Culture d’organoïdes de gliome dérivés ex vivo de patients à l’aide d’un hachoir à tissus

Les gliomes de bas grade (LGG) sont un groupe de tumeurs cérébrales relativement rares qui se présentent généralement comme à croissance lente et moins agressives que les gliomes de haut grade comme le glioblastome. Ils peuvent survenir chez les adultes et les enfants, avec une prévalence légèrement plus élevée chez les adultes. La prévalence exacte varie selon la région et la population, mais les LGG représentent environ 15 à 20 % de toutes les tumeurs cérébrales primitives¹. Les stratégies de traitement des LGG impliquent souvent une combinaison de chirurgie, de radiothérapie et de chimiothérapie, visant à maximiser la résection tumorale tout en préservant la fonction neurologique. La prise en charge des LGG peut être complexe et le choix du traitement peut dépendre de facteurs tels que la localisation de la tumeur et les caractéristiques moléculaires². Les progrès réalisés dans la compréhension des fondements génétiques et moléculaires des LGG ont conduit à des thérapies plus ciblées, et les recherches en cours continuent d’affiner les approches thérapeutiques.

Le glioblastome de type sauvage IDH, grade 4 de l’OMS du SNC (GBM), quant à lui, est la tumeur cérébrale primitive la plus répandue chez les adultes, avec un taux d’incidence compris entre 3,19 et 4,17 cas pour 100 000 années-personnes³. Le GBM provoque des symptômes tels que des maux de tête, des convulsions, des déficits neurologiques focaux, des changements de personnalité et une augmentation de la pression intracrânienne. Le traitement standard du GBM implique une réduction tumorale de la tumeur, si possible, suivie d’une radiothérapie associée au témozolomide⁴. De plus, la combinaison du témozolomide et de la lomustine pourrait améliorer le taux de survie global médian chez les patients présentant une méthylation⁵ du promoteur de l’O 6-méthylguanine-méthyltransférase (MGMT). Cependant, malgré ces approches thérapeutiques récentes, le GBM reste une maladie incurable de mauvais pronostic, caractérisée par un taux de survie global médian des patients de 16 mois à 20,9 mois lorsque les champs de traitement des tumeurs (TTFields) sont ajoutés ^3,6. Plusieurs approches immunothérapeutiques ont été étudiées dans le GBM mais ont démontré une efficacité limitée in vivo. De plus, les limitations cliniques et précliniques entravent les percées thérapeutiques⁷. L’établissement d’un modèle ex vivo approprié et réaliste a été difficile en raison de l’hétérogénéité ^inter-8 et intratumorale⁹ du GBM.

Les lignées cellulaires conventionnelles de patients en 2D représentent des populations cellulaires homogènes et conviennent au criblage de médicaments à haut débit. Cependant, les lignées cellulaires dérivées de patients et immortalisées ne parviennent pas à imiter correctement le GBM en raison des différences dans les conditions de croissance et des déviations des caractéristiques génotypiques et phénotypiques après de multiples passages 10,11,12.

D’autre part, les modèles organoïdes 3D sont récemment apparus comme des systèmes prometteurs qui reproduisent l’hétérogénéité phénotypique et moléculaire des organes et de divers types de cancer 13,14,15,16,17,18. Dans le contexte du GBM, les organoïdes cérébraux ont été génétiquement modifiés pour simuler des caractéristiques tumorales^16,17 ou co-cultivés avec des GSC ou des sphéroïdes pour induire l’infiltration des cellules tumorales^18,19. Bien que les organoïdes GBM dérivés de patients cultivés avec Matrigel et EGF/bFGF présentent des caractéristiques GBM telles que l’hétérogénéité des cellules souches et l’hypoxie²⁰, on ne sait pas dans quelle mesure ce modèle peut représenter les propriétés moléculaires clés des néoplasmes des patients.

