Method Article

Microgaufrage : un procédé pratique pour la fabrication de microcanaux sur la microfluidique à base de papier nanocellulosique

DOI:

10.3791/65965

⸱

October 6th, 2023

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1School of Advanced Technology, Xi’an Jiaotong - Liverpool University, 2Department of Electrical Engineering and Electronics, University of Liverpool, 3State Key Laboratory for Manufacturing Systems Engineering, Xi'an Jiaotong University, 4School of Intelligent Manufacturing and Smart Transportation, Suzhou City University

In This Article

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ce protocole décrit un processus simple qui utilise des micro-moules en plastique pratiques pour des opérations simples de microgaufrage afin de fabriquer des microcanaux sur du papier de cellulose nanofibrillé, atteignant une largeur minimale de 200 μm.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Le nanopapier, dérivé de la cellulose nanofibrillée, a suscité un intérêt considérable en tant que matériau prometteur pour les applications microfluidiques. Son attrait réside dans une gamme d’excellentes qualités, notamment une surface exceptionnellement lisse, une transparence optique exceptionnelle, une matrice de nanofibres uniforme avec une porosité à l’échelle nanométrique et des propriétés chimiques personnalisables. Malgré la croissance rapide de la microfluidique à base de nanopapier, les techniques actuelles utilisées pour créer des microcanaux sur le nanopapier, telles que l’impression 3D, le revêtement par pulvérisation ou la découpe et l’assemblage manuels, qui sont cruciales pour les applications pratiques, présentent encore certaines limites, notamment la sensibilité à la contamination. De plus, ces méthodes sont limitées à la production de canaux de taille millimétrique. Cette étude présente un processus simple qui utilise des micro-moules en plastique pratiques pour des opérations simples de microgaufrage afin de fabriquer des microcanaux sur du nanopapier, atteignant une largeur minimale de 200 μm. Le microcanal développé surpasse les approches existantes, en quadruplant l’amélioration et peut être fabriqué en 45 minutes. De plus, les paramètres de fabrication ont été optimisés et un tableau de référence rapide pratique est fourni aux développeurs d’applications. La preuve de concept d’un mélangeur laminaire, d’un générateur de gouttelettes et de dispositifs analytiques fonctionnels à base de nanopapier (NanoPAD) conçus pour la détection de la rhodamine B à l’aide de la spectroscopie Raman améliorée en surface a été démontrée. Notamment, les NanoPAD ont montré des performances exceptionnelles avec des limites de détection améliorées. Ces résultats exceptionnels peuvent être attribués aux propriétés optiques supérieures du nanopapier et à la méthode de microgaufrage précise récemment développée, permettant l’intégration et le réglage fin des NanoPAD.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Récemment, le papier de cellulose nanofibrillée (NFC) (nanopapier) est apparu comme un matériau de substrat très prometteur pour diverses applications telles que l’électronique flexible, les dispositifs énergétiques et les produits biomédicaux 1,2,3,4. Dérivé de plantes naturelles, le nanopapier est économique, biocompatible et biodégradable, ce qui en fait une alternative attrayante au papier cellulosique traditionnel 5,6. Ses propriétés exceptionnelles comprennent une surface ultra-lisse avec une rugosité de surface inférieure à 25 nm et une structure à matrice cellulosique dense, permettant la création de nanostructures hautement structurées7. D’abondants groupes hydroxyles de nanopapier contribuent à sa structure nanocellulosique compacte et serrée8. Le nanopapier présente une excellente transparence optique et une brume optique minimale, ce qui le rend bien adapté aux capteurs optiques. De plus, son hydrophilie inhérente permet un écoulement sans pompe, même avec sa structure épaisse, offrant un mouvement de fluide autonome 9,10. La nanocellulose a diverses applications dans les capteurs biologiques, les dispositifs électroniques conducteurs, les plateformes de culture cellulaire, les supercondensateurs, les batteries, etc., démontrant sa polyvalence et son potentiel11,12. En particulier, la nanocellulose est prometteuse pour les dispositifs microfluidiques analytiques à base de papier (μPAD), offrant des avantages uniques par rapport au papier de chromatographie conventionnel.

