Article de méthode

Simulation de la température dans une expérience d’incubation du sol

DOI :

10.3791/64081

⸱

28 octobre 2022

 ,  ,  ,  , 
1Department of Agricultural and Environmental Sciences, Tennessee State University, 2Department of Plant Biology and Microbiology, University of Oklahoma, Norman

Dans cet article

Résumé

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Les expériences de réchauffement du sol en laboratoire utilisent généralement deux températures constantes ou plus dans plusieurs chambres. En présentant une chambre environnementale sophistiquée, nous fournissons une méthode précise de contrôle de la température pour imiter l’ampleur et l’amplitude de la température du sol in situ et améliorer la conception expérimentale des études d’incubation du sol.

Résumé

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

L’étude de l’impact du réchauffement sur les sols nécessite une représentation réaliste et précise de la température. Dans les études d’incubation en laboratoire, une méthode largement adoptée a consisté à obtenir des températures constantes dans plusieurs chambres et, par le biais de comparaisons des réponses du sol entre les chambres à basse et à haute température, pour calculer l’impact du réchauffement sur les changements du sol. Cependant, cette méthode couramment utilisée n’a pas réussi à imiter à la fois l’ampleur et l’amplitude des températures réelles observées dans des conditions de terrain, ce qui pourrait compromettre la validité de telles études. Avec des chambres environnementales sophistiquées de plus en plus disponibles, il est impératif d’examiner d’autres méthodes de contrôle de la température pour la recherche sur l’incubation des sols. Ce protocole introduira une chambre environnementale à la fine pointe de la technologie et démontrera des méthodes conventionnelles et nouvelles de contrôle de la température pour améliorer la conception expérimentale de l’incubation du sol. Le protocole comprend principalement quatre étapes : la surveillance et la programmation de la température, la collecte du sol, l’incubation en laboratoire et la comparaison des effets de réchauffement. Un exemple sera présenté pour démontrer différentes méthodes de contrôle de la température et les scénarios de réchauffement contrastés qui en résultent; c’est-à-dire une conception à température constante appelée réchauffement progressif (SW) et une conception de température simulée in situ comme réchauffement progressif (GW), ainsi que leurs effets sur la respiration du sol, la biomasse microbienne et les activités enzymatiques extracellulaires. De plus, nous présentons une stratégie visant à diversifier les scénarios de changement de température afin de répondre à des besoins de recherche spécifiques sur les changements climatiques (p. ex., chaleur accablante). Le protocole de contrôle de la température et les scénarios de changement de température bien adaptés et diversifiés recommandés aideront les chercheurs à établir des expériences d’incubation de sol fiables et réalistes en laboratoire.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

La température à la surface du globe devrait augmenter au cours de ce siècle de 1,8 à 6,4 °C 1,2. Le réchauffement climatique peut augmenter le flux de CO2 du sol vers l’atmosphère, entraînant une rétroaction positive avec le réchauffement 3,4,5,6. Étant donné que les communautés microbiennes jouent un rôle essentiel dans la régulation des réponses respiratoires du sol au réchauffement7,8, les changements dans la respiration microbienne et les mécanismes microbiens sous-jacents au réchauffement ont été un axe de recherche. Bien que les expériences de réchauffement du sol déployées sur le terrain, via un câble chauffant9 et une chambre à toit ouvert10, aient été avantageuses pour capturer les caractéristiques naturelles du sol telles que la température11, leur coût élevé d’installation et d’entretien a limité leur application. Alternativement, les expériences d’incubation du sol soumises à différentes températures sont un choix favorable. Le principal avantage de l’incubation du sol en laboratoire est que les conditions environnementales bien contrôlées (p. ex. la température) permettent de démêler l’effet à un facteur des autres facteurs de confusion dans un contexte expérimental sur le terrain12,13. Malgré les différences entre les expériences en chambre de croissance et sur le terrain (p. ex., croissance des plantes), la traduction des résultats de laboratoire au terrain est facilement disponible14. L’incubation d’échantillons de sol en laboratoire pourrait aider à améliorer notre compréhension mécaniste de la réponse du sol au réchauffement15.

Notre revue de la littérature a permis de relever plusieurs méthodes de contrôle de la température et, par conséquent, des modes distincts de changement de température dans des études antérieures sur l’incubation du sol (tableau 1). Tout d’abord, les instruments utilisés pour contrôler la température sont principalement à travers un incubateur, une chambre de croissance, un bain-marie et, dans un cas rare, un câble chauffant. Compte tenu de ces instruments, trois modèles typiques de changement de température ont été générés (Figure 1). Il s’agit notamment du mode le plus implémenté, température constante (CT), changement linéaire (LC) avec un taux de changement de température constant non nul et changement non linéaire (NC) présenté avec un type de température diurne. Dans un cas de tomodensitométrie, l’ampleur de la température peut varier au fil du temps, bien que la température reste constante pendant une certaine période pendant l’incubation (Figure 1B). Pour la CL, le taux de changement de température pourrait varier dans différentes études à plus de deux ordres de grandeur (p. ex. 0,1 °C/jour contre 3,3 °C/h; Tableau 1); Pour les cas CN, la plupart reposaient sur la capacité intrinsèque des instruments utilisés, ce qui a conduit à divers modes. Malgré cela, un type de changement de température diurne a été revendiqué à travers un câble chauffant ou un incubateur16,17; Cependant, les températures de la chambre dans ces expériences n’ont pas été validées. D’autres résultats importants de l’examen présentés dans le tableau 1 comprennent la plage de température d’incubation de 0 à 40 °C, la plupart se situant entre 5 et 25 °C; La durée des expériences variait de quelques heures (<1 jour) à près de 2 ans (~725 jours). En outre, les sols soumis à des incubations ont été collectés dans des écosystèmes forestiers, de prairies et de terres cultivées, avec un horizon minéral dominant, un horizon organique et même des sols contaminés, situés principalement aux États-Unis, en Chine et en Europe (tableau 1).