Les organoïdes GBM dérivés de patients (PDO) sont des modèles prometteurs qui peuvent maintenir les caractéristiques prédominantes de leurs tumeurs parentales analogues, y compris les caractéristiques histologiques, la diversité cellulaire, l’expression génique et les profils mutationnels. De plus, ils sont rapidement infiltrés lors de l’implantation dans le cerveau des rongeurs adultes, fournissant un modèle réaliste pour les tests de médicaments et la thérapie personnalisée²¹. Cependant, la dissection manuelle du tissu tumoral pour générer des AOP prend du temps et est coûteuse. Par conséquent, il existe un besoin urgent d’une méthode rapide capable de produire un grand nombre d’AOP, permettant une évaluation complète des différentes approches thérapeutiques prometteuses pour les tests de médicaments individualisés. Cette étude décrit une nouvelle méthode de fabrication de PDO directement à partir de tissu tumoral fraîchement disséqué à l’aide d’un hachoir à tissus automatique. De plus, les PDO générées par cette méthode ont été comparées à des PDO disséquées manuellement chez les mêmes patients en termes de nombre de PDO, de caractéristiques morphologiques, d’apoptose et de prolifération des cellules tumorales.

Tous les patients ont été traités au service de neurochirurgie de l’hôpital universitaire de Würzburg, en Allemagne, après avoir donné un consentement éclairé écrit conformément à la déclaration d’Helsinki et à l’approbation du comité d’examen institutionnel de l’Université de Würzburg (#22/20-me). Le matériel de tissu tumoral de quatre patients atteints de GBM et d’un astrocytome, mutant IDH, patients de grade 2 de l’OMS du SNC (gliome de bas grade, LGG) (tableau 1) a été obtenu par chirurgie et traité selon le protocole suivant. Le processus automatisé de génération d’AOP à l’aide d’un hachoir à tissus est appelé hacheur (C) et le processus de coupe manuelle des tissus avec deux scalpels sous contrôle microscopique est manuel (M). Six sections de taille égale (1-2 cm³) ont été disséquées à partir de l’échantillon tumoral, puis chacune a été coupée en deux et traitée de manière homogène en utilisant les deux méthodes. En raison de l’hétérogénéité intratumorale susmentionnée, une plaque à 6 puits pour chaque approche a été générée à partir de chaque patient, chaque puits représentant des PDO d’un site différent dans la tumeur d’origine. Les deux procédures ont eu lieu sous une armoire à flux d’air laminaire et tous les instruments utilisés ont été stérilisés avant utilisation. La figure 1 illustre l’aperçu de l’approche.

1. Préparation des blocs d’agarose (pour l’approche C uniquement, facultatif)

1. Verser 50 mL de solution saline tamponnée au phosphate (PBS) dans un bécher, ajouter un comprimé d’agarose (voir le tableau des matières) et bien mélanger jusqu’à ce qu’il soit en suspension.
2. Faites chauffer le mélange au micro-ondes pendant 30-40 s, en évitant de bouillir. Refroidissez ensuite le mélange jusqu’à ce qu’il atteigne 47 °C.
3. Versez le mélange d’agarose dans un moule de coulée scellé en forme de cylindre et évitez toute formation de bulles. Refroidissez immédiatement le plâtre à l’aide d’une pince congelée (-20 °C) ou en le plaçant sur de la glace carbonique pendant 30 min.

2. Traitement du matériel tumoral

1. Préparez une boîte de glace pour refroidir le matériel tumoral sur le chemin de la salle d’opération au laboratoire.
2. Transférez le tissu tumoral (4-5 cm³) dans un tube stérile de 50 mL contenant 25 mL d’Hibernate A (voir le tableau des matériaux) recouvrant la tumeur et placez le tube dans la glacière.
3. Sous une armoire à flux d’air laminaire, transférez le matériel tumoral avec l’Hibernate A dans une boîte de Pétri en verre stérilisé.
4. Éliminez le tissu nécrotique et disséquez soigneusement les vaisseaux sanguins à l’aide d’un scalpel et d’une pince à tissus sous contrôle microscopique. Identifier les tissus nécrotiques par les zones hémorragiques présentant une teinte brunâtre résultant d’un saignement, ou les tissus présentant un aspect plus pâle ou plus blanc par rapport au tissu viable adjacent. Faites attention à ne pas serrer ou perturber les tissus.
5. Coupez le matériel tumoral en six morceaux d’une taille approximative de 1 à 2 cm³. Répartir les morceaux dans des boîtes de Pétri en plastique (n = 6) pré-remplies de 3 mL de milieu H-GPSA (tableau 2), chacune²². Placez les boîtes de Pétri sur de la glace.

3. Mise en place du hachoir à tissus

1. Positionnez la lame comme décrit dans le manuel du fabricant²³.
2. Ajustez l’épaisseur de la tranche à 0,45-0,50 mm. Réglez la force de la lame sur moyenne. Fixez le bouton de déverrouillage de la table en mode « démarrage ».

