQUE: L’évaluation de la douleur se compose d’éléments subjectifs tels que l’attitude, le comportement (se tenir debout, manger, boire) et la grimace. Les signes objectifs de la douleur sont une fréquence cardiaque élevée, une fréquence respiratoire élevée et une respiration superficielle. L’animal retrouvera son état et son comportement normaux dans les 24 heures. Retirez le timbre de fentanyl le jour 3 après l’opération.
4. Tachypacing auriculaire pour l’induction de la FA
- Injecter de la kétamine 10 mg/kg et du midazolam 0,5 mg/kg par voie intramusculaire (sans atropine) et attendre qu’un niveau suffisant de sédation soit atteint.
- Pesez à nouveau le cochon pour le suivi. Placez l’animal dans une écharpe de contention et apportez-le à la salle d’opération.
- Fixez l’ECG et la surveillance de la saturation en oxygène et placez les têtes du programmeur sur leurs stimulateurs cardiaques correspondants. Interrogez les stimulateurs cardiaques.
- Vérifiez les paramètres du stimulateur cardiaque pour l’apparition d’une FA spontanée. Recherchez un avertissement de plomb ventriculaire lorsque vous utilisez un stimulateur cardiaque à double chambre.
- Déterminez l’impédance, les seuils de détection et de stimulation. Lorsque vous effectuez des études d’électrophysiologie (EP), accélérez toujours à deux fois la tension seuil et surveillez une augmentation du seuil de tension pendant l’expérience.
- Déterminer la période réfractaire effective auriculaire (AERP) approximative par la durée de cycle la plus courte à laquelle la capture 1:1 est maintenue pendant la stimulation de l’éclatement.
REMARQUE: Cette méthode est différente de la détermination clinique de la PEL, mais plus pertinente pour ce protocole. - Déterminer le temps de conduction entre les sondes auriculaires gauche et droite en mesurant le temps entre l’initiation du pic de stimulation et la dépolarisation auriculaire sur le plomb auriculaire droit.
- Pour le premier protocole, appliquez un rythme de rafale de 20 s avec une longueur de cycle de AERP + 30 ms. Après l’arrêt du rythme, vérifiez la présence de FA et mesurez la durée de l’épisode. Faites une pause d’au moins 5 s entre chaque séance de rythme et attendez que la fréquence cardiaque du rythme sinusal ait retrouvé la ligne de base. Répétez cette ≥10 fois; notez l’affichage de l’inductibilité AF en pourcentage - la proportion de tentatives « réussies » par rapport au nombre total de tentatives d’induire AF.
REMARQUE: Seuls les épisodes > 5 s sont considérés comme pertinents. - Pour le deuxième protocole, appliquez un rythme de rafale pendant 20 s, en commençant par une longueur de cycle de AERP + 20 ms. Au cours de la rafale suivante, diminuez la durée du cycle jusqu’à la durée minimale du cycle avec une capture 1:1. Répétez cette opération au moins 10 fois. Notez la durée de l’AF et l’inductibilité de l’AF.
- Pour le troisième protocole, appliquez un rythme de rafale pendant 5 s à 50 Hz. Répétez cette opération au moins 10 fois. Notez la durée de l’AF et l’inductibilité de l’AF.
- Laissez l’animal se réveiller ou poursuivez d’autres procédures (p. ex. échocardiographie, traitement, prise de sang)
5. Euthanasie
- Après l’expérience – qui a duré un mois – les animaux sont euthanasiés avec un surdosage de pentobarbital IV (50 mg/kg, IV). Les critères d’évaluation sans cruauté de l’euthanasie étaient des signes persistants de douleur ou d’inconfort intenses, malgré un traitement adéquat. Ceci est évalué cliniquement sur une base quotidienne: les signes alarmants comprennent l’hypertension, la tachycardie, l’augmentation de la fréquence respiratoire, les changements de comportement (agitation, immobilisation, vocalisation) et le serrement de la mâchoire.
6. Chirurgie simulée
- Effectuez le même protocole sans pulvériser de talc sur l’épicarde auriculaire ou laisser une couche de gaze stérile.
Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.
Résultats
Morbidité et mortalité :
Lorsque nous avons commencé à développer ce modèle de péricardite stérile chez les minipigs d’Aachener, nous avons remarqué une mortalité périopératoire de 4 porcs sur 17 (23,5%): 3 décès sur 4 sont survenus lors des 6 premières chirurgies en raison d’un « effet de courbe d’apprentissage ». Les étiologies étaient les suivantes: 2 porcs sont morts à cause d’un arrêt respiratoire postopératoire; ce problème a été résolu en réduisant la dose d’alfentanil. Un porc est mort à cause...
Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.
Discussion
Un modèle animal de grande taille fiable est un atout majeur pour l’étude de la myopathie auriculaire et de la FA et le développement de nouvelles thérapies pour la FA. L’implantation de sondes de stimulateur cardiaque sur l’épicarde auriculaire a permis un suivi longitudinal et des tests électrophysiologiques répétitifs, ce qui est difficile chez les petits animaux. Les mini-cochons sont faciles à manipuler et leur cœur est structurellement et physiologiquement similaire au cœur humain10.
Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.
Déclarations de divulgation
Aucun des auteurs n’a de conflit d’intérêts à divulguer.
Remerciements
Ce travail a été soutenu par une bourse de recherche Industrieel OnderzoeksFonds/Strategisch Basisonderzoek (IOF/SBO) (PID34923) et une bourse Geconcerteerde Onderzoeksactie (GOA) (PID36444) de l’Université d’Anvers; par une bourse de chercheur clinique principal (à VFS) et des subventions de recherche du Fonds pour la recherche scientifique de Flandre (numéros de demande 1842219N, G021019N, G0D0520N et G021420N); par une subvention de recherche de ERA.Net RUS Plus (2018, Consortium de projet 278); par une subvention du Vlaamse Interuniversitaire Raad/Interuniversitair Bijzonder OnderzoeksFonds (VLIR/iBOF) (20-VLIR-iBOF-027). Nous remercions les cabinets Abbott et Boston Scientific d’avoir parrainé une grande partie des responsables de stimulateurs cardiaques et les sociétés, Medtronic et Biotronik, pour le prêt d’un programmeur de stimulateurs cardiaques. Nous remercions le personnel animalier de l’animalerie de l’Université d’Anvers pour leurs excellents soins aux animaux.
Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.
Matériaux
| Nom | Entreprise | Numéro de catalogue | Commentaires |
|---|---|---|---|
| Aachener mini-cochon, 6 mois, mâle, castré, poids 15-25 kg | Carfil | ||
| Anesthésie et préparation | |||
| électrodes | |||
| Tube endotrachéal 6,5 mm ID | Covidien | 115-65OR | |
| Cardioverteur-défibrillateur externe | Innomed | Cardio-aid 200B | |
| Coussin chauffant | OK.OUB | 60321 | |
| Cathéter intraveineux 22 GA, 1 Inch | BD | 381323 | |
| Lame de laryngoscope taille 4 | Miller | SUS426601 | |
| Monitor | GE Medical systems | 2600040-003 | |
| Respirateur | Datex-Ohmeda | 1009-9000-000 | |
| Rasoir | Aesculap | GT 104 / REF 985203 | |
| Pompe de transposition de seringue | Fresenius Kabi | 082470 | |
| Placement de la ligne veineuse artérielle et centrale | |||
| 3-lumen kit de cathétérisme veineux central, 7 français, 16 cm, 0.032 Guide de pouce | Arrow medical | EU-22703-FR | |
| Artéral cathéter 3 français, 8 cm | Vygon | 1,15,090 | |
| Dispositif d’accès Caresite Luer | B. Braun | 415122-01 | |
| Fluides : poches IV de Plasmalyte, Glucose 5 %, NaCl 0,9 % (500 mL ou 1000 mL) | |||
| sérum physiologique | |||
| Aiguilles : 18 Ga / 40 mm et 22 Ga / 40 mm | |||
| Kit de surveillance de la pression, 195 cm | Edwards Lifesciences | T005021M | |
| Tubulure pressive 180 cm | Edwards Lifesciences | 50P172 | |
| suture avec aiguille | |||
| Seringues Luerlok : 2 mL, 5 mL, 10 mL, 20 mL, 50 mL | |||
| Gel à ultrasons | Zealand coating | 446-1 | |
| Échographie avec sonde vasculaire | Philips healthcare | EPIQ 7C / REF BZE1723 | |
| Surgical set | |||
| Ciseaux chirurgicaux à pointe arrondie | Martin | 11-934-25 | |
| 60 degrés courbe Debakey | pince Aesculap | FB403 | |
| Pince anatomique | AS | 13-102-16 | |
| Pince Debakey | Geister | 10-0634 | |
| Module d’électrocautérisation | Alsa | Alsatom SU 140/D MPC | |