Compte tenu des trois principaux modes de changement de température, plusieurs scénarios de réchauffement distincts réalisés dans les études antérieures ont été résumés dans le tableau 2. Ils comprennent le réchauffement par étapes (SW), le SW avec une magnitude variable (SWv), le réchauffement progressif linéaire (GWl), le réchauffement progressif non linéaire (GWn) et le réchauffement progressif diurne (GWd).

En résumé, les incubations passées dans le sol ont généralement capturé la température moyenne de l’air ou du sol dans un site. Dans de nombreux cas, comme le montre le tableau 1, les incubateurs ou les chambres étaient programmés manuellement à une température fixe, mais incapables d’ajuster automatiquement la température comme souhaité, ne permettant pas de contrôler le mode et le taux de changement de température avec le temps (Eq. 1), ce qui rendait difficile d’imiter la température diurne du sol local. D’autre part, bien que nous ayons tenté dans deux expériences16,17, nous n’avons identifié aucune étude imitant explicitement le réchauffement progressif diurne (GWd) dans leurs expériences d’incubation (Tableau 1). D’après la revue de la littérature, le principal obstacle réside dans la mauvaise conception expérimentale, en particulier l’absence d’un instrument sophistiqué permettant la mise en œuvre et la validation de scénarios de réchauffement diurne ou d’autres scénarios de réchauffement progressif.

figure-introduction-1(Éq. 1)

Où ΔT est la quantité de changement de température, m est le mode de changement de température, r est le taux de changement de température et t est la durée du changement.

Pour améliorer la rigueur expérimentale dans l’incubation du sol, une méthode précise et sophistiquée de contrôle de la température est présentée dans cette étude. Adoptant une chambre environnementale de pointe, de plus en plus disponible et économiquement viable, la nouvelle conception permettra non seulement la simulation précise de la température du sol in situ (p. ex., modèle diurne), mais aussi, en tenant compte des changements de température extrêmes possibles, fournira un moyen fiable de minimiser les artefacts de biais instrumental. La conception actuelle de l’incubation du sol devrait aider les chercheurs à déterminer les stratégies optimales qui répondent à leurs besoins en matière d’incubation et de recherche. L’objectif global de cette méthode est de présenter aux biogéochimistes des sols une approche hautement opérationnelle pour réformer la conception de l’incubation des sols.

Protocole

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. Surveillance et programmation de la température

  1. Identifier une zone d’échantillonnage dans une parcelle de recherche. Installez une ou quelques sondes de température automatiques dans les sols à 10 cm de profondeur. Connectez la station météo à un ordinateur via le câble de transmission de données et ouvrez le logiciel sur l’ordinateur.
  2. Cliquez sur le bouton Lancer/Propriétés de la barre d’outils pour configurer l’enregistreur pour les capteurs externes utilisés.
  3. Dans l’écran Propriétés , définissez le nom de l’enregistreur/de la station (c.-à-d. Explication d’incubation du sol) et l’intervalle de collecte des données (c.-à-d. 60 minutes). Ensuite, dans l’écran Propriétés , cliquez sur Activé sur les ports de capteur externe utilisés et sélectionnez le capteur/l’unité dans le bouton déroulant pour chaque port de capteur (c’est-à-dire Port A ; « Activé »: Température °C). Enfin, cliquez sur OK pour enregistrer les paramètres.
  4. Surveillez la lecture des sondes chaque semaine pour éviter les dysfonctionnements et téléchargez le jeu de données une fois par mois. Obtenir un dossier complet pour plusieurs mois couvrant la saison de croissance (c.-à-d. d’avril à septembre).
  5. Effectuer une analyse des données des enregistrements de température. Obtenir la température horaire moyenne de la saison de croissance en faisant la moyenne de toutes les observations.
    1. Obtenez la température moyenne de chaque heure sur une base quotidienne en faisant la moyenne des températures de la même heure sur tous les jours pendant la saison de croissance.
  6. Dans la chambre sophistiquée, lancez le logiciel et cliquez sur le bouton Profil sur l’écran du menu principal pour créer un nouveau fichier. Dans la ligne de saisie du nom de fichier, entrez « SW low ». En cliquant sur l’option Changement instantané , entrez 15,9 °C comme température initiale obtenue à l’étape 1.5, et entrez 2 sur la ligne Minutes pour maintenir la température pendant 2 min et cliquez sur le bouton Terminé . Ensuite, sous l’option Temps de rampe , entrez 15,9 °C comme point de consigne cible et sur la ligne Heures , entrez 850 h pour maintenir la température. Fianlly, cliquez sur le bouton Terminé .
    1. Répétez l’étape ci-dessus dans la deuxième chambre en ajoutant 5 °C à chaque nœud de température et créez un nouveau nom de fichier « SW high ».
    2. Répéter l’étape 1.4 dans la troisième chambre en ajoutant 23 étapes supplémentaires correspondant aux 23 températures horaires observées du sol obtenues à l’étape 1.5.1. À la dernière étape, appelée JUMP, définissez 42 boucles répétées (Jump Count 42). Cela conduit au scénario d’un réchauffement progressif ou GW faible.
    3. Répétez l’étape ci-dessus dans la quatrième chambre avec 5 °C ajoutés à chaque nœud de température. Cela permettra une simulation de températures variables pendant 42 jours à un niveau de température plus élevé (c.-à-d. GW élevé).
  7. Effectuer un essai préliminaire pendant 24 h et produire les températures enregistrées par les quatre chambres. Tracez les températures enregistrées par les chambres par rapport à celles programmées (Figure 2A-D).
    1. Si les températures obtenues dans la chambre correspondent aux températures programmées par une différence de température de <0,1 °C pendant les 24 h (Figure 2A,B,E,F), les chambres conviennent à l’expérience d’incubation du sol.
    2. Si les critères n’ont pas été remplis dans l’une de ces chambres, répéter un autre essai de 24 heures ou demander une nouvelle chambre.