Au cours de la dernière décennie, les μPAD ont fait l’objet d’une attention particulière en raison de leur prix abordable, de leur biocompatibilité, de leur fonctionnement sans pompe et de leur facilité de production13,14. Ces appareils sont devenus des outils de diagnostic efficaces au point de service, en particulier dans les milieux à ressources limitées15,16,17. Une avancée significative dans ce domaine a été le développement de l’impression à la cire, mise au point par George Whitesides18 et le groupe de Bingcheng Lin19, permettant la création de μPAD fonctionnels en incorporant des microcanaux sur du papier de chromatographie. Par la suite, les μPAD ont rapidement évolué et diverses techniques de biodétection, y compris les méthodes électrochimiques 20, la chimiluminescence21 et le test immuno-enzymatique (ELISA)22,23,24, ont été mises en œuvre avec succès pour la détection de divers biomarqueurs tels que les protéines 25,26, l’ADN 27,28, les ARN 29,30 et exosomes31. Malgré ces réalisations, les μPAD sont toujours confrontés à des défis, notamment des vitesses d’écoulement lentes et l’évaporation des solvants.

Plusieurs méthodes ont été proposées pour créer des microcanaux sur du nanopapier32,33,34. Une approche consiste à imprimer en 3D des ingrédients sacrificiels dans le matériau, mais elle nécessite un revêtement hydrophobe qui limite le fonctionnement sans pompe33. Une autre technique consiste à empiler manuellement des couches de canaux entre des feuilles de nanopapier à l’aide de colle, ce qui demande beaucoup de main-d’œuvre32. Alternativement, le revêtement par pulvérisation de fibres de nanocellulose sur des moules pré-modelés peut créer des microcanaux, mais cela implique une préparation de moule longue et coûteuse34. Notamment, ces méthodes sont limitées aux microcanaux à l’échelle millimétrique, ce qui compromet les avantages des dispositifs microfluidiques en termes de consommation et d’intégration du volume de réactif. Le développement d’un procédé simple de structuration de microcanaux en nanopapier avec une résolution à l’échelle micrométrique reste un défi.

Cette étude présente une méthode unique de structuration de microcanaux en nanopapier basée sur le microgaufrage pratique. L’approche offre plusieurs avantages par rapport aux méthodes existantes, car elle ne nécessite aucun équipement coûteux ou spécialisé, est simple, rentable et très précise. Un moule à microcanaux convexe est fabriqué par découpe laser d’un film de polytétrafluoroéthylène (PTFE), connu pour son inertie chimique et ses propriétés antiadhésives. Ce moule est ensuite utilisé pour gaufrer des microcanaux sur une membrane de gel de nanopapier. Une deuxième couche de gel de nanopapier est appliquée sur le dessus pour créer des canaux creux fermés. À l’aide de cette technique de structuration, des dispositifs microfluidiques fondamentaux sur nanopapier sont développés, y compris un mélangeur laminaire et un générateur de gouttelettes. De plus, la fabrication de NanoPAD de microscopie Raman améliorée en surface (SERS) est démontrée. La création in situ d’un substrat SERS à base de nanoparticules d’argent est obtenue en introduisant deux réactifs chimiques (AgNO3 et NaBH4) dans les canaux, ce qui permet d’obtenir des performances remarquables avec de faibles limites de détection (LODs).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. Processus de microgaufrage pour la formation de motifs de microcanaux sur du nanopapier