| Supports pour fil d’acier inoxydable | COBE | 013-123 | |
| Mosquito | Leibinger | 32-01008 | |
| Aiguille-visseuse fine | Delacroix-Chevalier | 50302-21 | |
| Aiguilleuse normale | Aesculap | BM 77 | |
| Écarteur de côtes | Martin | 24-178-01 | |
| Scalpel | Swann-Morton | 0511 | n° 24 |
| Ciseaux pour fil d’acier inoxydable | Jakobi | 411830 | |
| Épandeurs | AS | 16-058-00 | |
| Scie sternale | Eure-Power | 5000020 | |
| Lame de scie sternale | MicroAire | ZR-032M | |
| Consommables chirurgicaux | |||
| Désinfectant : iode, chlorhexidine | |||
| Crayon électrocautérisé avec bouton-poussoir, câble 5 m | Dongguan QueenMed Equipment | ESPB4001LQ | |
| Sonde gastrique | Vygon | 390.12 | |
| Mersilene-0, 75 cm | Ethicon | F2505H | |
| Monocryl 3-0, 70 cm | Ethicon | Y423H | |
| Masques buccaux, filets | |||
| Oriflex-4 Bouteille isotherme pour drainage chirurgical | Oriplast Krayer | VK00352 | |
| Prolene 6-0, 75 cm | Ethicon | 8711H | |
| Suture monofilament non résorbable en acier inoxydable | Ethicon | W995 | |
| Stérile champs opératoires | 3M | 9010 | |
| Gaze stérile 20 x 10 cm | Stella | 35921 | |
| Gants | |||
| Blouse | |||
| Steritalc PF3 | Novatech | 16863 | |
| Vicryl-0, 75 cm | Ethicon | V324H | |
| stimulation cardiaque | |||
| Plomb de stimulation bipolaire Fineline II Sterox EZ 58 cm | Boston Scientific | 4474 | |
| Plomb de stimulation bipolaire Tendril STS 58 cm | Abbott | 2088TC | |
| Ellegaard Gö ; ttingen Minipig Frame 3 | Lomir | DF H1PU | |
| Ellegaard Gö ; ttingen Minipig Sling Cover | Lomir | SS CEG1 | |
| Stimulateur cardiaque | Micropace Boston Scientific | EPS 320 | |
| Stimulateur cardiaque pour la stimulation | Medtronic | Azure XT DR IRM SureScan | |
| Pacemaker pour la détection | Biotronik | Eluna 8 DR-T | |
| Programmateur de stimulateur cardiaque pour la stimulation | Medtronic | CareLink Encore 29901A | |
| Programmateur de stimulateur cardiaque pour la détection | Biotronik | ICS 3000 DS CD-W US | |
| Medication | |||
| Adrénaline 1 mg/mL, 1 mL | Sterop | ||
| Atropine 0,5 mg/mL, 1 mL | Sterop | ||
| Catapressan 150 µ ; g/mL, 1 ml de clonidine | Boehringer Ingelheim | BE021402 | |
| Cefazoline 2 g en poudre | Mylan | BE319794 | |
| Cordarone 50 mg/mL, 3 mL amiodarone | Sanofi | ||
| Durogesic 50 µ ; g/h timbres de fentanyl | Janssen-Cilag | ||
| Glucose 5 %, 500 mL | Baxter | AE0063 | |
| Ketalar 50 mg/mL, 10 mL | Pfizer | 804101 | |
| Lanoxin 0,25 mg/mL, 2 mL digoxine | Aspen | ||
| Marcaine 0,5 % + adrénaline 1:200 000 | Aspen | ||
| Midazolam 5 mg/ml, 3 mL | B. Braun | 3521740 | |
| Morfine 10 mg/mL, 1 mL | Sterop | ||
| NaCl 0,9 %, 500 mL | Baxter | AKE1323 | |
| Nitro Pohl 1 mg/mL, 5 mL nitroglycérine | Pohl Boskamp | ||
| Noradrénaline 1 mg/mL, 4 mL | Aguettant | ||
| Plasmalyte 1000 mL | Baxter | AKE0324 | |
| Propofol 10 mg/mL, 20 mL | B. Braun | 3521810 | |
| Protamine 1400 UI/mL, 5 mL | Leo pharma | ||
| Rapifen 0,5 mg/mL, 2 mL | Janssen-Cilag | 95103 | |
| Seloken 1 mg/mL, 5 mL métoprolol | AstraZeneca | ||
| Sevorane Quick Fill 100 % sévoflurane, 250 mL | Abbvie | 1283-415 | |
| Tracrium 10 mg/mL, 5 mL atracurium | Aspen |
Références
- Hindricks, G., et al. 2020 ESC Guidelines for the diagnosis and management of atrial fibrillation developed in collaboration with the European Association for Cardio-Thoracic Surgery (EACTS): The Task Force for the diagnosis and management of atrial fibrillation of the European Society of Cardiology (ESC) Developed with the special contribution of the European Heart Rhythm Association (EHRA) of the ESC. European Heart Journal. 42 (5), 373(2021).