4. Traitement des morceaux de tissu tumoral

1. Traitement du tissu tumoral avec le hachoir (méthode C)
   1. Coupez les blocs d’agarose en cylindres de 2 cm de long et collez l’un de ces cylindres sur le hachoir en plastique circulaire à l’aide de la colle histoacrylique (voir tableau des matériaux).
   2. Créez un approfondissement dans le cylindre d’agarose à l’aide d’un scalpel, puis ajustez le tissu tumoral du premier puits (étape 2.5) dans cette fosse.
      REMARQUE : Le matériel tumoral doit être manipulé avec précaution et ne doit pas être pressé ou poussé dans l’espace. L’espace doit être suffisamment grand pour s’adapter facilement à la tumeur, mais suffisamment petit pour maintenir le matériau tumoral stable pendant le processus de coupe. Étapes 4.1.1. et 4.1.2. sont facultatifs.
   3. Positionnez le disque en plastique sur le disque de montage de la table de découpe (voir Tableau des matériaux).
   4. Allumez le hachoir et appuyez sur le bouton de réinitialisation. Le hachoir commence maintenant à couper (premier tour). La machine s’arrête automatiquement lorsque la table atteint la fin et que l’agarose et le tissu tumoral sont coupés au diamètre souhaité.
   5. Faites pivoter le disque de montage de 90°, puis réglez le bouton de la table de déverrouillage en mode de démarrage.
   6. Appuyez sur le bouton de réinitialisation et laissez la machine couper à nouveau le tissu en créant un tissu de forme rectangulaire (deuxième tour).
   7. Retirez le disque en plastique avec le matériau traité et faites pivoter soigneusement uniquement le tissu tumoral de 90° à l’aide d’une spatule à tissu.
   8. Placez le disque en plastique sur la table de découpe, puis réglez le bouton de la table de déverrouillage sur le mode de démarrage et appuyez sur le bouton de réinitialisation pour un dernier tour de coupe (troisième tour).
   9. Éteignez le hachoir et retirez le disque en plastique. Nettoyez le hachoir et les lames.
   10. À l’aide d’une pipette monocanal de 5 ml, aspirer le matériau traité avec le milieu dans la pipette et rincer la suspension dans le plat.
   11. Répétez l’étape précédente 2 à 3 fois pour séparer correctement le tissu.
   12. Remettez la boîte de Pétri sur de la glace et répétez les étapes (4.1.1-4.1.12.) avec les 5 autres boîtes de chaque tumeur.
2. Traitement manuel du tissu tumoral (méthode M)
   1. Transférez le tissu tumoral de la première boîte de Pétri en plastique (étape 2.5) avec 3 ml de milieu H-GPSA (tableau 2) dans une boîte de Pétri en verre. Disséquez le segment manuellement au microscope en sections de 0,5 mm à l’aide de deux scalpels.
   2. Transférer le tissu disséqué dans sa boîte de Pétri en plastique à l’aide d’une pipette de 2 ml.
   3. Répétez les étapes (4.2.1.-4.2.3.) pour les coupes tumorales dans les cinq autres boîtes de Pétri (étape 2.5).

5. Lavage du tissu tumoral

1. Inclinez chaque boîte de Pétri vers le haut à 45° et attendez 30 secondes jusqu’à ce que les morceaux de tumeur coulent au fond de la boîte.
2. Aspirer soigneusement 2,5 mL de milieu H-GPSA (Tableau 2) à l’aide d’une pipette de 1 mL et veiller à ne pas prélever de tissu tumoral.
3. Ajouter 2 mL de tampon de lyse des globules rouges (voir le tableau des matières) à chaque échantillon. Les morceaux tumoraux traités doivent être complètement recouverts d’un tampon de lyse.
4. Placez les 6 paraboles sur une machine à secouer orbital de laboratoire à vitesse lente pendant 10 min.
5. Aspirez soigneusement 2 ml du tampon de lyse pour ne pas absorber de tissu tumoral.
6. Répétez les étapes de lavage précédentes (étapes 5.1 à 5.5) deux fois en utilisant 2 mL de milieu H-GPSA (tableau 2) au lieu d’un tampon de lyse à chaque fois.