  1. Préparation du moule
    REMARQUE : Reportez-vous à Yuan et al.12 pour plus de détails sur la préparation du moule.
    1. Préparez un film PTFE comme indiqué dans le tableau des matériaux.
    2. Découpez au laser le film PTFE préparé pour en faire un moule convexe à microcanaux (Figure 1A-I).
      REMARQUE : Les dimensions du moule en PTFE déterminent les dimensions des microcanaux (Figure 2E,F) dans une relation de fonction linéaire du premier ordre.
  2. Préparation du nanopapier
    1. Disperser 4,0 g de gel NFC oxydé (2,2,6,6-tétraméthylpipéridine-1-yl)oxyle (TEMPO) (voir le tableau des matériaux) dans de l’eau distillée (concentration finale de 0,1 % en poids).
    2. Remuez fortement la suspension à 120,8 x g pendant 30 min à température ambiante jusqu’à ce qu’il n’y ait plus de floc de cellulose visible.
    3. Filtrer sous vide la suspension transparente pour obtenir un gel de nanopapier (Figure 1A-II).
      REMARQUE : Dans cet exemple, le diamètre du gel de nanopapier obtenu est de 4 cm. Les NanoPAD peuvent être adaptés à diverses applications en sélectionnant des dispositifs de filtration par aspiration avec différents rayons, ce qui permet de concevoir des NanoPAD à différentes échelles.
  3. Gaufrage de gel de nanopapier
    1. Placez le moule en PTFE sur la surface du gel de nanopapier.
    2. Embosser le gel de nanopapier (Figure 1A-III) à l’aide du moule en PTFE par la presse à chaud pendant 10 min à chaque fois sous une pression et une température optimisées (Figure 2A-D).
      REMARQUE : Une pression de gaufrage plus élevée (250 kPa à 1000 kPa) améliore la précision de la fabrication, mais ne doit pas dépasser 1000 kPa pour éviter d’endommager la structure cellulosique. Des températures de gaufrage plus élevées (25-100 °C) améliorent la précision des microcanaux en favorisant la déshydratation et la décarburation, mais les températures ne doivent pas dépasser 75 °C pour éviter le froissement du gel et la réduction de la transmission de la lumière7. Dans cet exemple, les paramètres de gaufrage optimisés étaient de 750 kPa et 75 °C.
  4. Libération de la moisissure
    1. Décollez une couche supplémentaire de gel de nanopapier filtrant de la membrane filtrante (figure 1A-IV).
  5. Liaison
    1. Fixez la couche pelée sur la couche gaufrée de gel de nanopapier, en empilant les deux couches pour créer une structure de microcanal creux (Figure 1A-V).
      REMARQUE : La liaison hydrogène plus forte dans le nanopapier « de type gel » par rapport à la suspension de fibres et au nanopapier séché améliore l’enchevêtrement et l’adhérence des fibres de nanocellulose. Par conséquent, deux couches de nanopapier « gélifié » peuvent se lier étroitement par auto-diffusion sans force externe.
  6. Séchage
    1. Placer les deux couches de gel de nanopapier dans une étuve de séchage à 75 °C pendant environ 30 minutes (figure 1A-VI).

2. Construction de dispositifs microfluidiques fondamentaux

  1. Construction d’un mélangeur laminaire
    1. Préparez les NanoPAD avec des canaux droits et incurvés (Figure 3A) en suivant l’étape 1.
      REMARQUE : Dans cet exemple, les dimensions des canaux sont de 1 mm de largeur et de 50 μm de profondeur.
    2. Ajoutez simultanément des gouttelettes rouges et bleues dans les zones d’entrée, ce qui permet de s’écouler automatiquement dans le canal creux.
      NOTE : Le succès de l’écoulement indépendant des solutions rouges et bleues dans un canal droit et leur mélange à l’extrémité du canal courbe peuvent être attribués au faible nombre de Reynolds des couches dans les dispositifs microfluidiques et à l’écoulement radial induit par la contrainte de cisaillement35.
  2. Construction d’un générateur de gouttelettes
    1. Préparez les NanoPAD à deux entrées avec un canal de jonction en T (Figure 3D) conformément à l’étape 1.
    2. Introduire de l’eau et de l’hexadécane (huile), deux liquides non miscibles, dans les deux zones d’entrée du canal de jonction en T pour générer des gouttelettes (Figure 3E).
      REMARQUE : Dans cet exemple, les dimensions du canal de jonction en T sont de 1 mm de largeur, 25 mm de longueur et 50 μm de profondeur.
    3. Fixez la vitesse de Q 1 à 6 μL/min et la vitesse de Q2 à n × Q 1 (n =1-6). Utilisez deux pousse-seringues et réglez-les à la vitesse ci-dessus pour injecter de l’eau et de l’huile. Ce comportement est régi par l’équation de mise à l’échelle simple (fournie ci-dessous).
      REMARQUE : Dans cet exemple, de l’huile et de l’eau colorée ont été versées dans le canal36.
      figure-protocol-1
      Où α = 1, β = 1, L est la longueur, W est la largeur de la gouttelette, et Q1 et Q2 sont les débits d’eau et d’hexadécane, respectivement37,38.