2. Collecte et homogénéisation des sols

  1. Près de la zone de sonde de température, prélever cinq échantillons de sol à une profondeur de 0 à 20 cm et les mettre dans un sac en plastique après avoir enlevé la couche de litière superficielle.
  2. Bien mélanger l’échantillon en tordant, pressant et mélangeant les matériaux dans le sac jusqu’à ce qu’aucun échantillon de sol individuel ne soit visible.
  3. Conservez les échantillons dans une glacière remplie de blocs réfrigérants et transportez-les immédiatement au laboratoire.
  4. Retirer les racines de chaque carotte, les tamiser à travers un tamis de 2 mm, mélanger et homogénéiser soigneusement l’échantillon avant l’analyse suivante.

3. Incubation en laboratoire

  1. Avant l’incubation, peser 10,0 g de terre fraîche, la sécher au four pendant 24 h à 105 °C et peser la terre sèche. Calculez la différence entre les échantillons de sol frais et sec et calculez le rapport de différence sur le poids du sol sec pour déterminer la teneur en humidité du sol dans une feuille de calcul.
  2. Utilisez la teneur en humidité dérivée pour calculer le carbone de la biomasse microbienne du sol (MBC), l’activité enzymatique extracellulaire (AEE) et la respiration hétérotrophe du sol, comme décrit dans les étapes suivantes. Ces données aideront à comprendre les effets du traitement sur la respiration du sol et les mécanismes microbiens sous-jacents.
  3. Avant l’incubation, peser le sous-échantillon de sol humide prélevé sur le terrain (10 g) et quantifier le MBC du sol par fumigation au chloroforme-K2SO4 et méthodes de digestion au persulfate de potassium18.
  4. Avant l’incubation, peser le sous-échantillon de sol humide au champ (1,0 g) et mesurer l’hydrolyse et l’oxydation du solEEA 19.
  5. Peser 16 sous-échantillons de sol humide sur le terrain (équivalent de 15,0 g de poids sec) dans 16 carottes de polychlorure de vinyle (PVC) (5 cm de diamètre, 7,5 cm de hauteur) scellées avec du papier de fibre de verre sur le fond.
  6. Placez les noyaux en PVC dans des bocaux Mason (~1 L) tapissés d’un lit de perles de verre pour vous assurer que les noyaux n’absorbent pas l’humidité.
  7. Placez quatre pots dans chacune des quatre chambres comme décrit à l’étape 1.4. Allumez les chambres et lancez le programme simultanément dans quatre chambres.
  8. Pendant l’incubation, à 2 h, jours 1, 2, 7, 14, 21, 28, 35 et 42, prenez tous les pots dans chacune des quatre chambres et utilisez un analyseur de gaz CO2 portable pour mesurer le taux de respiration du sol (Rs) en plaçant le collier de l’analyseur sur le dessus de chaque pot.
  9. Prélever de façon destructrice tous les pots à la fin de l’incubation (c.-à-d. jour 42) et quantifier le MBC du sol comme décrit à l’étape 3.3.
  10. Prélever de façon destructrice tous les pots à la fin de l’incubation (c.-à-d. jour 42) et quantifier l’activité enzymatique du sol comme décrit à l’étape 3.4.

4. Comparaison des effets de réchauffement

  1. En supposant une fréquence respiratoire constante (Rs) entre deux collectes consécutives, utilisez la fréquence respiratoire multipliée par la durée pour calculer la respiration cumulative (Rc).
  2. Effectuer une analyse de variance à mesures répétées (ANOVA) à trois voies pour tester les effets principaux et interactifs du temps, de la température (réchauffement) et du mode de température (scénario de réchauffement) surR s et Rc. En outre, mener une ANOVA bidirectionnelle pour tester le réchauffement et les effets du scénario de réchauffement sur MBC et l’AEE.