6. Culture du tissu tumoral

1. Aspirer le milieu H-GPSA (tableau 2) de chaque boîte et le remplacer par 4 mL de milieu PDO (tableau 2).
2. Transférer les morceaux de tissu de chaque plat dans un puits respectif d’une plaque à 6 puits à fixation ultra-basse (voir le tableau des matériaux).
3. Placez la plaque sur un agitateur orbital à l’intérieur d’un incubateur et incubez à 37 °C, 5 % de CO₂ et 150 tr/min pendant 2 à 4 semaines.
4. Effectuer un demi-changement de milieu tous les deux jours en aspirant 2 mL de milieu de chaque puits et en le remplaçant par 2 mL de milieu PDO frais (tableau 2) préchauffé à 37 °C.
5. Observez les tissus au microscope (morphologie, croissance, couleur moyenne) et coupez les PDO en croissance (>0,7 mm) ou les tissus adhésifs pour prévenir l’hypoxie tissulaire.
   1. Pour ce faire, transférez les PDO du puits d’attache ultra-bas dans une boîte de Pétri en verre stérilisé et utilisez un scalpel pour couper. Alternativement, les PDO adhésifs peuvent être résolus en les aspirant avec une pipette de 1 ml. Veillez à ne pas serrer les AOP et à les manipuler doucement.
6. Évaluez la formation d’AOP en comptant l’AOP tous les deux jours et vérifiez soigneusement la morphologie ronde souhaitée (figure 2).

7. Fixation et intégration des AOP

1. Fixer deux PDO de chaque puits de chaque patient avec du formol à 4 % pendant 24 heures après 6 semaines de culture.
2. Immerger les AOP fixées dans du formol à tampon neutre (phosphate de sodium) jusqu’à l’enrobage.
3. Placez chaque PDO dans une cassette (voir le tableau des matériaux) pour un traitement ultérieur.
4. Lancez un processus de déshydratation en immergeant la cassette dans les solutions suivantes comme mentionné dans la REMARQUE ci-dessous :
   REMARQUE : 50% d’éthanol pendant 20 min, 70% d’éthanol pendant 20 min, 80% d’éthanol pendant 20 min, 96% d’éthanol pendant 20 min, 100% d’éthanol pendant 20 min, 100% d’éthanol pendant 30 min, 100% éthanol + chloroforme (rapport 1:1) pendant 30 min, 100% éthanol + chloroforme (rapport 1:1) pendant 30 minutes, Chloroforme absolu pendant 30 min, Chloroforme absolu pendant 30 min, Paraffine pendant 30 min, paraffine pendant 30 min avec le STP 120.
5. Incorporer les AOP déshydratées dans de la cire de paraffine à 58-60 °C.
6. Coupez les PDO intégrés à 2,5 μm d’épaisseur et montez-les sur des lames pour la coloration.

8. Coloration par immunofluorescence

1. Montez les PDO après 6 semaines de culture.
2. Par la suite, effectuer une double coloration contre la protéine acide fibrillaire gliale (GFAP, dilution : 1:100) et le marqueur de prolifération Ki67 (dilution : 1:1000) (voir Tableau des matériaux), comme indiqué précédemment²².
3. De même, évaluer l’apoptose en double coloration des PDO contre GFAP et anti-caspase-3 (CC3, dilution : 1:400) (voir Tableau des matériaux).
4. Capturez des images des PDO à l’aide d’un microscope à fluorescence à un grossissement de 40x.
5. Analysez les images pour les cellules positives GFAP, Ki67 et CC3, ainsi que les cellules doublement positives GFAP/Ki67 et GFAP/CC3.
6. Utilisez le programme open-source Fiji (ImageJ-win 32) pour l’analyse d’images.

9. Évaluation et analyse des données

1. Capturez quotidiennement des images microscopiques en fond clair pendant la première semaine de culture avec des réglages standard et un grossissement de 5x.
2. Observez les changements morphologiques et suivez le processus de maturation dans des approches de traitement manuelles et automatisées.
3. Effectuez une analyse morphologique à l’aide du microscope en mode fond clair standard.
4. Évaluer le nombre et la morphologie des PDO au cours des 4 premières semaines de culture dans les AOP des cinq patients.
5. Obtenez trois lectures de chaque compte de PDO de chaque patient pour calculer la moyenne et l’erreur-type de la moyenne (MEB).
6. Étudier la prolifération et l’apoptose dans les PDO de trois patients.
7. Analyser les données à l’aide d’un logiciel statistique disponible dans le commerce (voir Tableau des matières).
8. Appliquer les tests Students-T et Mann-Whitney U pour déterminer les différences entre la génération manuelle et automatisée de PDO en termes de comptage, de prolifération et d’apoptose.