3. Croissance in situ de l’AgNP

  1. Préparation des nanoPAD
    1. Préparez les NanoPAD à deux entrées avec une zone de détection convergente (Figure 4A) selon l’étape 1.
  2. Processus successif d’adsorption et de réaction de la couche ionique
    1. Préparer une solution d’AgNO3 de 20 mM et une solution de NaBH4 de 20 mM (voir le tableau des matériaux).
    2. Déposer 5 μL de la solution AgNO3 à 20 mM dans la zone d’entrée gauche du canal d’écoulement.
    3. Laisser la solution AgNO3 dans la zone de réaction pendant 30 s.
      REMARQUE : Répétez les étapes 3.2.2. et 3.2.3. cinq fois pour assurer une distribution uniforme des AgNPs sans agglomération, ce qui pourrait expliquer l’intensité plus élevée de la bande.
    4. Déposez 5 μL d’eau distillée dans la zone d’entrée gauche du canal d’écoulement pour le rinçage.
      REMARQUE : Répétez l’étape 3.2.4. trois fois pour assurer l’élimination des ions Ag excessifs et non absorbés par lavage.
    5. Ajouter 5 μL de la solution de NaBH4 à 20 mM dans la zone d’entrée droite du canal d’écoulement.
      REMARQUE : Répétez l’étape 3.2.5. jusqu’à ce que les AgNPs soient générés uniformément dans la zone de réaction. Les réactions chimiques impliquées à l’étape 3 sont représentées par la formule suivante39 :
      figure-protocol-2

      Dans cet exemple, des réseaux AgNP denses, uniformes et bien structurés ont été formés sur les NanoPAD (Figure 4B). Le diamètre moyen des AgNPs était de 55 nm (figure 4C).

4. Mesure du SERS

  1. Préparation du système de spectroscopie Raman
    1. Allumez le laser et lancez le logiciel d’accompagnement du spectromètre Raman (voir Tableau des matériaux).
    2. Utilisez un objectif 50x pour focaliser et collecter les signaux Raman et un laser 532 nm pour l’excitation.
    3. Réglez la résolution spectrale sur 2 cm-1 pour une mesure précise. Définissez la plage de mesure du spectre Raman de 400 cm-1 à 600 cm−1.
    4. Calibrer le spectromètre Raman à l’aide d’une plaquette de silicium12.
      REMARQUE : Effectuez l’étape 4.1. pour l’étape 4.2.
  2. Mesure de la rhodamine B (RhB)
    1. Dissoudre 4,7 mg de RhB (voir le tableau des matériaux) dans 10 mL d’éthanol pour préparer une solution de 1 mM de RhB.
    2. Préparer une série de solutions de RhB avec des concentrations allant de 10 μM à 0,1 pM en diluant la solution de 1 mM de RhB dans l’éthanol.
    3. Ajouter 5 μL de la solution de RhB dans la zone d’entrée du canal NanoPADs et laisser sécher.
      REMARQUE : Répétez l’étape 4.2.3. pour les solutions de RhB de différentes concentrations indiquées à l’étape 4.2.2.
    4. Réglez le temps d’excitation sur 10 s, le réseau sur 2 cm−1 et le nombre de cycles sur 1. Définissez la plage de mesure du spectre Raman de 500 cm-1 à 1800 cm−1.
    5. Ajustez individuellement la vis de mise au point grossière et la vis de mise au point fine pour obtenir une mise au point correcte, puis cliquez sur arrêter pour enregistrer la position.
    6. Cliquez sur démarrer pour commencer la mesure.
    7. Répétez les mesures sept fois et enregistrez les données collectées.
    8. Éteignez le laser.
  3. Analyse des données
    1. Importez les données sauvegardées dans le logiciel d’analyse de données (voir Tableau des matériaux).
    2. Calculez le spectre moyen à partir des données enregistrées.
    3. Sélectionnez l’option de dépouille de ligne pour tracer des spectres Raman.
    4. Utilisez l’outil Analyseur de crête pour définir la ligne de base des spectres.
    5. Appliquez la fonction Signal process - Smooth (Processus de signal - Lissage ) pour lisser les spectres afin d’obtenir des résultats finaux.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Results