- Sajeev, J. K., Kalman, J. M., Dewey, H., Cooke, J. C., Teh, A. W. The atrium and embolic stroke: myopathy not atrial fibrillation as the requisite determinant. JACC. Clinical Electrophysiology. 6 (3), 251-261 (2020).
- Shen, M. J., Arora, R., Jalife, J. Atrial myopathy. JACC: Basic to Translational Science. 4 (5), 640-654 (2019).
- Jalife, J., Kaur, K. Atrial remodeling, fibrosis, and atrial fibrillation. Trends in Cardiovascular Medicine. 25 (6), 475-484 (2015).
- Fu, X. X., et al. Interleukin-17A contributes to the development of post-operative atrial fibrillation by regulating inflammation and fibrosis in rats with sterile pericarditis. International Journal of Molecular Medicine. 36 (1), 83-92 (2015).
- Liao, J., et al. TRPV4 blockade suppresses atrial fibrillation in sterile pericarditis rats. JCI Insight. 5 (23), 137528(2020).
- Zhang, Y., et al. Role of inflammation in the initiation and maintenance of atrial fibrillation and the protective effect of atorvastatin in a goat model of aseptic pericarditis. Molecular Medicine Reports. 11 (4), 2615-2623 (2015).
- Vizzardi, E., et al. Risk factors for atrial fibrillation recurrence: a literature review. Journal of Cardiovascular Medicine. 15 (3), Hagerstown, Md. 235-253 (2014).
- Dosdall, D. J., et al. Chronic atrial fibrillation causes left ventricular dysfunction in dogs but not goats: experience with dogs, goats, and pigs. American Journal of Physiology. Heart and Circulatory Physiology. 305 (5), 725-731 (2013).
- Schuttler, D., et al. Animal models of atrial fibrillation. Circulation Research. 127 (1), 91-110 (2020).
- Wijffels, M. C., Kirchhof, C. J., Dorland, R., Allessie, M. A. Atrial fibrillation begets atrial fibrillation. A study in awake chronically instrumented goats. Circulation. 92 (7), 1954-1968 (1995).
- Willems, R., Ector, H., Holemans, P., Van De Werf, F., Heidbuchel, H. Effect of different pacing protocols on the induction of atrial fibrillation in a transvenously paced sheep model. Pacing and Clinical Electrophysiology. 24 (6), 925-932 (2001).
- Pagé, P. L., Plumb, V. J., Okumura, K., Waldo, A. L. A new animal model of atrial flutter. Journal of the American College of Cardiology. 8 (4), 872-879 (1986).
- Schwartzman, D., et al. A plasma-based, amiodarone-impregnated material decreases susceptibility to atrial fibrillation in a post-cardiac surgery model. Innovations. 11 (1), Philadelphia, Pa. 59-63 (2016).
- BCFI vzw. Vetcompendium BCFIvet. , Available from: https://www.vetcompendium.be/nl (2021).
- Swine in the laboratory. Surgery, anesthesia, imaging, and experimental techniques, Third edition. Swindle, M. M., Smith, A. C. , CRC Press. (2016).
- Unit for Laboratory Animal Medicine. Guidelines on anesthesia and analgesia in swine. , Available from: https://az.research.umich.edu/animalcare/guidelines/guidelines-anesthesia-and-analgesia-swine (2021).
- Ettrup, K. S., et al. Basic surgical techniques in the Gottingen minipig: intubation, bladder catheterization, femoral vessel catheterization, and transcardial perfusion. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (52), e2652(2011).
Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.
Réimpressions et autorisations