Résultats

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Les chambres de pointe sélectionnées ont reproduit la température cible avec une grande précision (Figure 2A, B, E, F) et ont répondu aux exigences techniques de l’expérience d’incubation. Compte tenu de la facilité d’utilisation et d’utilisation, cela signifiait la technique pour améliorer la simulation de température dans les études de réchauffement du sol et dans d’autres applications telles que les études de plantes. La procédure a été utilisée dans notre récente étude de cas basée sur une terre cultivée de panic raide dans le Middle-Tennessee.

Les résultats de la recherche ont montré que, par rapport au traitement témoin, le réchauffement entraînait des pertes respiratoires significativement plus importantes (Rs et R c) dans les deux scénarios de réchauffement (SW et GW), et GW doublait la perte respiratoire induite par le réchauffement (Rc) par rapport au SW, 81% contre 40% (Figure 3). Au jour 42, la MBC et l’EEE étaient également significativement différentes entre SW et GW, de sorte que la MBC était plus élevée dans SW que dans GW (69% vs 38%; Graphique 4) et les glycosidases et la peroxydase (p. ex. AG, BG, BX, CBH, NAG, AP, LAP) étaient significativement plus élevées dans les scénarios GW que dans les scénarios SW (figure 5).

figure-results-1
Figure 1 : Illustration du mode de changement de température dans une expérience de réchauffement du sol telle que conceptualisée à partir du tableau 1. (A) Température constante (CT) adoptée par la plupart des études. (B) Température constante avec amplitude variable (CTv). (C, D) Changement linéaire (LC) avec des taux positifs et négatifs. (E,F) Changement non linéaire (NC) avec motif irrégulier et motif diurne. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

figure-results-2
Figure 2 : Température visée par programmation et température de la chambre au cours d’une période d’essai de 24 heures. (A,B) Enregistrements de température cible (ligne grise) et de température de la chambre (ligne pointillée) sous contrôle et traitements de réchauffement par étapes (SW); (C, D) Enregistrements de température cible (ligne grise) et de température de la chambre (ligne pointillée) sous contrôle et traitements de réchauffement du réchauffement progressif (GW); (E, F) La différence de température dérivée pour les enregistrements dans les panneaux C et D. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

figure-results-3
Figure 3 : Taux cumulatif moyen (± SE) de respiration du sol (Rc, μg CO2-C·g sol-1) sous contrôle (creux) et de réchauffement (foncé) dans le SW et GW dans une expérience d’incubation dusol de 42 jours. Les encarts montrent les taux de respiration du sol (R s, μg CO2-C·h-1·g sol-1) appliqués pour estimer la respiration cumulative, en supposant que R s était constant jusqu’à la mesure suivante. (A) Réchauffement progressif (SW) et (B) réchauffement progressif (GW). N = 4 dans chaque collection. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

figure-results-4
Figure 4 : CMB moyen (± SE) sous contrôle et traitements de réchauffement dans le sud-ouest et le GW dans une expérience d’incubation du sol de 42 jours. MBC = carbone de biomasse microbienne; N = 4 dans chaque collection. S indique un effet significatif du scénario de réchauffement (SW vs GW), à p < 0,05, basé sur une ANOVA à mesures répétées à trois voies. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

figure-results-5
Figure 5 : Glycosidases moyennes (± SE) et peroxydase (activité μmol h-1·gsoil-1) sous contrôle et traitements de réchauffement dans le SW et GW dans une expérience d’incubation de 42 jours. BX =β1,4-xylosidase; PA = phosphatase acide; LAP = Leucine Aminopeptidase; NAG =β-1,4-N-acétyl-glucosaminidase; OX = Enzymes oxydatives; SPO = Phénol oxydase; PER = Peroxydase. N = 4 dans chaque collection. S indique un effet significatif du scénario de réchauffement (SW vs GW), à p < 0,05, basé sur une ANOVA à mesures répétées à trois voies. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Tableau 1 : Revue de la littérature sur les méthodes de contrôle de la température et les modes de changement de température dans les études d’incubation du sol 12,13,16,17,20,21,22,23,24,25,2 6,27,28,29, 30,31,32,
33,34,35,36,37,38,39,40,41,42,43,44,45,46,47,48,49,50, 51,
52,53,54,55,56,57,58,59,60,61,62.
Au total, 46 études ont été incluses dans la revue. Veuillez cliquer ici pour télécharger ce tableau.

Tableau 2 : Principaux modes de changement de température et scénarios de réchauffement correspondants fondés sur une revue de la littérature (tableau 1). Cinq modes et scénarios ont été établis pour représenter un large éventail de changements de température et de conditions de réchauffement possibles. Veuillez cliquer ici pour télécharger ce tableau.

Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

La méthode de contrôle de la température constante a été largement appliquée (tableau 1). Cependant, l’ampleur et le schéma temporel de la température mis en œuvre dans ces procédures simulent mal la température du sol observée dans les conditions du terrain. Malgré les efforts naissants pour imiter le modèle diurne dans le passé, ces études étaient rares et n’ont pas permis de clarifier l’équipement et la procédure; Ils n’ont pas non plus validé la simulation de température en ce qui concerne la précision et la fiabilité16,17. Alors que la communauté s’efforçait d’améliorer sa compréhension des réponses au réchauffement du sol, il est impératif d’optimiser la procédure d’incubation du sol avec une température réaliste et un contrôle réalisable. Néanmoins, ces nouvelles méthodes n’ont pas été développées, et donc, une méthode standard pour les futures expériences d’incubation est toujours hors de portée. Face à la complexité croissante des changements de température mondiale en termes d’ampleur, d’amplitude, de saisonnalité, de durée et d’extrémalité, une procédure complète est très demandée.