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Une méthode unique pour créer des motifs de microcanaux sur du nanopapier a été mise au point en utilisant les micro-moules en plastique pratiques grâce à la technique pratique de microgaufrage. Notamment, cette méthode permet d’obtenir des motifs de microcanaux à une échelle aussi petite que 200 μm, ce qui représente une amélioration quadruple par rapport aux méthodes existantes32,33,34. Après avoir affiné les paramètres de mod...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

L’objectif principal de cette étude est de développer une méthode simple pour fabriquer des microcanaux sur du nanopapier. Une technique de gaufrage efficace a été mise au point en utilisant le PTFE comme moule pour relever ce défi12. En optimisant la température et la pression de gaufrage, une série d’expériences ont été menées pour établir un processus de fabrication fiable pour les NanoPAD. De plus, l’utilisation d’un tableau de référence rapide pour ajuster les applications des NanoPAD dans di...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Disclosures

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Acknowledgements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Les auteurs reconnaissent le soutien financier des programmes de la Fondation des sciences naturelles de l’enseignement supérieur du Jiangsu (22KJB460033) et du Programme des sciences et technologies du Jiangsu - Young Scholar (BK20200251). Ce travail est également partiellement soutenu par le Centre de recherche de l’Université de l’IA XJTLU, le Centre de recherche en ingénierie de la science des données et du calcul cognitif de la province du Jiangsu à XJTLU et la plate-forme d’innovation en IA SIP (YZCXPT2022103). Le soutien du Laboratoire clé d’État pour l’ingénierie des systèmes de fabrication par le biais du projet ouvert (SKLMS2023019) et du Laboratoire clé d’ingénierie bionique du ministère de l’Éducation, est également reconnu.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
AgNO3  ;Hushi (Shanghai, Chine)7761-88-8>99 %
EthanolHushi (Shanghai, Chine)64-17-5>99
 %HexadecaneMacklin (Shanghai, Chine)544-76-3>99 %
Logiciel LabSpecHoriba (Japon)LabSpec5
MelamineMacklin (Shanghai, Chine)108-78-1>99 %
NaBH4Aladdin (Shanghai, Chine)16940-66-2>99 %
Logiciel de laboratoire OriginLab(États-Unis)
Polyéthylène téréphtalate (PET)  ;Myers Industries (Akron, États-Unis)
Films de polytétrafluoroéthylèneShenzhen Huashenglong plastic material Co., Ltd. (Shenzhen, Chine)de film de téflon
EMD Millipore Corporation (États-Unis)VVLP04700taille des pores : 0,1 &mu ; m
Spectromètre RamanHoriba (Japon)Xplo RA
Rhodamine BMacklin (Shanghai, Chine)81-88-9>95
 %Microscopie électronique à balayage (MEB)FEI(USA)Scios 2 HiVac
Silicon waferHoriba (Japon)Diamètre : 5 mm
Suspension NFC oxydée TEMPOUniversité des sciences ettechnologies de Tianjin1,0 % en poids de solide, teneur en carboxylate 2,0 mmol/g de solide, diamètre moyen des nanofibres : 10 nm
Membrane filtrante en PVDF