Quatre patients atteints de GBM et un patient atteint de LGG ont été inclus après confirmation pathologique par un neuropathologiste expérimenté (CMM). La majorité des patients avaient un promoteur MGMT non méthylé, et tous les patients atteints de GBM étaient de type sauvage IDH1 et IDH2 (tableau 1). En moyenne, le processus de fabrication a duré 88,8 min (+/- 6,3 min) en approche C et 322 min (+/- 17,2 min) en approche M. Le taux de réussite global était de 87 % dans l’approche manuelle et de 93 % dans l’approche par hachoir après 4 semaines de culture (n = 5). De plus, les PDO dérivées du groupe C ont atteint la forme arrondie souhaitée en 1 semaine et étaient suffisamment matures pour être utilisées dans des expériences in vitro , tandis que les PDO du groupe M sont restées pour la plupart fortement arrangées et indéfinies (Figure 2). Le tissu tumoral traité avec l’approche C a donné un total de 281 PDO (moyenne par patient = 56 +/- 43) après la première semaine de culture, tandis que 250 PDO (moyenne par patient = 50 +/- 41) se sont développées avec l’approche M. Au cours de la deuxième semaine de culture, les tissus des cinq patients ont donné un nombre de PDO plus élevé lorsqu’ils ont été générés avec l’approche C (801 ; Moyenne par patient = 130 +/- 38) par rapport à l’approche M (601 ; Moyenne par patient = 76 +/- 44 ; P = 0,018). Au cours de la troisième semaine de culture, l’approche C a accumulé au total 1105 PDO de tous les patients (moyenne par patient = 221 +/- 32) contre 771 PDO (moyenne par patient = 155 +/- 34) dans l’approche M (P = 0,032). De plus, un total de 1195 PDO (moyenne par patient = 239 +/- 50) se sont formés après quatre semaines de culture lorsqu’ils ont été générés avec l’approche C, contre 784 (moyenne par patient = 157 +/- 36) en utilisant l’approche M (P < 0,01). Par conséquent, la méthode C a montré un nombre significativement plus élevé de PDO à partir de la deuxième semaine (Figure 3). De plus, les fluctuations relatives du nombre d’AOP ont été évaluées afin d’explorer les tendances dynamiques entre les semaines successives. L’analyse a révélé une augmentation impressionnante du nombre de PDO au cours de la transition initiale de la première à la deuxième semaine dans l’approche C (265 %), ce qui indique des progrès rapides. Par la suite, il y a eu une augmentation plus faible des comptes au cours de la troisième semaine (75 %), ce qui reflète un ajustement temporaire. En revanche, l’approche M a démontré une augmentation constante et régulière du nombre de PDO (92 % au cours de la deuxième semaine, respectivement 67 % au cours de la troisième semaine), ce qui a contribué à une stabilité remarquable du nombre de personnes au cours de la quatrième semaine. Cette tendance à la hausse constante du nombre d’AOP souligne la fiabilité et la résilience de l’approche C tout au long de la période d’observation.

Deux patients atteints de GBM et un patient LGG ont été inclus pour l’analyse du nombre d’astrocytes (GFAP) dans les DO, de la prolifération des cellules PDO (Ki67) et de l’apoptose (CC3). Le nombre d’astrocytes déterminé n’a révélé aucune différence significative entre les deux méthodes de traitement, avec une moyenne de 43 % dans l’approche C et de 45 % dans l’approche M (Figure 4 et Figure 5, Figure supplémentaire 1 et Figure supplémentaire 2). De même, les taux de prolifération au sein des AOP étaient comparables entre les approches C (3 %) et M (1 %). Seules les PDO générées avec l’approche C du patient 5 présentaient un taux de prolifération de 26 % contre 1 % avec l’approche M (P = 0,001 ; Figure 4C). Dans l’ensemble, de faibles taux d’apoptose ont été détectés dans les OPP traitées avec l’approche C (3 %) contre 2 % avec l’approche M pour tous les patients, qui n’étaient pas significativement différents (Figure 5C). De plus, il n’y avait pas de différence significative entre les deux méthodes en ce qui concerne le nombre d’astrocytes subissant l’apoptose (Figure 5D).