Ici, une méthode de manipulation d’une procédure de changement de température diurne a été présentée, en s’appuyant sur la chambre sophistiquée, pour offrir la capacité d’établir un changement de température constant, linéaire et non linéaire et, par la suite, divers scénarios de réchauffement pour répondre aux besoins futurs de la recherche. Le protocole comporte quatre étapes essentielles. La première consiste à déterminer la température du sol dans les conditions du champ. Étant donné que le type de sol et la profondeur d’intérêt ainsi que le type d’utilisation du sol peuvent varier d’une étude à l’autre, le nombre de sondes de température nécessaires pour le site de recherche spécifique devrait être modifié pour s’adapter au mieux aux conditions réelles. En général, la profondeur du sol pour les sondes de température doit répondre à la plupart des besoins de recherche à 0-20 cm, et le nombre de sondes pour représenter la température du sol devrait être limité à un à trois. La clé est d’atteindre un enregistrement de température continu et consécutif à long terme dans au moins un emplacement typique du sol.

La deuxième étape critique consiste à mettre en place le programme pour atteindre l’amplitude et le modèle de température ciblés dans la chambre. En raison de la sensibilité et de la précision élevées de la chambre (figure 4), il est possible de programmer une représentation précise de la température observée dans les conditions de terrain. Bien que le protocole actuel ne présente que la température horaire observée telle que ciblée dans la chambre, une surveillance plus fréquente de la température du sol, telle que 30 minutes, 15 minutes ou même moins, peut être obtenue grâce à cette procédure. Néanmoins, un essai des températures cibles et de la chambre doit être effectué sur 24 heures et, avant l’expérience, les résultats de l’essai doivent satisfaire aux critères de moins de 0,1 °C entre la température cible et la température de la chambre en tous les points temporels. Plus l’observation de la température est fréquemment sélectionnée pour simuler, plus il faut d’étapes pour mettre en place le programme dans la chambre avant l’expérience.

La troisième étape critique consiste à effectuer l’incubation elle-même. Pour réduire l’influence des hétérogénéités du sol63, l’homogénéisation des échantillons de sol est essentielle, et au moins trois répétitions pour chaque traitement sont recommandées. Avant l’incubation, un traitement de pré-incubation est nécessaire, et la procédure actuelle peut faciliter le prétraitement en programmant la température et la durée avant le début officiel de l’expérience. Ceci est avantageux pour réduire la perturbation expérimentale et orchestrer l’ensemble de l’incubation de manière transparente. La dernière étape critique consiste à inclure à la fois des traitements à température constante et des traitements à température variable afin de pouvoir comparer les réponses au réchauffement du sol.

Ce protocole peut être facilement modifié pour permettre de manipuler l’ampleur, l’amplitude et la durée du changement de température. Par exemple, les températures extrêmes lors d’une vague de chaleur en été et les gelées soudaines au début du printemps en raison des changements climatiques peuvent être représentées à l’aide de cette procédure, en plus de sa capacité à tenir compte de leur durée et de leur intensité variables. La simulation combinée des températures régulières et irrégulières permet également de simuler les effets complexes à long terme des changements de température, tels que projetés à l’avenir. Comme le résume le tableau 2, les scénarios de réchauffement qui ont été étudiés dans de nombreuses études distinctes peuvent être réalisés collectivement dans une seule étude. Ce protocole devrait fournir une méthode sophistiquée pour simuler la température dans les études d’incubation du sol. Dans l’espoir d’une large application, l’adoption de ce protocole aidera à identifier ou à valider une méthode plus précise pour les futures études sur le réchauffement des sols basées sur l’incubation en laboratoire.

Une limitation importante de la procédure est que la chambre utilisée dans le protocole actuel a un volume relativement petit, donc ne peut accueillir que neuf pots d’incubation dans chaque chambre. Bien qu’un pot plus petit augmente la capacité de la chambre, un grand volume de chambre est recommandé. Un nouveau modèle (par exemple, TestEquity 1007) offrira huit fois plus de capacité et est donc recommandé pour les expériences à grande échelle. Malgré l’amélioration de la procédure de contrôle de la température dans les incubations de sol, les complications potentielles liées à l’humidité et à l’homogénéisation du sol ne seront pas soulagées par l’adoption du protocole actuel.

Nous démontrons les avantages significatifs de la procédure sophistiquée de contrôle de la température. Il fournit une stratégie de contrôle de la température fiable et abordable pour obtenir une simulation précise de la température et offre un moyen réalisable d’améliorer l’expérience d’incubation du sol nécessaire pour une meilleure compréhension des réponses au réchauffement du sol. Bien que le contrôle de la température constante soit largement accepté et facile à utiliser sur le plan logistique, les artefacts de température constante à long terme sur les communautés microbiennes du sol peuvent détourner les efforts visant à capturer les réponses authentiques du sol. Les autres méthodes de réchauffement en laboratoire signalées sont en grande partie moins contrôlables et reproductibles. Le protocole actuel est supérieur en raison de sa facilité d’utilisation, de sa grande précision et de sa reproductibilité de la simulation de température, de sa programmation explicite et de sa capacité à combiner divers scénarios de changement de température en une seule expérience. La faisabilité d’un contrôle de la température avec une grande précision permettra aux chercheurs d’explorer divers scénarios de changement de température.