References

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Zhu, H., Fang, Z., Preston, C., Li, Y., Hu, L. Transparent paper: fabrications, properties, and device applications. Energy & Environmental Science. 7 (1), 269-287 (2013).
  2. Nogi, M., Iwamoto, S., Nakagaito, A. N., Yano, H. Optically transparent nanofiber paper. Advanced Materials. 21 (16), 1595-1598 (2009).
  3. Li, X., et al. Three-dimensional sulfated bacterial cellulose/gelatin composite scaffolds for culturing hepatocytes. Cyborg and Bionic Systems. 4, 0021(2023).
  4. Barhoum, A., Samyn, P., Öhlund, T., Dufresne, A. Review of recent research on flexible multifunctional nanopapers. Nanoscale. 9 (40), 15181-15205 (2017).
  5. Dufresne, A. Nanocellulose: a new ageless bionanomaterial. Materials Today. 16 (6), 220-227 (2013).
  6. Martin-Martinez, F. J. Designing nanocellulose materials from the molecular scale. Proceedings of the National Academy of Sciences. 115 (28), 7174-7175 (2018).
  7. Sehaqui, H., Liu, A., Zhou, Q., Berglund, L. A. Fast preparation procedure for large, flat cellulose and cellulose/inorganic nanopaper structures. Biomacromolecules. 11 (9), 2195-2198 (2010).
  8. Fang, Z., et al. Novel nanostructured paper with ultrahigh transparency and ultrahigh haze for solar cells. Nano Letters. 14 (2), 765-773 (2014).
  9. Zheng, G., et al. Nanostructured paper for flexible energy and electronic devices. MRS Bulletin. 38 (4), 320-325 (2013).
  10. Chen, L., Ying, B., Song, P., Liu, X. A nanocellulose-paper-based sers multiwell plate with high sensitivity and high signal homogeneity. Advanced Materials Interfaces. 6 (24), 1901346(2019).
  11. Koga, H., et al. Transparent, conductive, and printable composites consisting of tempo-oxidized nanocellulose and carbon nanotube. Biomacromolecules. 14 (4), 1160-1165 (2013).
  12. Yuan, W., et al. Facile microembossing process for microchannel fabrication for nanocellulose-paper-based microfluidics. ACS Applied Materials & Interfaces. 15 (5), 6420-6430 (2023).
  13. Rolland, J. P., Mourey, D. A. Paper as a novel material platform for devices. MRS Bulletin. 38 (4), 299-305 (2013).
  14. Martinez, A. W., Phillips, S. T., Butte, M. J., Whitesides, G. M. Patterned paper as a platform for inexpensive, low-volume, portable bioassays. Angewandte Chemie International Edition. 46 (8), 1318-1320 (2007).
  15. Chin, C. D., Linder, V., Sia, S. K. Lab-on-a-chip devices for global health: past studies and future opportunities. Lab on a Chip. 7 (1), 41-57 (2006).
  16. Chin, C. D., et al. Microfluidics-based diagnostics of infectious diseases in the developing world. Nature Medicine. 17 (8), 1015-1019 (2011).
  17. Martinez, A. W., Phillips, S. T., Whitesides, G. M., Carrilho, E. Diagnostics for the developing world: microfluidic paper-based analytical devices. Analytical Chemistry. 82 (1), 3-10 (2010).
  18. Carrilho, E., Martinez, A. W., Whitesides, G. M. Understanding wax printing: a simple micropatterning process for paper-based microfluidics. Analytical Chemistry. 81 (16), 7091-7095 (2009).
  19. Lu, Y., Shi, W., Qin, J., Lin, B. Fabrication and characterization of paper-based microfluidics prepared in nitrocellulose membrane by wax printing. Analytical Chemistry. 82 (1), 329-335 (2010).
  20. Li, X., Zhao, C., Liu, X. A paper-based microfluidic biosensor integrating zinc oxide nanowires for electrochemical glucose detection. Microsystems & Nanoengineering. 1 (1), 1-7 (2015).
  21. Nie, Z., et al. Electrochemical sensing in paper-based microfluidic devices. Lab on a Chip. 10 (4), 477-483 (2010).
  22. Cai, T., et al. A paper-based microfluidic analytical device with a highly integrated on-chip valve for autonomous ELISA. 2022 IEEE 35th International Conference on Micro Electro Mechanical Systems Conference (MEMS). , 271-274 (2022).