Figure 1 : Aperçu graphique du processus de fabrication d’organoïdes dérivés de patients (PDO) à l’aide d’un hacheur automatisé par rapport à une approche manuelle. L’illustration représente les différentes étapes impliquées, y compris (A) le prélèvement d’échantillons, (B) la dissection du matériel tumoral, (C) le lavage et (D) l’incubation. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 2 : Morphologie de l’AOP au cours de la première semaine de culture. Comparaison de la formation des AOP après dissection à l’aide du broyeur automatisé et de la méthode manuelle. Barres d’échelle = 1000 μm. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 3 : Nombre d’AOP au cours des quatre premières semaines de culture. L’axe des x affiche le temps en semaines (W) et l’axe des y le nombre d’ODO de l’approche C (bleu) et M (rouge) (n = 5). Chaque point de données représente le nombre moyen, avec des barres d’erreur indiquant l’erreur type de la moyenne. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 4 : Taux de prolifération cellulaire dans les PDO (A) Images d’immunofluorescence représentatives (n = 3) des cellules GFAP positives (vert), Ki67 positives (rouge) et DAPI (bleu) dans les PDO des patients 3, 4 et 5 (Tableau 1). Toutes les AOP ont été traitées à l’aide des méthodes du hacheur (C) et manuelle (M). Barres d’échelle = 100 μm. (B) Comparaison des deux méthodes concernant le nombre relatif de cellules positives à la GFAP, (C) cellules positives au Ki67 et (D) cellules positives au Ki67/GFAP double. Les résultats non significatifs sont indiqués par « ns ». Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 5 : Taux d’apoptose dans les PDO (A) Images d’immunofluorescence représentatives (n = 3) des cellules GFAP positives (vert), CC3 positives (rouge) et DAPI (bleu) dans les PDO des patients 3, 4 et 5 (Tableau 1). Toutes les AOP ont été traitées à l’aide des méthodes du hacheur (C) et manuelle (M). Barres d’échelle = 100 μm. (B) Comparaison des deux méthodes concernant le nombre relatif de cellules positives à la GFAP, (C) cellules CC3 positives et (D) cellules CC3/GFAP doublement positives. Les résultats non significatifs sont indiqués par « ns ». Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Tableau 1 : Caractéristiques et paramètres cliniques des patients. GBM = glioblastome de type sauvage IDH, grade 4 de l’OMS du SNC ; LGG = gliome de bas grade ; KPS = score de performance de Karnofsky ; MGMT = O 6-méthylguanine-ADN méthyltransférase ; IDH1 = isocitrate déshydrogénase 1, IDH2 = isocitrate déshydrogénase 2, ATRX = α-thalassémie/retard mental, gène lié à l’X ; M = morphologie ; CC = nombre de cellules ; p = prolifération ; A = apoptose. Veuillez cliquer ici pour télécharger ce tableau.

Tableau 2 : Compositions moyennes. H-GPSA = Hibernate A-Glutamax pencillin streptomycine amphotéricine B. PDO = Organoïdes dérivés du patient DMEM : Dulbecco’s Modified Eagle’s Medium. NEAA : acides aminés non essentiels. Streptocoque stylo : Pénicilline/Streptomycine Veuillez cliquer ici pour télécharger ce tableau.

Tableau 3 : Aperçu des techniques utilisées pour générer des modèles de culture cellulaire. Veuillez cliquer ici pour télécharger ce tableau.

Figure supplémentaire 1 : Canaux individuels de coloration de la prolifération des DO. (A) DAPI (bleu), (B) cellules GFAP positives (vert), (C) cellules Ki67 positives (rouge) et (D) canal de recouvrement dans les PDO des patients 3, 4 et 5. Barres d’échelle = 100 μm. Veuillez cliquer ici pour télécharger ce fichier.

Figure supplémentaire 2 : Canaux individuels de coloration par apoptose des PDO. (A) DAPI (bleu), (B) cellules GFAP positives (vert), (C) cellules CC3 positives (rouge) et (D) canal de recouvrement dans les PDO des patients 3, 4 et 5. Barres d’échelle = 100 μm. Veuillez cliquer ici pour télécharger ce fichier.

Les auteurs n’ont rien à divulguer.