Déclarations de divulgation

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

L’auteur n’a rien à divulguer.

Remerciements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Les sources de financement utilisées pour soutenir la recherche comprennent un HBCU−EiR (n ° 1900885) de la National Science Foundation (NSF) des États-Unis, un programme sabbatique de recherche du corps professoral du département de l’Agriculture des États-Unis (USDA) des années 1890 (n ° 58-3098-9-005), une subvention NIFA de l’USDA (n ° 2021-67020-34933) et une subvention Evans-Allen de l’USDA (n ° 1017802). Nous remercions les membres du personnel du Main Campus Agriculture Research and Extension Center (AREC) de la TSU à Nashville, Tennessee.

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Seringue de 10 mLFisher Scientific14-826-13pour la mesure de la respiration du sol
Composer SoftwareTestEquityModel #107pour la configuration de la température d’incubation Chambre
environnementaleTestEquityModel #107pour l’incubation du sol
Analyseur de gaz environnementauxPP SystemsEGM5pour la mesure
Papier filtreFisher Scientific1005-125pour l’incubation du sol
Pot MasonBall15381-3pour l’incubation du sol
FourFisherScientific 15-103-0520pour la mesure de l’humidité du sol
Fermeture éclair en plastique Sac de rangementFisher Scientific09-800-16pour le prélèvement de sol
Lecteur de plaquesDispositifs moléculairesFilterMax F5pour l’analyse des enzymes extracellulaires du sol
Logiciel RThe R FoundationR version 4.1.3 (2022-03-10)Pour le calcul statistique
Réfrigérateur/CongélateurFisher Scientific13-991-898pour le stockage du sol
TournevisFisher Scientific19-313-447pour le ramassage du sol
SharpieFisher Scientific50-111-3135pour le ramassage du sol
SieveFisher Scientific04-881G  ;pour le tamisage d’un échantillon de sol
Septa en siliconeDuran Wheaton kimble224100-070pour bocaux Mason utilisés pour l’incubation du sol
Tarière de solAMS350.05pour la collecte du sol
SpecWare SoftwareSpectrum TechnologiesWatchDog E2700 (3340WD2)pour la configuration de l’intervalle de collecte de la température
Sonde de températureSpectrum TechnologiesWatchDog E2700 (3340WD2)pour la température du sol analyseur
TOC/TNShimadzuTOC-L seriespour l’analyse de la biomasse microbienne du sol
de la respiration du sol de mesure