  23. Murdock, R. C., et al. Optimization of a paper-based ELISA for a human performance biomarker). Analytical Chemistry. 85 (23), 11634-11642 (2013).
  24. Cheng, C. M., et al. Paper-based ELISA. Angewandte Chemie. 122 (28), 4881-4884 (2010).
  25. Holstein, C. A., et al. Immobilizing affinity proteins to nitrocellulose: a toolbox for paper-based assay developers. Analytical and Bioanalytical Chemistry. 408 (5), 1335-1346 (2016).
  26. Tenda, K., et al. Paper-based antibody detection devices using bioluminescent bret-switching sensor proteins. Angewandte Chemie International Edition. 57 (47), 15369-15373 (2018).
  27. Gong, M. M., Nosrati, R., San Gabriel, M. C., Zini, A., Sinton, D. Direct DNA Analysis with paper-based ion concentration polarization. Journal of the American Chemical Society. 137 (43), 13913-13919 (2015).
  28. Gan, W., et al. A filter paper-based microdevice for low-cost, rapid, and automated DNA extraction and amplification from diverse sample types. Lab on a Chip. 14 (19), 3719-3728 (2014).
  29. Liu, Y., et al. Fluorescent paper-based analytical devices for ultra-sensitive dual-type RNA detections and accurate gastric cancer screening. Biosensors and Bioelectronics. 197, 113781(2022).
  30. Yuan, H., et al. Microfluidic-assisted Caenorhabditis elegans sorting: current status and future prospects. Cyborg and Bionic Systems. 4, 0011(2023).
  31. Kim, H., et al. Origami-paper-based device for microvesicle/exosome preconcentration and isolation. Lab on a Chip. 19 (23), 3917-3921 (2019).
  32. Ying, B., et al. NanoPADs and nanoFACEs: an optically transparent nanopaper-based device for biomedical applications. Lab on a Chip. 20 (18), 3322-3333 (2020).
  33. Shin, S., Hyun, J. Matrix-assisted three-dimensional printing of cellulose nanofibers for paper microfluidics. ACS Applied Materials & Interfaces. 9 (31), 26438-26446 (2017).
  34. Browne, C., Garnier, G., Batchelor, W. Moulding of micropatterned nanocellulose films and their application in fluid handling. Journal of Colloid and Interface Science. 587, 162-172 (2021).
  35. Paul, R., et al. Shear stress related blood damage in laminar couette flow. Artificial Organs. 27 (6), 517-529 (2003).
  36. Thuo, M. M., et al. Fabrication of low-cost paper-based microfluidic devices by embossing or cut-and-stack methods. Chemistry of Materials. 26 (14), 4230-4237 (2014).
  37. Garstecki, P., Fuerstman, M. J., Stone, H. A., Whitesides, G. M. Formation of droplets and bubbles in a microfluidic T-junction-scaling and mechanism of break-up. Lab on a Chip. 6 (3), 437-446 (2006).
  38. Nisisako, T., Torii, T., Higuchi, T. Droplet formation in a microchannel network. Lab on a Chip. 2 (1), 24-26 (2002).
  39. Wang, Y., Zhang, X., Wen, G., Liang, A., Jiang, Z. Facile synthesis of a highly SERS active nanosilver sol using microwaves and its application in the detection of E. coli using Victoria blue B as a molecular probe. Analytical Methods. 8 (24), 4881-4887 (2016).
  40. Pham, T. T. H., Dien, N. D., Vu, X. H. Facile synthesis of silver/gold alloy nanoparticles for ultra-sensitive rhodamine B detection. RSC Advances. 11 (35), 21475-21488 (2021).
  41. Li, D., Li, D. W., Li, Y., Fossey, J. S., Long, Y. T. Cyclic electroplating and stripping of silver on Au@SiO2 core/shell nanoparticles for sensitive and recyclable substrate of surface-enhanced Raman scattering. Journal of Materials Chemistry. 20 (18), 3688-3693 (2010).
  42. Sun, C. H., Wang, M. L., Feng, Q., Liu, W., Xu, C. X. Surface-enhanced Raman scattering (SERS) study on Rhodamine B adsorbed on different substrates. Russian Journal of Physical Chemistry A. 89 (2), 291-296 (2015).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Tags

Nanocellulose PaperMicroembossing ProcessMicrofluidic DevicesMicrochannel FabricationNanopaper MicrofluidicsSurface Enhanced RamanMicrochannel PatterningPTFE MoldLaminar MixerDroplet Generator

Related Articles