Références

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Chatterjee, D., Saha, S. Response of Soil Properties and Soil Microbial Communities to the Projected Climate Change. Advances in Crop Environment Interaction. Bal, S., Mukherjee, J., Choudhury, B., Dhawan, A. , Springer. Singapore. 87-136 (2018).
  2. Feral, J. Climate Change 2014: Synthesis Report. Contribution of Working Groups I, II and III to the Fifth Assessment Report of the Intergovernmental Panel on Climate. Pachauri, R. K., Meyer, L. A. , IPCC. Geneva, Switzerland. 151(2014).
  3. Davidson, E. A. Carbon dioxide loss from tropical soils increases on warming. Nature. 584 (7820), 198-199 (2020).
  4. Davidson, E. A., Janssens, I. A. Temperature sensitivity of soil carbon decomposition and feedbacks to climate change. Nature. 440 (7081), 165-173 (2006).
  5. Van Gestel, N., et al. Predicting soil carbon loss with warming. Nature. 554 (7693), 4-5 (2018).
  6. Tarnocai, C., et al. Soil organic carbon pools in the northern circumpolar permafrost region. Global Biogeochemical Cycles. 23 (2), 2023(2009).
  7. Allison, S. D., Treseder, K. K. Warming and drying suppress microbial activity and carbon cycling in boreal forest soils. Global Change Biology. 14 (12), 2898-2909 (2008).
  8. Allison, S. D., Wallenstein, M. D., Bradford, M. A. Soil-carbon response to warming dependent on microbial physiology. Nature Geoscience. 3 (5), 336-340 (2010).
  9. Melillo, J. M., et al. Soil warming, carbon-nitrogen interactions, and forest carbon budgets. Proceedings of the National Academy of Sciences. 108 (23), 9508-9512 (2011).
  10. Pelini, S. L., et al. Heating up the forest: open-top chamber warming manipulation of arthropod communities at Harvard and Duke Forests. Methods in Ecology and Evolution. 2 (5), 534-540 (2011).
  11. Hamdi, S., Moyano, F., Sall, S., Bernoux, M., Chevallier, T. Synthesis analysis of the temperature sensitivity of soil respiration from laboratory studies in relation to incubation methods and soil conditions. Soil Biology and Biochemistry. 58, 115-126 (2013).
  12. Benton, T. G., Solan, M., Travis, J. M., Sait, S. M. Microcosm experiments can inform global ecological problems. Trends in Ecology & Evolution. 22 (10), 516-521 (2007).
  13. Schädel, C., et al. Decomposability of soil organic matter over time: the Soil Incubation Database (SIDb, version 1.0) and guidance for incubation procedures. Earth System Science Data. 12 (3), 1511-1524 (2020).
  14. Poorter, H., et al. Pampered inside, pestered outside? Differences and similarities between plants growing in controlled conditions and in the field. New Phytologist. 212 (4), 838-855 (2016).
  15. Jian, S., et al. Multi-year incubation experiments boost confidence in model projections of long-term soil carbon dynamics. Nature Communications. 11 (1), 5864(2020).
  16. Zhu, B., Cheng, W. Constant and diurnally-varying temperature regimes lead to different temperature sensitivities of soil organic carbon decomposition. Soil Biology and Biochemistry. 43 (4), 866-869 (2011).
  17. Whitby, T. G., Madritch, M. D. Native temperature regime influences soil response to simulated warming. Soil Biology and Biochemistry. 60, 202-209 (2013).
  18. Brookes, P. C., Landman, A., Pruden, G., Jenkinson, D. S. Chloroform fumigation and the release of soil nitrogen: A rapid direct extraction method to measure microbial biomass nitrogen in soil. Soil Biology and Biochemistry. 17 (6), 837-842 (1985).
  19. Saiya-Cork, K., Sinsabaugh, R., Zak, D. The effects of long term nitrogen deposition on extracellular enzyme activity in an Acer saccharum forest soil. Soil Biology and Biochemistry. 34 (9), 1309-1315 (2002).
  20. Adekanmbi, A. A., Shu, X., Zhou, Y., Shaw, L. J., Sizmur, T. Legacy effect of constant and diurnally oscillating temperatures on soil respiration and microbial community structure. bioRxiv. , (2021).
  21. Akbari, A., Ghoshal, S. Effects of diurnal temperature variation on microbial community and petroleum hydrocarbon biodegradation in contaminated soils from a sub-Arctic site. Environmental Microbiology. 17 (12), 4916-4928 (2015).
  22. Bai, Z., et al. Shifts in microbial trophic strategy explain different temperature sensitivity of CO2 flux under constant and diurnally varying temperature regimes. FEMS Microbiology Ecology. 93 (5), (2017).
  23. Bao, X., et al. Effects of soil temperature and moisture on soil respiration on the Tibetan plateau. PLoS One. 11 (10), 0165212(2016).
  24. Chang, X., et al. Temperature and moisture effects on soil respiration in alpine grasslands. Soil science. 177 (9), 554-560 (2012).
  25. Chen, X., et al. Evaluating the impacts of incubation procedures on estimated Q10 values of soil respiration. Soil Biology and Biochemistry. 42 (12), 2282-2288 (2010).
  26. Conant, R. T., Dalla-Betta, P., Klopatek, C. C., Klopatek, J. M. Controls on soil respiration in semiarid soils. Soil Biology and Biochemistry. 36 (6), 945-951 (2004).
  27. Conant, R. T., et al. Sensitivity of organic matter decomposition to warming varies with its quality. Global Change Biology. 14 (4), 868-877 (2008).
  28. Ding, J., et al. Linking temperature sensitivity of soil CO2 release to substrate, environmental, and microbial properties across alpine ecosystems. Global Biogeochemical Cycles. 30 (9), 1310-1323 (2016).
  29. En, C., Al-Kaisi, M. M., Liange, W., Changhuan, D., Deti, X. Soil organic carbon mineralization as affected by cyclical temperature fluctuations in a karst region of southwestern China. Pedosphere. 25 (4), 512-523 (2015).
  30. Fang, C., Moncrieff, J. The dependence of soil CO2 efflux on temperature. Soil Biology and Biochemistry. 33 (2), 155-165 (2001).
  31. Fierer, N., Colman, B. P., Schimel, J. P., Jackson, R. B. Predicting the temperature dependence of microbial respiration in soil: A continental-scale analysis. Global Biogeochemical Cycles. 20 (3), 3026(2006).
  32. Guntinas, M., Gil-Sotres, F., Leiros, M., Trasar-Cepeda, C. Sensitivity of soil respiration to moisture and temperature. Journal of Soil Science and Plant Nutrition. 13 (2), 445-461 (2013).
  33. Kittredge, H. A., Cannone, T., Funk, J., Chapman, S. K. Soil respiration and extracellular enzyme production respond differently across seasons to elevated temperatures. Plant and Soil. 425 (1), 351-361 (2018).
  34. Knorr, W., Prentice, I. C., House, J., Holland, E. Long-term sensitivity of soil carbon turnover to warming. Nature. 433 (7023), 298-301 (2005).
  35. Lefevre, R., et al. Higher temperature sensitivity for stable than for labile soil organic carbon-Evidence from incubations of long-term bare fallow soils. Global Change Biology. 20 (2), 633-640 (2014).
  36. Li, J., et al. Asymmetric responses of soil heterotrophic respiration to rising and decreasing temperatures. Soil Biology and Biochemistry. 106, 18-27 (2017).
  37. Li, J., et al. Biogeographic variation in temperature sensitivity of decomposition in forest soils. Global Change Biology. 26 (3), 1873-1885 (2020).
  38. Li, J., et al. Rising temperature may trigger deep soil carbon loss across forest ecosystems. Advanced Science. 7 (19), 2001242(2020).
  39. Liang, J., et al. Methods for estimating temperature sensitivity of soil organic matter based on incubation data: A comparative evaluation. Soil Biology and Biochemistry. 80, 127-135 (2015).
  40. Lin, J., Zhu, B., Cheng, W. Decadally cycling soil carbon is more sensitive to warming than faster-cycling soil carbon. Global Change Biology. 21 (12), 4602-4612 (2015).
  41. Liu, H., et al. Differential response of soil respiration to nitrogen and phosphorus addition in a highly phosphorus-limited subtropical forest, China. Forest Ecology and Management. 448, 499-508 (2019).
  42. Liu, H. S., et al. Respiratory substrate availability plays a crucial role in the response of soil respiration to environmental factors. Applied Soil Ecology. 32 (3), 284-292 (2006).
  43. Liu, Y., et al. A new incubation and measurement approach to estimate the temperature response of soil organic matter decomposition. Soil Biology and Biochemistry. 138, 107596(2019).
  44. Meyer, N., Welp, G., Amelung, W. The temperature sensitivity (Q10) of soil respiration: Controlling factors and spatial prediction at regional scale based on environmental soil classes. Global Biogeochemical Cycles. 32 (2), 306-323 (2018).
  45. Mikan, C. J., Schimel, J. P., Doyle, A. P. Temperature controls of microbial respiration in arctic tundra soils above and below freezing. Soil Biology and Biochemistry. 34 (11), 1785-1795 (2002).
  46. Podrebarac, F. A., Laganière, J., Billings, S. A., Edwards, K. A., Ziegler, S. E. Soils isolated during incubation underestimate temperature sensitivity of respiration and its response to climate history. Soil Biology and Biochemistry. 93, 60-68 (2016).
  47. Quan, Q., et al. type affects the coupled relationships of soil C and N mineralization in the temperate forests of northern China. Scientific Reports. 4 (1), 6584(2014).
  48. Robinson, J., et al. Rapid laboratory measurement of the temperature dependence of soil respiration and application to changes in three diverse soils through the year. Biogeochemistry. 133 (1), 101-112 (2017).
  49. Sierra, C. A., Trumbore, S. E., Davidson, E. A., Vicca, S., Janssens, I. Sensitivity of decomposition rates of soil organic matter with respect to simultaneous changes in temperature and moisture. Journal of Advances in Modeling Earth Systems. 7 (1), 335-356 (2015).
  50. Sihi, D., Inglett, P. W., Gerber, S., Inglett, K. S. Rate of warming affects temperature sensitivity of anaerobic peat decomposition and greenhouse gas production. Global Change Biology. 24 (1), 259-274 (2018).
  51. Sihi, D., Inglett, P. W., Inglett, K. S. Warming rate drives microbial nutrient demand and enzyme expression during peat decomposition. Geoderma. 336, 12-21 (2019).
  52. Subke, J. -A., Bahn, M. On the 'temperature sensitivity'of soil respiration: can we use the immeasurable to predict the unknown. Soil Biology and Biochemistry. 42 (9), 1653-1656 (2010).
  53. Tucker, C. L., Bell, J., Pendall, E., Ogle, K. Does declining carbon-use efficiency explain thermal acclimation of soil respiration with warming. Global Change Biology. 19 (1), 252-263 (2013).
  54. Wang, J., et al. Temperature sensitivity of soil carbon decomposition due to shifts in soil extracellular enzymes after afforestation. Geoderma. 374, 114426(2020).
  55. Wang, Q., et al. Important interaction of chemicals, microbial biomass and dissolved substrates in the diel hysteresis loop of soil heterotrophic respiration. Plant and Soil. 428 (1), 279-290 (2018).
  56. Wang, Q., et al. Differences in SOM decomposition and temperature sensitivity among soil aggregate size classes in a temperate grasslands. PLoS One. 10 (2), 0117033(2015).
  57. Weedon, J. T., et al. Temperature sensitivity of peatland C and N cycling: does substrate supply play a role. Soil Biology and Biochemistry. 61, 109-120 (2013).
  58. Wei, L., et al. Labile carbon matters more than temperature for enzyme activity in paddy soil. Soil Biology and Biochemistry. 135, 134-143 (2019).
  59. Wetterstedt, J. M., Persson, T., Ågren, G. I. Temperature sensitivity and substrate quality in soil organic matter decomposition: results of an incubation study with three substrates. Global Change Biology. 16 (6), 1806-1819 (2010).
  60. Winkler, J. P., Cherry, R. S., Schlesinger, W. H. The Q10 relationship of microbial respiration in a temperate forest soil. Soil Biology and Biochemistry. 28 (8), 1067-1072 (1996).
  61. Yan, D., et al. The temperature sensitivity of soil organic carbon decomposition is greater in subsoil than in topsoil during laboratory incubation. Scientific Reports. 7, 5181(2017).
  62. Yang, K., et al. Temperature response of soil carbon decomposition depends strongly on forest management practice and soil layer on the eastern Tibetan Plateau. Scientific Reports. 7, 4777(2017).
  63. Li, J. W. Sampling soils in a heterogeneous research plot. Journal of Visualized Experiments. (143), e58519(2019).

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